除草剂安全剂 (safener) 是一类能够保护禾本科作物免受除草剂伤害而不降低除草剂对靶标杂草活性的特殊用途化合物^[1]。安全剂的成功开发与应用为解决杂草防除过程中的药害问题和选择性难题提供了一种有效的途径。自第一个安全剂 1,8-萘二甲酸酐 (1,8-naphthalic anhydride, NA) 研发成功以来，目前已有针对硫代氨基甲酸酯类、氯乙酰胺类、芳氧苯氧丙酸酯类、磺酰脲类、咪唑啉酮类、环己烯酮类、异鰁唑类及三酮类等除草剂的 20 余种安全剂实现了商品化^[2-3]，并已被广泛用于小麦、水稻、高粱和玉米等禾本科作物上，以保护它们免受除草剂的药害^[3]。其代表性品种见图式 1。

研究安全剂的作用机理对研发新型安全剂和探究除草剂的生理生化选择机制均具有重要意义，因而备受关注，目前已有大量相关报道。但由于除草剂-作物-安全剂体系间相互作用的复杂性，因此研究者目前对安全剂的具体作用机理尚无明确定论。根据现有研究结果，可将安全剂的作用机理大致归结为以下 4 个方面：1) 安全剂可抑制作物对除草剂的吸收和转运；2) 安全剂通过与除草剂受体和靶标位点的相互作用或者竞争性结合，从而降低除草剂与靶标位点的结合能力；3) 安全剂可影响除草剂靶标酶的活性；4) 安全剂通过诱导植株中解毒酶的活性，从而增强其对除草剂的代谢。目前尚未见专门针对安全剂作用机理方面的综述性报道。本文拟就近年来有关除草剂安全剂作用机理研究的主要进展进行总结与分析，以期为今后安全剂作用机理的深入研究理清思路，同时为新安全剂的研究开发提供参考。

1 安全剂对除草剂吸收和转运的影响

在研究的早期阶段，人们认为安全剂可能是通过抑制作物对除草剂的吸收和转运而起作用的。Han 等^[4]发现，解草啶 (fenclorin) 减少了水稻根对丙草胺 (pretilachlor) 的吸收，认为这可能是解草啶的作用机理之一。但此后，更多研究表明，安全剂对除草剂的吸收并无影响^[5]。Wu 等^[6]认为，解草啶对水稻的保护作用主要是因为增强了丙草胺在水稻体内的代谢，而非改变了水稻对丙草胺的吸收和转运。Scarponi 等^[7]发现，解草啶并不影响水稻对丙草胺的吸收和积累，但会影响丙草胺在水稻幼苗中的持效性，即解草啶加快了水稻幼苗对丙草胺的解毒代谢速率。Bunting等^[8]利用 ¹⁴C 示踪技术研究了安全剂双苯鰁唑酸 (isoxadifen-ethyl) 对甲酰胺磺隆 (foramsulfuron) 吸收和传导的影响，结果证明，甲酰胺磺隆的吸收及传导与安全剂并无直接关系。Köcher 等^[9]也发现，吡唑解草酯 (mefenpyr-diethyl) 对磺酰脲类除草剂甲基二磺隆 (mesosulfuron) 和碘甲磺隆钠盐 (iodosulfuron-methyl sodium) 的吸收没有影响。因此，关于安全剂是否会干扰作物对除草剂的吸收仍存在争议；此外，目前也缺乏足够证据证明安全剂直接干扰了除草剂在作物体内的传导。

2 靶标位点竞争 (结构活性论)

