2020, Vol. 40
文章信息
- 何天友, 于增金, 沈少炎, 荣俊冬, 陈礼光, 郑郁善
- HE Tianyou, YU Zengjin, SHEN Shaoyan, RONG Jundong, CHEN Liguang, ZHENG Yushan
- 花吊丝竹对干旱胁迫的光合和生理响应
- Photosynthetic and physiological responses of Dendrocalamus minor var. amoenus to drought stress
- 森林与环境学报,2020, 40(1): 68-75.
- Journal of Forest and Environment,2020, 40(1): 68-75.
- http://dx.doi.org/10.13324/j.cnki.jfcf.2020.01.010
-
文章历史
- 收稿日期: 2019-09-03
- 修回日期: 2019-10-08
2. 福建农林大学林学院, 福建 福州 350002
2. College of Forestry, Fujian Agriculture and Forestry University, Fuzhou, Fujian 350002, China
竹类资源在我国南方森林资源中占有重要地位，在保护生态环境和协调区域经济发展中起到至关重要的作用[1]。竹子在其生长周期内，通常会遭受各种环境胁迫，而水分则是制约其生长发育的一个重要影响因子，较重的水分胁迫能使竹类植物的形态结构发生改变，破坏植物叶绿体结构和功能，阻碍植物光合碳同化进程，制约光合产物的合成，对竹子的生长和发育产生抑制作用[2-3]。当前针对竹类植物的抗旱研究已有报道，杜澜等[4]对绿竹[Dendrocalamopsis oldhami (Munro) Keng f.]进行抗旱性研究，发现随干旱胁迫程度加重，绿竹的抗氧化酶活性升高，均与干旱胁迫程度呈正相关。张磊等[5]的研究结果表明，干旱胁迫下毛竹[Phyllostachys edulis (Carrière)J. Houz. ]光合速率及叶绿素含量都会显著下降，严重时会破坏叶片叶绿体的结构。刘济明等[6]研究发现，干旱胁迫时小蓬竹(Drepanostachyum luodianense T. P. Yi et R. S. Wang)能够通过增加渗透调节物质的含量及保护酶间的协调作用，以实现对干旱胁迫较强的忍耐性和较好的适应性。因此，深入了解干旱胁迫下竹类植物的抗旱机理和植物叶片细胞对干旱胁迫的响应机制，对培育优良抗旱性的竹类植物资源具有重要的现实意义。
花吊丝竹[Dendrocalamus minor var. amoenus (Q. H. Dai et C. F. Huang) Hsueh et D. Z. Li]为竹亚科(Bambusoideae)牡竹属植物，具有较快的生长繁殖能力、较强的适应性以及蓄水保土等特性，是园林观赏的重要竹种之一，广泛栽培于我国广东、贵州、广西等地，在福建沿海沙地与木麻黄和马尾松进行混交种植形成沿海防护林，防风固沙的效果十分显著[7-8]。现阶段，有关花吊丝竹的研究主要集中在生理生化、种植技术、组织培养以及蛋白组学等几个方面[9-12]。然而，我国东南沿海地区夏季易发生高温干旱，且沿海沙地土壤的保水保肥能力较低，容易造成母竹成活率低和出笋率低，而关于花吊丝竹对干旱胁迫的光合和生理响应的研究则未见报道。为此，本研究分析了干旱胁迫下，花吊丝竹植株的光合作用参数、叶绿素荧光参数、相关酶类活性和脯氨酸含量的变化，有利于阐明其光能转化、利用与抗旱机理，以期丰富花吊丝竹的水分和逆境生理的研究内容，为花吊丝竹栽培种植及水分管理提供理论参考。
