文章信息
- 黄强, 徐稳, 何进田, 白凯文, 万晓莉, 牛玉, 张莉莉, 王超, 王恬
- HUANG Qiang, XU Wen, HE Jintian, BAI Kaiwen, WAN Xiaoli, NIU Yu, ZHANG Lili, WANG Chao, WANG Tian
- 日粮补充亮氨酸对超早期断奶宫内发育迟缓仔猪内源消化酶活性及胰腺抗氧化能力的影响
- Effects of dietary leucine supplementation on activities of endogenous digestive enzymes and pancreas antioxidant capacity in intrauterine growth retardation early weaning pigs
- 南京农业大学学报, 2017, 40(1): 123-129
- Journal of Nanjing Agricultural University(Social Science), 2017, 40(1): 123-129.
- http://dx.doi.org/10.7685/jnau.201511032
-
文章历史
- 收稿日期: 2015-11-18
宫内发育迟缓(intrauterine growth retardation,IUGR),又被称为子宫内生长阻滞,是指哺乳动物的胎儿及其器官在母体妊娠期间的生长发育缓慢,已经成为困扰人类医学和动物生产的一大难题[1-2]。胎儿的生长发育易受遗传、母体成熟程度、环境和其他因素的影响[3],这些因素的缺陷都会影响胎儿的发育,而IUGR的发生与胎儿在子宫内的发育不良有关。研究表明,IUGR造成的消化系统发育阻滞是影响仔猪生长发育的重要因素[4],而胰腺和小肠都是动物体重要的消化器官,能分泌多种消化酶,促进日粮营养物质的消化、吸收和代谢。有研究从胃肠道发育和功能方面证明了IUGR会损害仔猪胃肠道发育和形态结构,使得机体消化功能和抗氧化防御系统受损[5],这种现象会加速组织器官的衰老过程,引起机体代谢紊乱,加剧IUGR仔猪或胎儿在围产期的发病率和死亡率。因此,通过饲料添加剂来营养调控IUGR新生儿的生长发育,弥补胎儿期的不足,增强其消化功能和抗氧化防御能力。猪的消化系统在发育生理学上与人类相近,已被确认为是一种用于人类生理、营养和代谢研究上的理想模式动物[6-7]。亮氨酸是动物体内的必需氨基酸,也是支链氨基酸(BCAA)之一,在组织蛋白质合成和代谢周转方面具有重要的调节功能[8]。已有研究表明亮氨酸能促进断奶仔猪胰腺和小肠的发育,提高消化吸收能力[9]。适当添加亮氨酸可以提高断奶仔猪的生长性能,促进小肠发育及氨基酸转运体的表达[10]。我们之前的研究表明,添加亮氨酸可以有效提高IUGR断奶仔猪的生长性能和骨骼肌蛋白质的合成[11]。动物出生后的早期营养对于机体全期生长尤为重要,因此通过早期营养干预可能会改变机体已有的发育程序。然而,超早期断奶后补充亮氨酸是否能在一定程度上缓解出生前环境对IUGR个体内源消化酶活性及胰腺抗氧化功能的影响有待深入研究。本试验以自然发生的IUGR仔猪为研究对象,考察超早期断奶后饲喂亮氨酸对仔猪内源消化酶活性及胰腺抗氧化能力的影响。
1 材料与方法 1.1 试验材料本试验在上海新农饲料股份有限公司的朱行养殖场进行,选用杜洛克×长白×大白三元杂交猪为试验对象,添加剂L-亮氨酸,纯度98%,购于美国Sigma-Aldrich公司。
1.2 试验设计选取品种相同(长白×大白)、胎次接近、配种时间一致的母猪16头,在母猪发情后由同一头杜洛克公猪的精液稀释液进行人工授精。妊娠期间母猪饲养于限位栏内。母猪分娩时记录每头仔猪初生体质量,选择16窝新生仔猪(杜洛克×长白×大白),每窝选择1头正常初生体质量的新生仔猪和1头同性别的IUGR 新生仔猪[11]。试验采用2×2因子设计,所有新生仔猪随母猪哺乳至14日龄断奶,然后分别饲喂基础日粮(含1.45%亮氨酸)或亮氨酸日粮(含1.80%亮氨酸)并随机分为4组,即NC组(NBW+基础日粮)、NL组(NBW+亮氨酸日粮)、IC组(IUGR+基础日粮)和IL组(IUGR+亮氨酸日粮),每组8个重复,每个重复1头猪。试验猪每重复饲养于一栏,每头猪平均占有圈舍1 m×0.6 m,自由采食和饮水,每天清扫和消毒猪舍,猪舍温度和相对湿度分别控制在25~28 ℃和50%~70%。日粮配制参照美国NRC(2012) 猪的营养需要,其组成及营养水平见表 1。试验期间断牙、断尾、去势、常规补铁与免疫等均按照猪场相关规程操作并严格执行卫生防疫制度。
1.3 样品采集及处理当仔猪饲养至35日龄时,对所有试验猪进行空腹称活体质量,颈部肌肉注射戊巴比妥钠(50 mg·kg-1)麻醉后放血致死,迅速剖开腹腔,分别取十二指肠、空肠和回肠内容物及胰腺的相同部位,分装于无菌冻存管中,立即放入液氮速冻,-80 ℃冰箱保存供后期试验分析。
| 原料组成Ingredient | 基础日粮水平Basal diet level | 亮氨酸日粮水平Leucine diet level | 营养组成2) Nutrientcomposition | 基础日粮水平Basal diet level | 亮氨酸日粮水平Leucine diet level |
| 玉米Corn | 40.00 | 39.65 | 赖氨酸Lysine | 1.45 | 1.45 |
| 碎米Rice | 15.00 | 15.00 | 蛋+胱氨酸Methionine+cystine | 0.79 | 0.79 |