基于一些安全剂和除草剂之间存在紧密的结构相似性，一些学者提出，安全剂可能通过与除草剂竞争相同的作用位点而发挥对作物的保护作用 (结构活性论)^[10]，即在受体或靶标蛋白的结合位点上，安全剂可与除草剂分子进行竞争。Yenne 等^[11]利用计算机辅助分子模型程序 (XICAMM)，比较了常用的几组安全剂和除草剂的化学结构，分析结果表明，配伍最为成功的安全剂和除草剂在分子水平上具有高度的相似性。Ezra 等^[12]的研究结果也表明，除草剂菌达灭 (S-ethyl dipropyl thiocarbamate, EPTC) 和与其结构类似的安全剂二氯丙烯胺 (dichlormid) 在靶标位点上存在竞争作用。Walton 等^[13]报道，安全剂 R-29148 与除草剂菌达灭和甲草胺 (alachlor) 可竞争玉米体内的蛋白结合位点。这些研究结果均在一定程度上支持了结构活性论。但是，也有研究者认为，安全剂并不直接影响除草剂与靶标位点的相互作用。离体试验表明，安全剂 NA 处理并不会影响氯磺隆 (chlorsulfuron) 对玉米乙酰乳酸合成酶 (acetolactate synthetase, ALS) 的抑制作用^[14]；解草唑 (fenchlorazole ethyl) 也不会降低鰁唑禾草灵 (fenoxaprop-ethyl) 对小麦乙酰辅酶 A 羧化酶 (ACCase) 的抑制活性^[15]。

3 安全剂对靶标酶活性的影响

一些学者认为，安全剂能够提高除草剂靶标酶的活性，例如近年来研究较为集中的 ALS。ALS 是植物体内一种重要的除草剂作用靶标酶，部分除草剂 (如磺酰脲类) 的作用机理即是通过抑制杂草体内的 ALS，从而间接阻断支链氨基酸的合成，进而影响蛋白质的合成，最终使杂草因生长被抑制而死亡^[16-17]。近年来有报道表明，安全剂能够提高作物体内 ALS 的活性，从而保护作物免受除草剂的药害。Rubin 等^[18]研究发现，玉米经二氯丙烯胺处理后，其根部和茎秆组织中 ALS 的活性分别升高了 30% 和 24%。Milhomme 等^[19]发现，经 NA 和解草腈 (oxabetrinil) 处理后，玉米植株内的 ALS 活性比对照分别提高了 40% 以上和约 20%。Zhao 等^[20]在玉米上进行的研究表明：安全剂 R-28727 能使被氯嘧磺隆 (chlorimuron-ethyl) 抑制的 ALS 活性从对照的 45% 提高到 100%，使原本被氯磺隆明显抑制的 ALS 活性比对照还升高了 17.2%^[21]；此外，R-28725 还能显著提高玉米植株体内已被咪唑乙烟酸 (imazethapyr) 抑制的 ALS 活性^[22]。但与上述结果不同的是，Barrett^[23]发现，在玉米和高粱幼苗上使用 NA、解草腈、解草胺 (flurazole) 和二氯丙烯胺后，两种植物体内的 ALS 活性均未表现出明显升高。因此，关于安全剂对 ALS 活性的影响，目前尚未得出明确的结论，还有待进一步研究确定。

4 安全剂对除草剂代谢的影响

安全剂可增强作物对除草剂的代谢能力已成为目前最受关注和普遍认同的一种机制，且一般认为安全剂仅影响除草剂的代谢速率而不会改变其代谢途径^[24]。包括除草剂在内的外源化合物在植物体内的代谢大致可分为 4 个阶段^[24-25]：第一阶段，主要是为下一阶段的结合反应做准备，通常是通过水解作用或氧化作用形成新的官能团，以利于接下来与亲水性的内源底物结合，此阶段涉及的代谢酶主要有酯酶、酰胺酶、过氧化物酶和细胞色素 P450 (P450s)；第二阶段，上一阶段的反应产物与谷胱甘肽或者葡萄糖结合，涉及的酶主要是对应的谷胱甘肽-S-转移酶 (GSTs) 和糖基转移酶 (UGTs)；第三阶段，第二阶段中产生的结合物藏匿于细胞壁或者通过原生质膜和液泡膜上的三磷酸腺苷结合盒转运体 (ATP binding cassette transporter, ABC 转运体) 转运到液泡；第四阶段，外源化合物-谷胱甘肽结合物可能被进一步加工，部分被降解或者进行次级结合反应。目前学界已基本达成共识，认为除草剂在作物体内的代谢是一个多步骤的过程，需要谷胱甘肽 (GSH)、P450s、GSTs、和 UGTs 及 ABC 转运体的共同参与^{[1, 3, 26]}。而一些安全剂的独特且有趣之处即在于其能同时明显诱导植物体内整个解毒途径中一系列的关键组成因子，从而增强作物对除草剂的代谢、降解和隔离^{[1-3, 27]}。