1 材料与方法 1.1 试验地概况及试验设计本试验所用的花吊丝竹于2015年11月初取自福建省东山县赤山国有林场沿海沙地的竹类防护林内，挑选15株长势较一致、无病虫害的2年生母竹，移植回福建农林大学竹类研究所大棚内，栽植于塑料盆内，盆的规格为180 mm(高)×240 mm(直径)，土壤为基质与泥炭土2:1的混合营养基质，且所有苗木均进行常规养护管理。缓苗期过后，在开展试验前1 d，苗木的土壤浇水至最大田间持水量，于2016年7月10日，取6盆花吊丝竹进行自然耗水的干旱胁迫处理，另取6盆为对照组每天正常浇水。在干旱胁迫处理后0、5、10、15、20、23、26、30 d，检测天气均是晴朗的上午，选取花吊丝竹中上部形状完整、长势一致的功能叶片进行光合和叶绿素荧光参数的测定。于处理后0、5、10、20、30 d的早上8:30，选取花吊丝竹中上部其余的成熟叶3片用液氮速冻并贮藏于超低温冰箱中用于酶类活性和脯氨酸含量测定。
1.2 试验方法 1.2.1 土壤含水量及叶片水势的测定利用TZS土壤水分测定仪(托普，中国)在土层深10 cm处进行测定土壤含水量(soil water content, SWC)；利用WP4-T露点水势仪(Decagon，USA)对不同处理的花吊丝竹中上部正常生长、长势一致的功能叶片进行叶片水势(leaf water potential，LWP)测定。
1.2.2 叶片光合作用的测定利用Li-6400XT便携式光合测量系统(Li-Cor，USA)，于天气晴朗的上午8:30—11:30测定花吊丝竹叶片的净光合速率(Pn)、胞间CO2浓度(Ci)、气孔导度(Gs)及蒸腾速率(Tr)等指标，每小时测定1次，设定光强梯度1 200 μmol·m-2·s-1，计算叶片水分利用效率(water use efficiency，WUE)及气孔限制值(stomata limitation，Ls)，每个处理3次重复。
1.2.3 叶绿素荧光参数的测定挑选花吊丝竹中上部受光较一致的功能叶3~4片，利用便携式脉冲调制叶绿素荧光仪(OPTI-Sciences OS5P，USA)于天气晴朗的上午8:30—11:30进行叶绿素荧光参数测定。在光照充足条件下进行，将叶夹夹在叶片中部，叶片暗适应30 min后，先测定吸光系数、初始荧光(Fo)，照射一个饱和脉冲光(2 500 μmol·m-2·s-1)后，测量最大荧光(Fm)。同时在Kinetic模式下测定非光化学淬灭系数(qN)。充分光适应的表观电子传递的相对速率(electron transport rate，ETR)、PSⅡ的最大光化学效率(Fv/Fm)和PSⅡ实际光化学效率(ΦPSⅡ)均由仪器自动给出。
1.2.4 抗氧化系统相关指标的测定超氧化物歧化酶(superoxide dismutase，SOD)活性的测定采用氮蓝四唑光还原法[13]，过氧化氢酶(catalase，CAT)活性的测定采用紫外吸收法[13]，丙二醛(malondialdehyde，MDA)含量的测定采用硫代巴比妥酸法[13]，脯氨酸(proline，Pro)含量的测定采用磺基水杨酸法[14]。
1.3 数据处理采用SPSS 19.0和Excel 2010等软件对试验数据进行单因素方差分析、相关性分析。
2 结果与分析 2.1 干旱胁迫下花吊丝竹土壤含水量及叶片水势的变化由表 1可知，随着干旱胁迫时间的延长，处理组中土壤含水量先急速下降后趋于平缓，而对照组除第15天土壤含水量显著(P＜0.05)高于其他外，其余对照组土壤含水量均维持在30.567%~32.900%之间，彼此间差异不显著(P>0.05)；同期处理组的叶片水势呈显著(P＜0.05)下降趋势，而对照组的叶片水势则均维持在-1.043~-1.237 MPa之间，彼此间差异不显著(P>0.05)。胁迫时间在20~30 d时，处理组的土壤含水量的下降幅度小于叶片水势的下降幅度。
| 胁迫时间 Stress time/d |
土壤含水量Soil water content/% | 叶片水势Leaf water potential/MPa | |||
| 对照Control | 处理Treatment | 对照Control | 处理Treatment | ||
| 0 | 30.867±1.858b | 30.867±1.858a | -1.237±0.075a | -1.143±0.101a | |
| 5 | 30.567±2.793b | 22.267±1.498b | -1.050±0.105a | -2.037±0.097b | |