| 发酵豆粕Soybean meal | 10.00 | 10.00 | 苏氨酸Threonine | 0.81 | 0.81 |
| 去皮豆粕Dehulled soybean meal | 6.00 | 6.00 | 色氨酸Tryptophan | 0.23 | 0.23 |
| 喷雾干燥血浆Spray dried plasma | 5.00 | 5.00 | 异亮氨酸Isoleucine | 0.74 | 0.74 |
| 乳清粉Whey powder | 7.00 | 7.00 | 缬氨酸Valine | 0.89 | 0.89 |
| 鱼粉Fish meal | 4.00 | 4.00 | 亮氨酸Leucine | 1.45 | 1.80 |
| 白糖Sugar | 4.50 | 4.50 | 粗蛋白Crude protein | 20.20 | 20.20 |
| 葡萄糖Glucose | 3.00 | 3.00 | 钙Calcium | 0.85 | 0.85 |
| 豆油Soybean oil | 1.50 | 1.50 | 总磷Total phosphorus | 0.70 | 0.70 |
| L-亮氨酸L-leucine | 0.00 | 0.35 | 消化能3) Digestible energy | 14.23 | 14.23 |
| L-赖氨酸盐酸盐L-lysine-HCl(98%) | 0.30 | 0.30 | |||
| L-蛋氨酸L-methionine | 0.15 | 0.15 | |||
| L-苏氨酸L-threonine | 0.20 | 0.20 | |||
| L-色氨酸L-tryptophan | 0.05 | 0.05 | |||
| L-异亮氨酸L-isoleucine | 0.05 | 0.05 | |||
| L-缬氨酸L-valine | 0.05 | 0.05 | |||
| 氯化钠Salt | 0.30 | 0.30 | |||
| 石粉Limestone | 1.10 | 1.10 | |||
| CaHPO4 | 0.80 | 0.80 | |||
| 预混料1) Premix | 1.00 | 1.00 | |||
| 注: 1) 预混料为每千克饲料提供:铁170 mg,铜150 mg,锌150 mg,镁68 mg,锰80 mg,硒0.2 mg,钴0.3 mg,碘0.9 mg,维生素A 15 000 IU,维生素D3 3 000 IU,维生素E 150 mg,维生素B1 3 mg,维生素B2 6 mg,维生素B6 5 mg,维生素B12 0.03 mg,烟酸45 mg,维生素C 250 mg,泛酸钙9 mg,叶酸1 mg,生物素0.3 mg,氯化胆碱500 mg。2) 粗蛋白、钙和总磷是实测值,其他营养成分是计算值;3) 消化能单位是MJ·kg-1。 | |||||
| Notes: 1) The premix provided the following per kg of diets:Fe 170 mg,Cu 150 mg,Zn 150 mg,Mg 68 mg,Mn 80 mg,Se 0.2 mg,Co 0.3 mg,I 0.9 mg,vitamin A 15 000 IU,vitamin D3 3 000 IU,vitamin E 150 mg,vitamin B1 3 mg,vitamin B2 6 mg,vitamin B6 5 mg,vitamin B12 0.03 mg,niacin 45 mg,vitamin C 250 mg,calcium pantothenate 9 mg,folic acid 1 mg,biotin 0.3 mg,choline chloride 500 mg. 2) The nutrient contents of crude protein,calcium,and phosphorus were the analyzed values,the contents of other nutrient were calculated values. 3) The unit of digestible energy is MJ·kg-1. | |||||
取十二指肠、空肠和回肠食糜及胰腺组织制备20%组织匀浆液,于4 ℃、4 000 r·min-1条件下离心15 min,分离上清液待测。参照试剂盒(南京建成生物工程研究所)说明书测定各段肠道食糜和胰腺组织中淀粉酶、脂肪酶和糜蛋白酶活性。淀粉酶活性单位定义为:在37 ℃条件下,样品中每毫克组织蛋白与底物作用30 min,水解10 mg淀粉定义为1个酶活性单位;脂肪酶活性单位定义为:在37 ℃条件下,样品中每毫克组织蛋白与底物反应1 min,每消耗1 μmol底物为1个酶活性单位;糜蛋白酶活性单位定义为:在37 ℃条件下,样品中每毫克组织蛋白每分钟分解蛋白生产1 μg氨基酸定义为1个酶活性单位。
1.4.2 胰腺组织抗氧化指标的测定取胰腺组织制备20%组织匀浆液,于4 ℃、4 000 r·min-1条件下离心15 min,分离上清液待测。参照试剂盒(南京建成生物工程研究所)说明书测定胰腺组织中超氧化物歧化酶(SOD)、谷胱甘肽过氧化物酶(GPx)、过氧化氢酶(CAT)活性及还原性谷胱甘肽(GSH)和丙二醛(MDA)含量。SOD活性单位定义为:样品中每毫克组织蛋白在1 mL反应液中SOD抑制率达50%时所对应的酶量为1个酶活性单位;GPx活性单位定义为:样品中每毫克组织蛋白每分钟扣除非酶反应的作用,使反应体系中GSH浓度降低1 μmol·L-1为1个酶活性单位;CAT活性单位定义为:样品中每毫克组织蛋白每秒钟分解1 μmol H2O2的量为1个酶活性单位;GSH含量单位定义为:样品中每毫克组织蛋白中GSH的含量;MDA含量单位定义为:样品中每毫克组织蛋白中丙二醛的含量。