4.1 安全剂对 P450s 的诱导

P450s 广泛存在于植物体中，并且是植物体内最大的酶家族之一。P450s 在植物对除草剂代谢的第一阶段中起着非常重要的作用，它可催化除草剂分子发生芳基羟基化作用、环甲基羟基化作用、N-脱甲基化作用及 O-脱甲基化作用等^{[1, 28]}。早期关于 P450s 与除草剂代谢关系的证据主要来自于植物微粒体的离体试验，之后也有研究者在一定程度上通过植物体内的 P450s 抑制剂试验予以了佐证^[29]。1969 年，Frear 等^[30]发现棉花的微粒体能够代谢灭草隆 (monuron)，这是植物 P450s 参与除草剂代谢的首份证据。目前，已证明安全剂能够诱导增强由 P450s 介导的氯乙酰胺类、芳氧苯氧丙酸酯类、磺酰脲类、咪唑啉酮类及磺酰胺类除草剂在作物体内的代谢^[3]。

已有许多研究从酶学角度证明了 P450s 的活性能够被安全剂诱导增强。早在 1979 年，Robert 等^[31]就发现安全剂二氯丙烯胺可通过增强对除草剂的磺化氧化作用来保护玉米免受菌达灭的药害。Persans 等^[32]报道了 NA 及其同系物能诱导提高玉米体内 P450s 的活性，进而促进玉米对醚苯磺隆 (triasulfuron) 的代谢。Deng 等^[33]研究发现，NA 能够使水稻体内苄嘧磺隆 (bensulfuron-methyl) 的 O-脱甲基作用增强 4.5 倍。Liu 等^[34]发现，经 NA 和解草啶处理后，玉米植株体内 P450s 的含量分别可提高至对照的 5.63 和 3.30 倍，水稻植株体内 P450s 的含量分别可提高到对照的 8.54 和 2.20 倍。

从基因转录水平而言，已有足够多的证据表明安全剂能诱导 P450 基因的表达。如安全剂 NA 能诱导烟草植株 CYP81C1、CYP81C2 及 CYP71A11 基因的表达，增强程度达 2 倍以上^[35]；NA 同样能诱导小麦植株内 CYP71C1、CYP71C3、CYP72A5、CYP73A7 和 CYP92A1 基因的表达^[36]。但目前关于安全剂对 P450 基因诱导转录的上、下游分子机制所知甚少，主要是由于技术原因阻碍了对编码基因 P450 的鉴定。

4.2 安全剂对 UGTs 的诱导

UGTs 和 GSTs 同属植物代谢除草剂过程中第二阶段的解毒酶。植物体内的 UGTs 在植物次级产物的合成、激素平衡和病原毒素解毒方面具有重要作用。第一阶段中由羧酸酯酶或者 P450s 介导产生的反应产物可以经 UGTs 催化与葡萄糖结合，形成O-葡萄糖苷、N-葡萄糖苷或者葡萄糖酯。目前仅有少量报道证明安全剂能够增强除草剂的糖基化，从而保护植物免受药害。Kreuz 等^[37]发现，解草喹 (cloquintocet-mexyl) 能增强小麦植株内炔草酯 (clodinafop-propargyl) 代谢产物的糖基化。Brazier 等^[38]发现，解草喹能选择性地增强小麦植株内 O-葡萄糖基转移酶 (OGT) 对外源化合物的代谢活性。Edwards 等^[39]研究了多种不同类型安全剂在小麦和玉米植株中对 GSTs 和 UGTs 的诱导活性，发现在小麦植株内仅解草喹能诱导 GSTs 的活性，其他安全剂主要是诱导 UGTs 的活性；而在玉米植株内则几种安全剂均主要诱导 GSTs 的活性。该结果表明，安全剂对作物体内解毒酶的诱导同时存在化学和物种特异性。目前关于 UGTs 在除草剂代谢中的作用以及安全剂对其影响的研究尚待进一步深入。