| 10 | 32.433±3.889b | 14.200±0.900c | -1.237±0.095a | -2.853±0.078c | |
| 15 | 37.733±0.252a | 6.267±0.896d | -1.043±0.196a | -3.350±0.325d | |
| 20 | 31.867±2.346b | 4.600±0.436d | -1.207±0.195a | -3.983±0.123e | |
| 23 | 30.967±1.38b | 2.633±0.850e | -1.087±0.120a | -4.427±0.165f | |
| 26 | 31.500±0.954b | 0.833±0.058f | -1.213±0.112a | -4.930±0.229g | |
| 30 | 32.900±1.572b | 0.433±0.058f | -1.187±0.110a | -5.650±0.161h | |
| 注：同列数值不同小写字母表示处理间差异显著，P＜0.05。Notes: different lowercase letters within the same column indicate significant difference between treatment，P＜0.05. | |||||
随着干旱胁迫时间的延长，处理组叶片的Pn、Gs和Tr整体呈下降趋势[图 1(a), (b), (c)]。Pn随着胁迫时间的延长呈整体波动下降的趋势，但在第10、23天出现了波峰，而对照组的Pn在第20天也出现了波峰，这说明Pn与土壤持水量未呈线性关系[图 1(a)]。随着干旱胁迫时间的延长，叶片Pn下降的幅度远大于Tr和Gs，这说明Pn对干旱胁迫程度的响应较Gs和Tr更敏感。在第0~23天处理组叶片的Ci与对照组无显著差异(P>0.05)，第23~30天呈先下降后急剧上升的趋势，在第30天达到最高值(395.68 μmol·mol-1)并超过对照组，此时是由于干旱胁迫较重导致花吊丝竹叶片的细胞结构受到物理损伤[图 1(c)]；在第0~20天时叶片的WUE整体呈缓慢下降的趋势，第20~30天时呈先急剧上升后急剧下降的趋势，在第26天达到最高值，之后开始急剧下降并低于对照组，这说明此时花吊丝竹正遭受较重的干旱胁迫，使叶片Pn的下降幅度远大于Tr[图 1(e)]；而在第0~26天时叶片的Ls整体呈上升的趋势，并在第26天出现最高值，之后急剧下降并远低于对照组，在第30天下降到最低值，干旱胁迫期间叶片Ci和Ls整体呈现相反的趋势，这说明花吊丝竹叶片的光合作用在干旱胁迫26 d时由气孔限制因素转变为非气孔限制因素(图 1)。综上可知，随着干旱胁迫时间的延长，SWC的下降，叶片的Pn、Gs和Tr整体呈显著降低(P＜0.05)的趋势，而其余叶片的光合参数也出现了相应的波动。
|
图 1 干旱胁迫下花吊丝竹叶片光合作用参数的变化 Fig. 1 Leaf photosynthesis parameter change of D. minor var. amoenus under drought stress |
由表 2可知，SWC与叶片LWP、Pn、Gs、Tr之间呈极显著正相关关系(P＜0.01)，与叶片Ci、WUE、Ls之间相关性不显著，叶片Pn与Gs、Tr之间呈极显著正相关关系(P＜0.01)，同时叶片Ci和WUE、Ls间，叶片WUE与Ls间也呈极显著正相关关系(P＜0.01)。
| 指数 Index |
叶片水势 LWP |
土壤含水率 SWC |
净光合速率 Pn |
气孔导度 Gs |
胞间CO2浓度 Ci |
蒸腾速率 Tr |
水分利用效率 WUE |
| 土壤含水率SWC | 0.985** | ||||||
| 净光合速率Pn | 0.899** | 0.904** | |||||
| 气孔导度Gs | 0.921** | 0.910** | 0.953** | ||||
| 胞间CO2浓度Ci | 0.170 | 0.167 | 0.196 | 0.274 | |||
| 蒸腾速率Tr | 0.910** | 0.908** | 0.914** | 0.962** | 0.302 | ||