1.4.3 qRT-PCR法检测胰腺SOD 1、GPx1、GPx7 与CAT的mRNA的表达取胰腺组织样品80 mg,按照RNAiso提取试剂盒(TaKaRa,大连)说明书的步骤提取总RNA。使用NanoDrop 2000(Thermo)测定所提取的RNA的浓度和纯度,10 g·L-1琼脂糖凝胶电泳检查RNA的完整性。取1 μg总RNA,采用20 μL反转录体系,按照Prime-ScriptTM试剂盒(TaKaRa,大连)说明书合成cDNA,-20 ℃保存备用。本试验的特异性引物由Invitrogen公司设计并合成(表 2)。使用SYBR Premix Ex Taq试剂盒(TaKaRa,大连)进行qRT-PCR反应,所用仪器为ABI Biosystems公司的荧光定量PCR仪7300。反应程序为:95 ℃ 30 s;95 ℃ 5 s,60 ℃ 31 s,40个循环。以β-actin作为内参,采用2-ΔΔCT方法对基因表达结果进行计算[12]。
| 基因Gene | GenBank登录号GenBank accession No. | 引物对序列(5′→3′)Primer pairs sequence | 产物长度/bpProduct length |
| β-actin | DQ845171.1 | TCATGGACTCTGGGGATGGG/GCAGCTCGTAGCTCTTCTCC | 273 |
| SOD1 | NM214127.2 | CAAGAAGGGGCACCACGTT/CTCAGGGGACGCAAGAACTG | 70 |
| GPx1 | NM214201.1 | CCTCAAGTACGTCCGACCAG/CTCAGGGGACGCAAGAACTG | 85 |
| GPx7 | XM003463071.2 | CTTATGGTGGGGTAGGGGGA/GGCTGGGTAGGAGATTGCAG | 274 |
| CAT | NM214301.2 | TGTACCCGCTATTCTGGGGA/TCACACAGGCGTTTCCTCTC | 119 |
试验数据统计使用SPSS 18.0,采用GLM模型和Two-way ANOVA中的Duncan′s法进行差异显著性检验,比较主因素(仔猪与日粮)及其交互作用对IUGR断奶仔猪内源消化酶活性及抗氧化功能的影响[13]。结果用平均值±标准误 x±(SE)表示。
2 结果与分析 2.1 亮氨酸对IUGR断奶仔猪内源消化酶活性的影响由表 3可以看出:35日龄时,与其他3组相比,IC组胰腺、十二指肠、空肠和回肠食糜的淀粉酶活性显著降低(P<0.05) ;与NC组相比,IL组胰腺淀粉酶活性显著降低(P<0.05) ,十二指肠、空肠和回肠食糜的淀粉酶活性无显著变化(P>0.05) ;同时,NL组十二指肠食糜的淀粉酶活性显著高于NC组(P<0.05) 。与其他3组相比,IC组胰腺、十二指肠和回肠食糜的脂肪酶活性显著降低(P<0.05) ,而IC组空肠食糜的脂肪酶活性与NC组相比无显著差异(P>0.05) ,显著低于NL组和IL组(P<0.05) ;与NC组相比,IL组仔猪胰腺、空肠和回肠食糜的脂肪酶活性无显著变化(P>0.05) ,而十二指肠食糜的脂肪酶活性显著升高(P<0.05) ;同时,NL组十二指肠和回肠食糜的脂肪酶活性显著高于NC组(P<0.05) 。与NC组相比,IC组胰腺糜蛋白酶活性显著降低(P<0.05) ;IL组胰腺和十二指肠食糜的糜蛋白酶活性显著高于IC组(P<0.05) ,但其糜蛋白酶活性在IL组和NC组之间无显著变化(P>0.05) ;空肠和回肠食糜的糜蛋白酶活性在各组之间均无显著变化(P>0.05) 。另外,仔猪与日粮对十二指肠食糜的脂肪酶活性的影响存在交互作用。
| 酶种类Enzyme | 部位Issue | 各组酶活性/(U·mg-1)Enzyme activity | SE | P值P-value | |||||
| NC | NL | IC | IL | 仔猪Piglet | 日粮Diet | 互作Interaction | |||
| 淀粉酶 | 胰腺Pancreas | 9.327a | 9.837a | 7.668c | 8.433b | 0.182 | <0.010 | 0.007 | 0.562 |
| Amylase | 十二指肠Duodenum | 6.006b | 6.818a | 5.319c | 6.643ab | 0.152 | 0.071 | <0.010 | 0.275 |
| 空肠Jejunum | 6.233a | 6.748a | 5.646b | 6.362a | 0.148 | 0.022 | 0.005 | 0.619 | |
| 回肠Ileum | 6.434a | 7.068a | 5.529b | 6.784a | 0.161 | 0.029 | 0.001 | 0.238 | |
| 脂肪酶 | 胰腺Pancreas | 0.144a | 0.152a | 0.131b | 0.142a | 0.002 | 0.002 | 0.014 | 0.637 |
| Lipase | 十二指肠Duodenum | 0.150b | 0.170a | 0.138c | 0.180a | 0.003 | 0.693 | <0.010 | 0.007 |