4.3 安全剂对 GSTs 的诱导

GSTs 是动植物体内庞大的酶家族，能催化还原型谷胱甘肽和各种亲电子外源化合物的结合，从而获得比母体化合物毒性低甚至无毒的衍生物^[40]。植物体内的 GSTs 因在消除除草剂毒性方面的作用而受到广泛关注。早期关于 GSTs 参与除草剂解毒的研究主要涉及玉米。Lamoureux 等^[41]于 1970 年首次报道了玉米植株内 GSTs 与除草剂莠去津 (atrazine) 发生的轭合作用，其产物是无毒性的轭合物。1976 年，Lay 等^[42]提出了谷胱甘肽轭合论，指出除草剂菌达灭在植物体内首先转化为有毒性的亚砜代谢物，而安全剂则可通过增加 GSH 的含量和提高其活性，从而与亚砜化合物轭合，避免或降低其对玉米的药害。此后，在其他谷类作物如高粱、大麦、水稻，甚至阔叶作物尤其是大豆中均发现了 GSTs 对除草剂的高催化活性^[43]。目前，已有多个与除草剂代谢相关的植物 GST 基因被克隆得到，如水稻体内的 OsGSTF3、OsGSTF5、OsGSTU3、OsGSTU4 及 OsGSTU5^[44]。现有研究证实，涉及 GSTs 催化代谢的除草剂种类包括三嗪类、二苯醚、氯乙酰胺类、磺酰脲类和芳氧苯氧丙酸酯类等^[43]。

目前已几乎可以确定，一些植物的 GSTs 能够不同程度地被安全剂所诱导，从而增强作物对除草剂的耐受力，这种耐药性的增强主要缘于安全剂能够诱导特定的、与除草剂具有亲和性的 GST 同工酶^[45-46]。1986 年，Wiegand 等^[47]首次通过基因转录水平测定，证实了安全剂解草胺可诱导玉米植株中 GST 的转录水平，使之提高 3~4 倍。此外，安全剂还能增强硫酸盐的同化作用，提高半胱氨酸或 GSH 等生物合成过程中涉及的各种酶的活性，激发 GSH 水平的提高^[48]。安全剂的效率与其诱导 GSTs 活性的能力密切相关。目前已经证实，在水稻、小麦、玉米等主要禾谷类作物中，安全剂均能诱导 GSTs 活性的增强，从而提高作物对除草剂的代谢能力。Deng 等^[49]研究发现，经解草啶处理后，水稻植株中 GSTs 对丙草胺的代谢活性可提高到对照的 1.3~1.8 倍。Taylor 等^[50]对小麦的研究表明，安全剂解草喹、吡唑解草酯和解草唑均能使小麦植株中 GSTs 的活性提高 1 倍以上。Scarponi 等^[51]的研究表明，经解草喹、解草唑和氟草肟 (fluxofenim) 处理后，小麦植株中 GSTs 对丁草胺的代谢活性分别提高了 77.4%、56.4% 和 93.9%；玉米经解草酮 (benoxacor) 和解草唑处理后，其 GSTs 对特丁津 (terbuthylazine) 的降解活性分别提高了 69.9% 和 31.5%。Zhao 等^[22]研究发现，经安全剂 R-28725 诱导后，玉米植株内 GSTs 活性能提高约 3 倍。

4.4 安全剂对 ABC 转运体和谷胱甘肽转运体的诱导

植物代谢除草剂过程中第二阶段产生的结合产物在细胞内的积累会导致该阶段解毒酶活性的降低，一些谷胱甘肽轭合物能同时抑制 GSTs 和谷胱甘肽还原酶 (glutathione reductase, GR) 的活性^[52]，因此，这些结合物需要进一步被转运处理。ABC 转运体是植物体中一个超家族，其中的多耐药相关蛋白 (multidrug resistance-associated protein, MRP) 在将谷胱甘肽轭合物和葡萄糖轭合物转运到液泡的过程中起着重要作用^[53-54]。1993 年，Martinoia 等^[55]发现，大麦中异丙甲草胺 (metolachlor) 与 GSH 的轭合物可通过 ATP-能量转运体转移到液泡，这是关于植物体内 ABC 转运体参与除草剂代谢的首份研究证据。此后，MRP 基因在多种植物体内被鉴定发现，如 Pang 等^[56]研究证实，玉米中的 ABC 转运体基因 ZmMRP1 在异丙甲草胺结合物的转运过程中具有重要作用。