| 水分利用效率WUE | 0.195 | 0.220 | 0.375 | 0.180 | -0.613** | 0.076 | |
| 气孔限制值Ls | -0.170 | -0.167 | -0.196 | -0.274 | -1.000** | -0.302 | 0.613** |
随着干旱胁迫时间的延长，在第0~20天时处理组和对照组的叶片Fo整体变化趋势相同，二者间差异不显著(P>0.05)，在第20~30天时处理组的叶片Fo呈显著上升趋势，并在第30天达到最高值，而对照组Fo未发生显著变化[图 2(a)]；同时，叶片Fm在干旱胁迫第10天达到第一个最小峰值，之后随胁迫时间延长，叶片Fm在干旱胁迫的第10~26天逐渐降低并达到最低值，其中在干旱胁迫的第20~26天下降的幅度最大，此外叶片Fo和Fm在第20~30天间呈现相反的变化趋势[图 2(b)]；随着胁迫程度加深，处理组花吊丝竹叶片的PSⅡ最大光化学效率(Fv/Fm)、实际光化学效率(ΦPSⅡ)均呈现整体波动下降的趋势，均在第30天达到最低值，与刚开始胁迫的第0天相比，Fv/Fm和ΦPSⅡ分别下降了24.6%和80.0%，此外，处理组在第0~20天时，Fv/Fm的值维持在相对较高的水平，在第20天出现显著下降的趋势(P＜0.05)，处理组在第0~26天时的ΦPSⅡ值较高，在第26~30天时呈显著下降(P＜0.05)趋势，而对照组在第0~30天的ΦPSⅡ值并未发生显著的变化(P>0.05)[图 2(c), (d)]；非光化学猝灭系数(qN)、表观光合电子传递速率(ETR)在干旱胁迫期间整体均呈下降趋势，在第0~15天时处理组叶片的qN、ETR整体变化不大[图 2(e), (f)]，在第15~30天均呈显著下降趋势(P＜0.05)，对照组叶片的qN、ETR整体变化不大。综上可知，土壤含水量的变化对花吊丝竹叶片叶绿素荧光参数具有重要的影响。
|
图 2 干旱胁迫下花吊丝竹叶片叶绿素荧光参数的变化 Fig. 2 Chlorophyll fuorescence parameter change in the leaves of D. minor var. amoenus under drought stress |
随干旱胁迫时间的延长，处理组叶片Pro含量整体呈上升的趋势[图 3(a)]。在前5 d，此时干旱胁迫程度较轻，叶片Pro含量增加的速度较慢，处理组与对照组叶片Pro含量彼此间差异不显著(P>0.05)。在第10~30天时，胁迫程度加重，SWC急剧下降，Pro含量显著增加(P＜0.05)，并在第30天达到最大峰值，是对照组的15倍，而同期对照组Pro含量变化不大(P>0.05)；随干旱胁迫时间的延长，处理组叶片SOD含量呈现先升后降的趋势[图 3(b)]。处理组在第0~10天时，叶片的SOD含量显著上升(P＜0.05)，并在胁迫的第10天出现最高峰，是同期对照组的的1.4倍，之后开始下降，在第30天时，处理组与对照组叶片的SOD含量彼此间差异不显著(P>0.05)；随着胁迫时间的延长，处理组叶片CAT含量变化整体上与SOD趋同，都呈先升后降的趋势，而对照组叶片CAT含量彼此间差异较小[图 3(c)]。处理组在第0~10天时，叶片CAT含量显著上升(P＜0.05)，并在第10天时出先峰值，是同期对照组的7.3倍，之后CAT含量逐渐下降；胁迫试验期间，对照组叶片MDA含量彼此差异不显著(P>0.05)，而处理组MDA含量整体呈显著上升的趋势(P＜0.05)[图 3(d)]。处理组在第0~10天的MDA含量增长较缓，之后便迅速上升，并在第30天时达到最高值(14.6 nmol·mg-1)，是对照组的3.0倍。
|
图 3 干旱胁迫下花吊丝竹叶片相关抗性指标的变化 Fig. 3 Effects of drought stress on the leaf relative resistance index of D. minor var. amoenus |