| 空肠Jejunum | 0.135ab | 0.141a | 0.130b | 0.141a | 0.002 | 0.357 | 0.007 | 0.357 | |
| 回肠Ileum | 0.099b | 0.114a | 0.089c | 0.104b | 0.002 | 0.003 | <0.010 | 0.967 | |
| 糜蛋白酶 | 胰腺Pancreas | 0.485a | 0.510a | 0.408b | 0.484a | 0.014 | 0.041 | 0.045 | 0.298 |
| Chymotrypsin | 十二指肠Duodenum | 0.468ab | 0.489a | 0.408b | 0.504a | 0.014 | 0.398 | 0.033 | 0.161 |
| 空肠Jejunum | 0.487 | 0.542 | 0.480 | 0.529 | 0.020 | 0.725 | 0.090 | 0.923 | |
| 回肠Ileum | 0.402 | 0.416 | 0.416 | 0.454 | 0.104 | 0.447 | 0.447 | 0.879 | |
| 注: 1) 同行数据肩注小写字母不同表示差异显著(P<0.05) 。In the same row,values with different lowercase letter superscripts mean significant difference(P<0.05) . 2) NC:正常初生体质量(NBW)仔猪饲喂基础日粮NBW piglets fed with basal diet;NL:NBW仔猪饲喂亮氨酸日粮NBW piglets fed with leucine diet;IC:IUGR仔猪饲喂基础日粮IUGR piglets fed with basal diet;IL:IUGR仔猪饲喂亮氨酸日粮IUGR piglets fed with leucine diet. The same as follows. | |||||||||
从表 4可知:35日龄时,与其他3组相比,IC组胰腺SOD、GPx活性和GSH含量显著降低(P<0.05) ,MDA含量显著升高(P<0.05) ;与NC组相比,IL组胰腺SOD、CAT活性和GSH含量无显著变化(P>0.05) ,GPx活性显著降低(P<0.05) ,MDA含量显著升高(P<0.05) 。另外,仔猪与日粮对胰腺MDA含量的影响存在交互作用。
| 指标Items | 分组Groups | SE | P值P-value | |||||
| NC | NL | IC | IL | 仔猪Piglet | 日粮Diet | 互作Interaction | ||
| 超氧化物歧化酶活性/(U·mg-1)SOD activity | 31.377a | 32.258a | 28.921b | 31.972a | 0.379 | 0.037 | 0.004 | 0.093 |
| 谷胱甘肽过氧化物酶活性/(U·mg-1)GPx activity | 7.067a | 7.181a | 5.204c | 6.101b | 0.192 | <0.010 | 0.069 | 0.154 |
| 过氧化氢酶活性/(U·mg-1)CAT activity | 13.572ab | 14.714a | 12.464b | 13.693ab | 0.250 | 0.020 | 0.010 | 0.920 |
| 还原性谷胱甘肽含量/(μmol·mg-1)GSH content | 24.132a | 25.086a | 21.821b | 24.648a | 0.324 | 0.009 | 0.001 | 0.065 |
| 丙二醛含量/(nmol·mg-1)MDA content | 0.263c | 0.267c | 0.313a | 0.290b | 0.004 | <0.010 | 0.078 | 0.019 |
从表 5可以看出:35日龄时,与其他3组相比,IC组胰腺SOD 1 mRNA的表达水平显著降低(P<0.05) ,而GPx 1、GPx7 mRNA的表达水平无显著变化(P>0.05) 。IC组胰腺CAT mRNA的表达水平与NC组相比无显著变化(P>0.05) ,而显著低于IL组(P<0.05) 。与NC组相比,IL组胰腺的SOD 1 mRNA表达水平显著降低(P<0.05) ,而GPx 1、GPx7 、CAT mRNA表达水平无显著变化(P>0.05) 。
| 基因Gene | 基因表达量Expression level of mRNA | SE | P值P-value | |||||
| NC | NL | IC | IL | 仔猪Piglet | 日粮diet | 互作Interaction | ||
| SOD1 | 1.026a | 1.221a | 0.573c | 0.804b | 0.055 | <0.010 | 0.005 | 0.792 |
| GPx1 | 1.227 | 1.301 | 1.184 | 1.223 | 0.040 | 0.467 | 0.497 | 0.829 |
| GPx7 | 1.195 | 1.254 | 0.850 | 0.998 | 0.071 | 0.035 | 0.449 | 0.746 |
| CAT | 1.146ab | 1.309a | 0.993b | 1.354a | 0.054 | 0.593 | 0.014 | 0.327 |