然而，关于植物体内 ABC 转运体的底物特异性和转运特点等目前尚未见阐明。在甜菜 Beta vulgaris 中，糖化后的氯磺隆依靠质子-反向运输机制转移到液泡膜微囊^[57]，而氟嘧磺隆 (primisulfuron) 的糖化产物则通过 ABC 转运体转移到液泡^[58]。植物对除草剂-葡萄糖轭合物的隔离机制可能与物种的特异性及葡萄糖苷结合物的化学性质有关^[53]。目前已有研究表明 MRP 能够被安全剂诱导。Gaillard 等^[54]发现，解草喹处理能使大麦植株内液泡膜转运体对其谷胱甘肽轭合物和葡萄糖轭合物的转运活性提高近 1 倍。Theodoulou 等^[59]发现，解草喹能同时诱导小麦中 5 个 GSTs 和 1 个 MRP 转运体基因的转录。Zhang 等^[27]发现，解草喹能够诱导小麦叶片组织中 TtMRP1 基因的表达，使其表达水平增强为对照的 13 倍；氟草肟能使小麦胚芽鞘中 TtMRP1 基因的表达水平增强为对照的 9.5 倍，使 TtMRP2 基因的表达水平增强为对照的 2.3 倍。Pang 等^[60]也发现，玉米植株中 ZmMRP1 基因的表达能够被二氯丙烯胺显著诱导增强。

最新研究发现，位于植物细胞膜上的谷胱甘肽转运体 (glutathione transporter) 能够介导 GSH 和谷胱甘肽轭合物的运输，表明谷胱甘肽转运体是植物外源化合物解毒系统的一个重要组成部分^[60-61]。Pang 等^[61]发现，异丙甲草胺对不同栽培品种玉米中 ZmGT1 基因的诱导效果与各品种玉米对异丙甲草胺的耐受力相关。此外，他们还发现玉米植株中 ZmGT1、ZmGST27 和 ZmMRP1 基因的表达水平能够同时被二氯丙烯胺诱导增强，表明谷胱甘肽转运体可能参与了与谷胱甘肽结合相关的、多步骤的外源物质解毒过程^[60]。但是，在对玉米和拟南芥 Arabidopsis thaliana 的研究中发现，谷胱甘肽转运体能够被氟嘧磺隆 (其通过糖基化代谢) 诱导增强^{[60, 62]}，可能意味着谷胱甘肽转运体还参与了其他通路的解毒途径。总之，对谷胱甘肽转运体在除草剂代谢中作用的相关研究还有待深入。

4.5 安全剂对除草剂代谢第四阶段解毒酶的影响

植物代谢除草剂过程中第二阶段产生的谷胱甘肽轭合物一旦被转入液泡后，会被液泡酶如羧肽酶 (carboxypeptidase, CP) 和 γ-谷氨酰转肽酶 (γ-GT) 催化，反应生成相应的半胱氨酸结合物^[63-64]。针对拟南芥的研究表明，其存在两种获得半胱氨酸结合物的途径：一种是在液泡中，谷胱甘肽轭合物先被水解成半胱氨酰甘氨酸衍生物，随后形成半胱氨酸结合物^[64-66]；另一种是在细胞溶胶中，谷胱甘肽轭合物首先被水解成 γ-谷氨酰-半胱氨酸衍生物，再转变成半胱氨酸结合物^[67]。随后，半胱氨酸-除草剂结合物被进一步代谢，如与丙二酸盐结合，或是在半胱氨酸-除草剂共轭裂解酶及 S-甲基转移酶的作用下生成 S-甲硫基衍生物^[28]。Behringer 等^[25]利用基因转录组技术对拟南芥进行了研究，发现经吡唑解草酯和双苯鰁唑酸诱导处理后，拟南芥植株内 1 个丝氨酸羧肽酶 S10 家族蛋白基因 (AT1G11080) 和 1 个乳酰谷胱甘肽裂解酶基因 (AT1G11080) 的表达水平分别被提高至对照的 2.7 和 3.3 倍。Brazier-Hicks 等^[68]用解草啶处理拟南芥后发现，其 N-丙二酰转移酶活性提高至对照的 32 倍，C-S 裂解酶或 S-甲基转移酶活性提高到了对照的 192 倍。但 Lamoureux 等^[69]发现，安全剂 BAS-145138 对玉米植株中毒草胺 (propachlor)-谷胱甘肽轭合物和异丙甲草胺-谷胱甘肽轭合物的可溶性次级代谢物和结合残留物的形成并没有显著影响。此外未见其他关于安全剂影响作物对除草剂解毒第四阶段各反应或增强作物对除草剂耐受性方面的研究报道。