干旱胁迫根本上是因为土壤含水量亏缺严重，无法补偿植物叶片因蒸腾作用而损耗的水分，导致叶片细胞脱水而受到一定程度的物理损伤，对植物的正常生长及生理进程造成不同程度的影响[15]。本研究发现，在干旱胁迫期间，土壤含水量逐渐降低，叶片的Pn整体上也随之降低，但在第10和第23天时，叶片的Pn出现了一些幅动，说明夏季的温度、湿度等生态因子对花吊丝竹Pn产生一定的影响，这一研究结果与李瑞姣等[16]人对日本荚蒾(Viburnum japonicum Spreng.)的研究结果一致。随胁迫程度加重，SWC亏缺随之加重，此时因花吊丝竹叶片水汽压亏缺，使叶片气孔关闭，导致花吊丝竹蒸腾速率下降，而Gs的降低或关闭是植物抵御干旱胁迫的第一道防线[17]，进而造成花吊丝竹叶片Pn和Tr降低，这与李泽等[18]的研究结果相似。杨建伟等[19]对小紫珠[Callicarpa dichotoma (Lour.) K.Koch]进行干旱胁迫试验发现在重度干旱胁迫下小紫珠光合速率的降低是以非气孔限制为主。本研究发现，花吊丝竹在干旱胁迫的第26~30天时，竹叶的Ci呈显著上升趋势(P＜0.05)，而同期Ls则呈现相反的趋势，这表明花吊丝竹在第26天时叶片光合速率的降低由气孔限制主导开始转变为非气孔限制主导，此时花吊丝竹叶片的细胞结构正遭受物理损伤。花吊丝竹叶片WUE的高低可以反映其叶片的水分利用情况及其对光合能量的利用状态[20]。本研究发现，花吊丝竹在干旱胁迫的第26天时，叶片的WUE上升到最大值，表明一定程度的水分亏缺可以增强竹叶的水分利用率，同时WUE、Ls与Ci间呈负显著相关(P＜0.01)，但WUE与Ls间相关不显著(P>0.05)，这是由于花吊丝竹叶片水分亏缺比较严重，使叶片的Gs下降、Ci上升，在一定程度上可使叶片水分利用效率趋于最优化[21]，这一结果与李娟等[22]的研究一致。本研究对花吊丝竹光合作用参数、土壤含水量、叶片水势之间进行了相关性分析，结果表明花吊丝竹Pn、Gs、Tr均与LWP极显著相关(P＜0.01)，这是由于土壤含水量和叶片的内外水势差均能影响植物蒸腾作用的强弱。此外，植物自身的内部结构和生理状态对蒸腾作用的高低也具有调节作用[23]。
3.2 干旱胁迫下花吊丝竹叶绿素荧光参数的变化叶绿素荧光动力学参数是了解和获取逆境条件下植物光合作用变化的主要途径[24]。干旱胁迫能够对植物光合组织的光系统(PSⅡ)造成一定损伤，PSⅡ能够通过调节电子传递速率及光化学反应的效率来响应CO2同化能力的下降，以热耗散的形式来降低光能过剩对植物造成的损伤[22]。本研究表明，花吊丝竹在干旱胁迫的第0~10天，SWC显著下降(P＜0.05)，叶片的ETR、ΦPSⅡ略有上升，而叶片的Fm、qN则有所下降，但整体变化不明显(P>0.05)这说明在较轻程度的干旱胁迫下，花吊丝竹自身通过启动叶黄素循环消耗过剩的光能，防御光能的破坏[25]，维持一定水平的ETR及qN。干旱胁迫第10~30天时，叶片的ETR、Fv/Fm、ΦPSⅡ和qN整体上均显著下降(P＜0.05)，表明此时叶片的光合系统(PSⅡ)正遭受到损伤，酶类系统及光和器官组织受到一定程度的破坏，光能过剩无法得到非光化学猝灭及天线色素热耗散功能的保护[26]。同时，叶片的Gs在第10天略有升高，随后逐渐降低，这说明干旱胁迫第10天以后，非气孔因素的限制可能是叶片Pn下降的主导因素[22]。此外，在第0~23天时，叶片的Fo相对较稳定，之后显著上升(P＜0.05)，表明较重的干旱胁迫对花吊丝竹光系统(PSⅡ)反应中心与光和器官造成一定程度的物理损伤，此时叶片的ETR等荧光参数也随之降低。
3.3 干旱胁迫下花吊丝竹酶类活性和脯氨酸含量的变化Pro可以提升植物细胞的渗透势，能够反映出植物的抗逆性[27]。本研究发现，随干旱胁迫时间的延长，叶片Pro含量显著上升(P＜0.05)，对干旱胁迫的响应非常敏感且波动幅度较大，花吊丝竹脯氨酸含量的积累不仅提高了细胞渗透压，也能帮助清除体内产生的过多活性氧[28]，提高其抗旱性，这与张兰等[29]对棕榈[Trachycarpus fortunei (Hook.) H. Wendl.)]的研究结果一致。植物受到外界胁迫时，为免受氧化伤害自身会形成一套活性氧簇清除系统，从而保护自身敏感分子及细胞膜免遭活性氧的侵害[30]。植物对逆境的适应以及在清除植物体内的超氧自由基(O2-、OH-、H2O2-等)方面都与保护酶的活性密切相关。韩忠明等[31]对防风[Saposhnikovia divaricata (Turcz.) Schischk.]抗旱胁迫发现，随着干旱程度的加重，SOD和CAT的活性呈先升后降的趋势，而MDA含量则一直持续增加。本研究同样发现，随干旱胁迫时间的延长，花吊丝竹叶片的SOD和CAT活性均呈现出先上升后下降的趋势，而MDA含量一直增加，花吊丝竹保护酶类活性的协同变化，有助于对干旱诱导产生的活性氧的清除，说明干旱胁迫下，花吊丝竹叶片细胞的膜脂氧化作用进一步增强，通过提高自身体内抗氧化保护酶活性或抗氧化剂含量来清除积累的活性氧[27, 32]。