在商业化养猪生产中,由于人为选择高产仔数,大约有15%~20%的新生仔猪表现为IUGR。新生的IUGR仔猪主要表现为消化系统发育受阻,营养物质消化吸收功能障碍[14-15]。研究表明,IUGR会改变新生仔猪体内氧化还原状态,生成大量活性氧(reactive oxygen species,ROS),破坏细胞结构和功能[16]。支链氨基酸(包括亮氨酸、异亮氨酸和缬氨酸),尤其是亮氨酸作为一种有效的抗氧化物质,可以有效缓解氧化应激,降低脂质过氧化水平,维持机体抗氧化系统的平衡[17]。在围产期和新生儿期,补充亮氨酸能明显减轻IUGR的影响[18]。亮氨酸能促进断奶仔猪胰腺和胃肠道的发育,提高组织蛋白质的合成[19]。
胰腺和小肠都是胃肠道的重要组成部分,其分泌的内源消化酶的活性直接影响胃肠道对营养物质的消化吸收能力,同时胃肠道的发育也直接影响着消化器官的分泌能力和消化酶的活性。本试验发现IUGR仔猪十二指肠、回肠的淀粉酶和脂肪酶活性及空肠的淀粉酶活性和胰腺各内源消化酶活性都显著降低,而日粮补充0.35%亮氨酸后IUGR仔猪胰腺、小肠各段的淀粉酶和脂肪酶活性及胰腺和十二指肠的糜蛋白酶活性都得到显著改善,且NBW仔猪胰腺、小肠各段中的部分内源消化酶活性也得到显著提高。IUGR能限制胰腺和小肠的生长发育,降低内源消化酶的活性[20],薛萍等[21]和廖志勇[22]也得出了相似的结果。Zhao等[23]的研究表明,日粮补充异亮氨酸后,幼建鲤的肝胰脏和小肠的淀粉酶、脂肪酶、糜蛋白酶及胰蛋白酶活性均显著提高。Liu等[24]对荷斯坦母牛胰腺的外分泌功能研究显示,亮氨酸可能作为一个营养信号来调节胰腺α-淀粉酶、胰蛋白酶、糜蛋白酶和脂肪酶的分泌。此外,亮氨酸同异亮氨酸和缬氨酸可以作为谷氨酰胺的合成底物,谷氨酰胺能够提高早期断奶仔猪胰腺和小肠的内源消化酶活性[25]。本试验发现亮氨酸具有提高IUGR断奶仔猪内源消化酶活性的结果与上述结果一致,表明亮氨酸对胃肠道的发育与功能具有一定的调控作用。
生理条件下机体生成的微量ROS是细胞生命中分子信号传导和转录调控的重要信使,并与机体的抗氧化系统处于一种良好的动态平衡,但在多种环境诱发条件下,机体ROS的生成与抗氧化系统平衡失调,从而导致氧化应激。机体内SOD、GPx、CAT和GSH能有效清除自由基,抵抗氧自由基损伤,维持细胞的蛋白质结构和功能,是动物体内抗氧化系统的主要成分,它们的活性高低与机体内ROS水平有关[26]。MDA是脂质过氧化物之一,反映机体氧化应激和细胞损伤的程度。有研究表明,IUGR会加剧氧化应激的发生[27],导致脂质过氧化和蛋白质氧化损伤[28],从而使胰腺及其他组织受到氧化损伤。本试验发现,受IUGR影响,35日龄仔猪胰腺SOD、GPx活性和GSH含量显著降低,MDA含量显著升高,这与王远孝等[5]的试验结果相似。可见IUGR会导致仔猪胰腺抗氧化酶活性和非酶抗氧化物质含量显著降低,降低胰腺抗氧化能力,加剧氧化应激程度,使胰腺发育受阻。有研究发现体外模拟氧化应激环境,亮氨酸可以诱导抗氧化酶活性增加,保护细胞免受氧化损伤,抑制氧化应激导致的细胞炎症反应[29]。许玲[30]的研究也表明,支链氨基酸,尤其是亮氨酸有利于体内自由基的清除和机体抗氧化酶活性的提高,对机体抗氧化能力的增强有积极作用。在日粮中补充0.35%亮氨酸后,IUGR断奶仔猪的抗氧化能力得到了有效改善,胰腺SOD、GPx活性和GSH含量显著升高,MDA含量显著降低。这说明亮氨酸对胰腺氧化损伤的保护作用可能是胰腺抗氧化酶活性和非酶抗氧化物质含量得到提高的结果。Tiedge等[31]研究发现,大鼠组织的抗氧化酶活性与其相应的mRNA表达水平呈正相关。为此,本试验也探讨了亮氨酸对IUGR断奶仔猪胰腺抗氧化酶的mRNA表达水平的影响。
在本试验中,IUGR仔猪胰腺SOD 1 mRNA的表达水平显著下调,这与Zhang等[32]的试验结果相似。这说明IUGR可能通过阻碍胰腺SOD 1 mRNA的表达来降低其抗氧化酶活性。Yin等[33]研究也发现,由氧化应激引起的氧化损伤会激活核因子E2相关因子2(Nrf2) 信号通路,导致抗氧化酶的mRNA表达水平下调及抗氧化酶活性降低。而在日粮中补充0.35%亮氨酸后,IUGR仔猪胰腺SOD 1 、CAT mRNA的表达水平显著上调[34]。Deng等[35]研究表明,亮氨酸主要通过刺激Nrf2信号通路相关的基因和蛋白的表达来上调一系列的抗氧化基因,从而增加相应的抗氧化酶活性和非酶抗氧化物质含量,进而提高机体抗氧化能力,缓解组织氧化应激的损失。
本试验显示IUGR可能会导致胰腺中抗氧化酶活性和非酶抗氧化物质含量降低及抗氧化酶mRNA表达下调,加剧胰腺氧化应激程度,使胰腺发育受损,从而引起机体消化功能和外分泌功能紊乱,使得内源消化酶活性降低,而亮氨酸对超早期断奶IUGR仔猪胰腺的抗氧化功能和胃肠道的消化吸收能力可能有一定的改善作用。
| [1] | Murphy V E, Smith R, Giles W B, et al. Endocrine regulation of human fetal growth:the role of the mother,placenta,and fetus[J]. Endocrine Reviews, 2006,27(2): 141–169. DOI: 10.1210/er.2005-0011 |
| [2] | Wu G, Bazer F, Wallace J, et al. Board-invited review:intrauterine growth retardation:implications for the animal sciences[J]. Journal of Animal Science, 2006,84(9): 2316–2337. DOI: 10.2527/jas.2006-156 |