4.6 安全剂对双子叶植物解毒系统的影响

一直以来，安全剂都只被用于保护单子叶作物免受除草剂的药害，近年来的研究发现，双子叶植物内的酶催化解毒机制也能被安全剂所诱导。在拟南芥中，已明确安全剂能够诱导 GSTs、UGTs 和 ABC 转运体。通过基因转录组技术研究发现，在拟南芥上使用安全剂解草啶、双苯鰁唑酸和吡唑解草酯后，其与外源化合物解毒 4 个阶段潜在相关的大量基因被诱导^{[25, 70]}。Skipsey 等^[70] 研究发现，拟南芥经解草啶处理 4 h 后，共有 100 个基因表达水平显著上调，其中涉及 6 个 GSTs、12 个 UGTs、7 个 CYPs、14 个转运体和 15 个氧化还原酶，与解毒代谢相关的酶的基因占到了一半以上。在非安全剂靶标的双子叶植物中也发现了安全剂对与代谢相关基因的激活，表明在所有的植物体内，安全剂具有共同的分子作用机制^{[25, 46]}。安全剂对作物和模式植物拟南芥作用的主要区别在于，安全剂仅能明显增加作物对除草剂的耐受性^[46]，所以并不是双子叶和单子叶植物防御系统本身的可诱导性差异导致了其对安全剂的响应能力和安全剂作用效果的差别，而更可能是由于植物中解毒酶的特异性导致了除草剂在禾本科作物中具有比在双子叶植物中更高的代谢效率，从而决定了安全剂的选择性^[25]。也有文献提出，安全剂不能保护双子叶植物的另一个原因，可能是由于安全剂不能同等地诱导双子叶植物幼苗组织中与除草剂解毒各阶段相关的酶所致^[27]。

4.7 安全剂诱导的信号途径

安全剂可诱导单子叶作物防御基因和解毒基因的表达，保护作物免受除草剂的伤害，且其本身对目标植物无毒，这表明安全剂可能开启了一个尚未被确定但实际存在的外源或内源物质解毒的信号途径，但目前对安全剂信号的主要目标依然不清楚。现阶段提出的解释机制主要有：1) 安全剂也许能够调节与防御基因启动子调节元件相互作用的转录激活因子 (或阻遏物) 的活性和丰度，从而调节除草剂代谢相关基因的表达^[5]。2) 安全剂可能是采用与植物生长素类似的机制来调节基因的表达^[5]。Xu 等^[71]发现，在小麦中，包含植物生长素反应元件 TtGSTU1 基因的启动子能同时被安全剂和生长素诱导，表明安全剂和植物生长素可能以相同的机制调节 GST 的表达；Zhang 等^[27]的研究结果也支持这一观点。3) 安全剂可能利用了由氧脂素类或者环戊烯酮介导的信号途径，从而增强了植物解毒和防御相关蛋白的表达^[1]。在拟南芥上进行的基因表达试验证实，在与氧化应激相关的脂氧合酶途径和安全剂信号之间存在相似之处^[1]。在氧化应激反应中，植物积累了来自于 α-亚麻酸的氧化脂质 (包括氧化脂类、环戊烯酮和 phytoprostanes)^[24]。由于茉莉酸是植物体内最重要的氧脂素类物质，因此安全剂有可能通过茉莉酸信号途径诱导解毒和防御酶^[27]。研究发现，小麦中一个茉莉酸合成相关酶——12-氧-植物二烯酸还原酶 (12-oxophytodienoate reductase) 的表达即能够被解草喹所诱导^[27]。Loeffler 等^[72]对拟南芥细胞培养物的研究发现，与茉莉酸结构类似的物质 B1-phytoprostanes 通过诱导一系列解毒基因 (包括 P450、GST 和 ABC 转运体) 触发了植物的防御和解毒反应。4) 安全剂可通过水杨酸信号途径诱导解毒和防御酶^{[5, 25]}。由安全剂诱导的基因表达增强与跟水杨酸相关的植物胁迫防御信号途径存在一定程度的重叠，而且有证据表明，许多受安全剂调节的基因的确能被水杨酸所诱导^[25]。因此可能有多个信号途径与安全剂在植物体内的反应有关^[24]。总之，安全剂的作用可能涉及多个信号途径，但目前研究者对其依然知之甚少，关于安全剂信号途径的主要靶标仍未明确。