综上所述，在干旱胁迫初期，花吊丝竹通过提高叶片对光能的捕获能力、提升光能转化效率、增强叶片中的酶活性以及减少热能的耗散等形式，来维持对光能较强的生态适应性，保证花吊丝竹的正常生长。重度干旱胁迫下花吊丝竹光系统PSⅡ受损严重，严重阻碍花吊丝竹的光合作用，此时叶片的光合速率的降低由气孔限制主导转变为非气孔限制主导，叶片酶活性不同程度的变化都反映了花吊丝竹的主要营养器官受到了损害。
| [1] |
刘玉芳, 陈双林, 李迎春, 等. 竹子生理可塑性的环境胁迫效应研究进展[J]. 浙江农林大学学报, 2014, 31(3): 473-480. |
| [2] |
KAVAR T, MARAS M, KIDRIČ M, et al. Identification of genes involved in the response of leaves of Phaseolus vulgaris to drought stress[J]. Molecular Breeding, 2008, 21(2): 159-172. DOI:10.1007/s11032-007-9116-8 |
| [3] |
SMIRNOFF N. The role of active oxygen in the response of plants to water deficit and desiccation[J]. New Phytologist, 1993, 125(1): 27-58. DOI:10.1111/j.1469-8137.1993.tb03863.x |
| [4] |
杜澜, 陈亮, 谢锦忠, 等. 干旱胁迫及复水对绿竹容器苗生理特征的影响[J]. 林业科学研究, 2018, 31(4): 164-171. |
| [5] |
张磊, 谢锦忠, 张玮, 等. 模拟干旱环境下伐桩注水对毛竹生理特性的影响[J]. 林业科学研究, 2017, 30(1): 145-153. |
| [6] |
刘济明, 李鹏, 廖小锋, 等. 干旱胁迫对小蓬竹生理生化特性的影响[J]. 西北农业学报, 2013, 22(9): 153-157. |
| [7] |
瞿印权, 杨德明, 徐雯, 等. 花吊丝竹居群遗传多样性的ISSR分析[J]. 林业科学研究, 2018, 31(6): 33-38. |
| [8] |
荣俊冬, 凡莉莉, 陈礼光, 等. 保水剂对沿海沙地4个竹种抗性生理的影响[J]. 森林与环境学报, 2018, 38(4): 466-472. |
| [9] |
范小明. 花吊丝竹施肥技术与竹林结构调整研究[J]. 现代农业科技, 2017(4): 129-131. DOI:10.3969/j.issn.1007-5739.2017.04.079 |
| [10] |
张玮, 黄树燕, 谢锦忠, 等. 花吊丝竹组培快繁育苗技术研究[J]. 林业科学研究, 2010, 23(6): 914-919. |
| [11] |
凡莉莉, 薛磊, 荣俊冬, 等. 保水剂和氮肥混施对沿海沙地3个竹种抗性生理及叶绿素荧光特性的影响[J]. 福建农林大学学报(自然科学版), 2019, 48(3): 378-385. |
| [12] |
沈少炎, 吴玉香, 荣俊冬, 等. 两种花吊丝竹叶片蛋白提取方法的2-DE比较[J]. 福建农林大学学报(自然科学版), 2017, 46(1): 50-57. |
| [13] |
胡丛霞.柠条光合关键酶对自然梯度干旱的响应研究[D].咸阳: 西北农林科技大学, 2016.