| [3] | Redmer D, Wallace J, Reynolds L. Effect of nutrient intake during pregnancy on fetal and placental growth and vascular development[J]. Domestic Animal Endocrinology, 2004,27(3): 199–217. DOI: 10.1016/j.domaniend.2004.06.006 |
| [4] | 石现瑞, 霍永久, 王恬, 等. 子宫内发育迟缓对新生仔猪胰腺和胃发育的影响[J]. 家畜生态学报, 2005, 26(1): 26–31. Shi X R, Huo Y J, Wang T, et al. Effects of intrauterine growth restriction on gastric and pancreatic development of neonatal pigs[J]. Journal of Domestic Animal Ecology, 2005,26(1): 26–31. (in Chinese) |
| [5] | 王远孝. IUGR猪的生长与肠道发育及L-精氨酸和大豆卵磷脂的营养调控研究[D]. 南京:南京农业大学,2011. Wang Y X. Effect of IUGR on the growth and the intestinal development in postnatal pigs and the nutrition regulation by L-arginine and soya lecithine[D]. Nanjing:Nanjing Agricultural University,2011(in Chinese with English abstract). http://cdmd.cnki.com.cn/Article/CDMD-10307-1014122449.htm |
| [6] | Miller E, Ullrey D. The pig as a model for human nutrition[J]. Annual Review of Nutrition, 1987,7(1): 361–382. DOI: 10.1146/annurev.nu.07.070187.002045 |
| [7] | Guilloteau P, Zabielski R, Hammon H M, et al. Nutritional programming of gastrointestinal tract development. Is the pig a good model for man?[J]. Nutrition Research Reviews, 2010,23(1): 4–22. DOI: 10.1017/S0954422410000077 |
| [8] | Rajendram R,Preedy V R,Patel V B. Leucine-Protein Functional adaptation in the clinical setting[C]//Branched Chain Amino Acids in Clinical Nutrition. New York:Springer,2015:217-227. |
| [9] | 刘兆金. 日粮亮氨酸水平对断奶仔猪生长发育及机体蛋白质合成的影响研究[D]. 长沙:中国科学院亚热带农业生态研究所,2007. Liu Z J. Study on effect of dierary leucine lever on growth and protein synthesis of weaning pigs[D]. Changsha:Institute of Subtropical Agriculture of Chinese Academy of Sciences,2007(in Chinese with English abstract). |
| [10] | Zhang S, Qiao S, Ren M, et al. Supplementation with branched-chain amino acids to a low-protein diet regulates intestinal expression of amino acid and peptide transporters in weanling pigs[J]. Amino Acids, 2013,45(5): 1191–1205. DOI: 10.1007/s00726-013-1577-y |
| [11] | Xu W, Bai K, He J, et al. Leucine improves growth performance of intrauterine growth retardation piglets by modifying gene and protein expression related to protein synthesis[J]. Nutrition, 2016,32(1): 114–121. DOI: 10.1016/j.nut.2015.07.003 |