5 安全剂对杂草的影响

除草剂在作物和杂草体内具有不同的代谢速率是其选择性的重要决定因素。除草剂的代谢抗性已经成为杂草抗药性研究的焦点之一。与作物体内的解毒酶一样，P450s、UGTs、GSTs 等也经常与杂草对除草剂的代谢抗性有关^[73]。既然安全剂能够通过激活相关解毒酶而加速作物对除草剂的代谢，进而增强作物对除草剂的耐受力，人们同样也有理由担忧安全剂可能会促进杂草对除草剂代谢抗性的演化。然而，目前的研究表明，安全剂几乎不会影响杂草对除草剂的代谢能力。Yun 等^[74]用 NA 分别处理水稻和水莎草 Cyperus serotinus，发现水莎草体内 P450s 的 O-脱烷基活性未被有效诱导，而其在水稻植株内的活性则成倍增加。Brazier 等^[38]也发现，经解草喹和二氯丙烯胺处理后，大穗看麦娘 Alopecurus myosuroides 中的 O-葡萄糖基转移酶活性未受影响，而其在小麦体内的活性则被显著诱导增强。Rosenhauer 等^[75]对具有不同水平非靶标抗性的大穗看麦娘生物型进行研究后发现，经吡唑解草酯处理后，杂草-除草剂剂量反应曲线的改变几乎可以忽略，证明吡唑解草酯对大穗看麦娘非靶标抗性的演化没有明显影响。Cummins 等^[76]研究发现，吡唑解草酯能轻微增强大穗看麦娘对鰁唑禾草灵的解毒能力，但他同时也指出，该代谢解毒能力的加强并不足以解释杂草抗药性的增强。这也是目前有关安全剂能够诱导增强杂草对除草剂代谢作用的惟一报道。

6 结语

综上所述，安全剂作用的分子机制可能涉及多个信号与解毒途径之间复杂的相互作用，从而能够保护植物免受除草剂等外源化合物的伤害。近年来，研究者们针对除草剂安全剂的作用机制做了大量研究，尽管对安全剂在保护作物免受除草剂药害过程中所涉及到的一些解毒酶如 P450s、GSTs、UGTs 等的作用已达成一定共识，但是关于安全剂确切的作用机制依然有许多未明之处亟待进一步研究阐明。首先，尽管有许多研究已经证明，在作物对除草剂解毒的各个阶段，所涉及的酶都可能被安全剂所诱导，但是受技术条件等因素的限制，早期关于安全剂对植物体内解毒酶及转运体影响的研究绝大部分都是采用不同的植物试材、针对单个因子单独进行的，很少有研究同时聚焦于安全剂诱导下植物中除草剂解毒所有阶段相关基因在蛋白质水平和转录水平表达上的变化；其次，关于安全剂究竟能否增强杂草对除草剂的代谢，以及安全剂对杂草非靶标抗性的演化是否起到了推波助澜的作用等依然不明确；再次，虽然已经知道安全剂的作用机理可能涉及多个信号途径，但对其确切的信号途径尚不明确；最后，关于安全剂在植物对除草剂解毒代谢第三和第四阶段中作用的研究还比较少。

阐明安全剂的作用机制对开发安全高效、选择性强的新型除草剂安全剂具有重要意义。今后迫切需要充分利用分子生物学及生物化学手段，从分子水平上深入研究安全剂的作用机理，并探明除草剂-作物-安全剂体系中相互作用的机制。针对目前除草剂安全剂作用机理研究的不足，今后应将研究重点放在以下几方面：1) 利用基因转录组学和蛋白质组学等先进技术，深入研究植物对除草剂代谢过程中涉及到的酶的种类和功能，以及安全剂对参与除草剂代谢过程的各种酶的影响；2) 深化安全剂对杂草体内除草剂代谢影响的研究，明确安全剂与除草剂非靶标抗性演化的关系；3) 对安全剂的信号途径进行深入研究，明确安全剂是如何调节解毒基因的表达的；4) 进一步研究明确植物中除草剂代谢物在转入液泡之后的代谢过程。