|
| [14] |
郭金英, 李彤辉, 史明科, 等. 温度和盐碱度对液体培养发菜生长和生理特性的影响[J]. 现代食品科技, 2015, 31(8): 199-204, 218. |
| [15] |
CARUSO A, CHEFDOR F, CARPIN S, et al. Physiological characterization and identification of genes differentially expressed in response to drought induced by PEG 6000 in Populus canadensis leaves[J]. Journal of Plant Physiology, 2008, 165(9): 932-941. DOI:10.1016/j.jplph.2007.04.006 |
| [16] |
李瑞姣, 陈献志, 岳春雷, 等. 干旱胁迫对日本荚蒾幼苗光合生理特性的影响[J]. 生态学报, 2018, 38(6): 2041-2047. |
| [17] |
DE SOYZA A G, KILLINGBECK K T, WHITFORD W G. Plant water relations and photosynthesis during and after drought in a Chihuahuan desert arroyo[J]. Journal of Arid Environments, 2004, 59(1): 27-39. DOI:10.1016/j.jaridenv.2004.01.011 |
| [18] |
李泽, 谭晓风, 卢锟, 等. 干旱胁迫对两种油桐幼苗生长、气体交换及叶绿素荧光参数的影响[J]. 生态学报, 2017, 37(5): 1515-1524. |
| [19] |
杨建伟, 赵丹, 孙桂芳, 等. 干旱胁迫对小紫珠光合生理的影响[J]. 西北植物学报, 2018, 38(4): 733-740. |
| [20] |
THAPA S, REDDY S K, FUENTEALBA M P, et al. Physiological responses to water stress and yield of winter wheat cultivars differing in drought tolerance[J]. Journal of Agronomy and Crop Science, 2018, 204(4): 347-358. DOI:10.1111/jac.12263 |
| [21] |
MCDOWELL N, POCKMAN W T, ALLEN C D, et al. Mechanisms of plant survival and mortality during drought:why do some plants survive while others succumb to drought?[J]. New Phytologist, 2008, 178(4): 719-739. DOI:10.1111/j.1469-8137.2008.02436.x |
| [22] |
李娟, 彭镇华, 高健, 等. 干旱胁迫下黄条金刚竹的光合和叶绿素荧光特性[J]. 应用生态学报, 2011, 22(6): 1395-1402. |
| [23] |
赵洁, 郎莹, 吴畏, 等. 土壤极端干旱对金银花光合生理生化特性的影响[J]. 西北植物学报, 2017, 37(12): 2444-2451. DOI:10.7606/j.issn.1000-4025.2017.12.2444 |
| [24] |
MASSACCI A, NABIEV S M, PIETROSANTI L, et al. Response of the photosynthetic apparatus of cotton(Gossypium hirsutum) to the onset of drought stress under field conditions studied by gas-exchange analysis and chlorophyll fluorescence imaging[J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2008, 46(2): 189-195. DOI:10.1016/j.plaphy.2007.10.006 |
| [25] |
LI G L, WU H X, SUN Y Q, et al. Response of chlorophyll fluorescence parameters to drought stress in sugar beet seedlings[J]. Russian Journal of Plant Physiology, 2013, 60(3): 337-342. DOI:10.1134/S1021443713020155 |
| [26] |
NAEEM M, NAEEM M S, AHMAD R, et al. Foliar calcium spray confers drought stress tolerance in maize via modulation of plant growth, water relations, proline content and hydrogen peroxide activity[J]. Archives of Agronomy and Soil Science, 2017, 64(1): 116-131. |
| [27] |
郭春芳, 孙云, 李伟, 等. 聚乙二醇胁迫对茶树幼苗叶片叶绿素荧光特性的影响[J]. 福建农林大学学报(自然科学版), 2008, 37(1): 42-46. |
| [28] |
邵怡若, 许建新, 薛立, 等. 低温胁迫时间对4种幼苗生理生化及光合特性的影响[J]. 生态学报, 2013, 33(14): 4237-4247. |
| [29] |
张兰, 韦小丽, 龙鹏, 等. 不同种源棕榈幼苗对干旱胁迫的响应及抗旱性评价[J]. 东北林业大学学报, 2017, 45(11): 1-5. DOI:10.3969/j.issn.1000-5382.2017.11.001 |
| [30] |
SEKI M, UMEZAWA T, URANO K, et al. Regulatory metabolic networks in drought stress responses[J]. Current Opinion in Plant Biology, 2007, 10(3): 296-302. DOI:10.1016/j.pbi.2007.04.014 |
| [31] |
韩忠明, 王云贺, 胥苗苗, 等. 干旱胁迫对防风生理特性及品质的影响[J]. 西北农林科技大学学报(自然科学版), 2017, 45(11): 100-106. |
| [32] |
KARATAŞ I, ÖZTÜRK L, DEMIR Y, et al. Alterations in antioxidant enzyme activities and proline content in pea leaves under long-term drought stress[J]. Toxicology and Industrial Health, 2012, 30(8): 693-700. |