| [12] | Livak K J, Schmittgen T D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2-ΔΔCT method[J]. Methods, 2001,25(4): 402–408. DOI: 10.1006/meth.2001.1262 |
| [13] | 李博, 李伟, 张昊, 等. 日粮高胆碱水平对宫内发育迟缓猪背最长肌糖酵解的影响[J]. 南京农业大学学报, 2015, 38(2): 324–329. Li B, Li W, Zhang H, et al. Effects of high dietary concentrations of choline on longissimus dorsi muscle glycolysis in intrauterine growth retardation pigs[J]. Journal of Nanjing Agricultural University, 2015,38(2): 324–329. (in Chinese) |
| [14] | Wang T, Huo Y J, Shi F, et al. Effects of intrauterine growth retardation on development of the gastrointestinal tract in neonatal pigs[J]. Neonatology, 2005,88(1): 66–72. DOI: 10.1159/000084645 |
| [15] | Wang X, Wu W, Lin G, et al. Temporal proteomic analysis reveals continuous impairment of intestinal development in neonatal piglets with intrauterine growth restriction[J]. J Proteome Res, 2010,9(2): 924–935. DOI: 10.1021/pr900747d |
| [16] | Liu J, Yao Y, Yu B, et al. Effect of folic acid supplementation on hepatic antioxidant function and mitochondrial-related gene expression in weanling intrauterine growth retarded piglets[J]. Livestock Science, 2012,146(2): 123–132. |
| [17] | Jin H J, Lee J H, Kim D H, et al. Antioxidative and nitric oxide scavenging activity of branched-chain amino acids[J]. Food Science and Biotechnology, 2015,24(4): 1555–1558. DOI: 10.1007/s10068-015-0200-2 |
| [18] | Tirapegui J,Vianna D,Teodoro G F R,et al. Leucine and fetal growth[C]//Branched Chain Amino Acids in Clinical Nutrition. New York:Springer,2015:183-196. |
| [19] | Yin Y, Yao K, Liu Z, et al. Supplementing L-leucine to a low-protein diet increases tissue protein synthesis in weanling pigs[J]. Amino Acids, 2010,39(5): 1477–1486. DOI: 10.1007/s00726-010-0612-5 |
| [20] | 李伟, 钟翔, 王恬. IUGR新生仔猪胃肠道发育早期营养调控的研究进展[J]. 畜牧与兽医, 2010, 42(4): 92–95. Li W, Zhong X, Wang T. Advances in early nutrition regulation on gastrointestinal development of IUGR newborn piglets[J]. Animal Husbandry and Veterinary Medicine, 2010,42(4): 92–95. (in Chinese) |
| [21] | 薛萍, 王恬. 酪蛋白酶解物对胎儿宫内发育迟缓新生仔猪胰腺生长发育的影响[J]. 福建畜牧兽医, 2008, 29(6): 13–15. Xue P, Wang T. Effects of casein hydrolysate on the pancreatic growth and development of IUGR pigs[J]. Fujian Journal of Animal Husbandry and Veterinary Medicine, 2008,29(6): 13–15. (in Chinese) |
| [22] | 廖志勇. 大豆卵磷脂对宫内发育迟缓仔猪断奶后小肠组织生长发育和黏膜免疫功能的影响[D]. 南京:南京农业大学,2010. Liao Z Y. Effects of soybean lecithin on the development of tissue growth and mucosal immunity function of small intestine in post-weaned intrauterine growth retardation piglets[D]. Nanjing:Nanjing Agricultural University,2010(in Chinese with English abstract). http://cdmd.cnki.com.cn/Article/CDMD-10307-1012490527.htm |
| [23] | Zhao J, Liu Y, Jiang J, et al. Effects of dietary isoleucine on growth,the digestion and absorption capacity and gene expression in hepatopancreas and intestine of juvenile Jian carp(Cyprinus carpio var.Jian)[J]. Aquaculture, 2012,368: 117–128. |
| [24] | Liu K, Liu Y, Liu S, et al. Relationships between leucine and the pancreatic exocrine function for improving starch digestibility in ruminants[J]. Journal of Dairy Science, 2015,98(4): 2576–2582. DOI: 10.3168/jds.2014-8404 |
| [25] | 王连娣. 谷氨酰胺对早期断奶仔猪胰腺及胰酶发育的影响[D]. 北京:中国农业科学院,2000. Wang L D. Effect of glutamine on the development of pancreas and pancreatic enzyme system of early-weaned piglets[D]. Beijing:Chinese Academy of Agricultural Sciences,2000(in Chinese with English abstract). http://cdmd.cnki.com.cn/Article/CDMD-82101-2000004957.htm |
| [26] | 陈伟, 林映才, 马现永, 等. 一些抗氧化剂的抗/促氧化作用及其机制[J]. 动物营养学报, 2012, 24(4): 595–605. Chen W, Lin Y C, Ma X Y, et al. Anti/pro-oxidativefunctions of antioxidants and their mechanisms[J]. Chinese Journal of Animal Nutrition, 2012,24(4): 595–605. (in Chinese) |
| [27] | Myatt L, Cui X. Oxidative stress in the placenta[J]. Histochemistry and Cell Biology, 2004,122(4): 369–382. DOI: 10.1007/s00418-004-0677-x |
| [28] | Kamath U, Rao G, Kamath S U, et al. Maternal and fetal indicators of oxidative stress during intrauterine growth retardation(IUGR)[J]. Indian Journal of Clinical Biochemistry, 2006,21(1): 111–115. DOI: 10.1007/BF02913077 |
| [29] | Katayama S, Mine Y. Antioxidative activity of amino acids on tissue oxidative stress in human intestinal epithelial cell model[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2007,55(21): 8458–8464. DOI: 10.1021/jf070866p |
| [30] | 许玲. 支链氨基酸对大鼠运动力竭后血液中抗氧化系统的影响[J]. 解放军体育学院学报, 2002, 21(4): 76–78. Xu L. Effects of branched-chain amino acids intake on the SD rats antioxidant system in the blood after exercise fatigue[J]. Journal of PLA Institute of Physical Education, 2002,21(4): 76–78. (in Chinese) |
| [31] | Tiedge M, Lortz S, Drinkgern J, et al. Relation between antioxidant enzyme gene expression and antioxidative defense status of insulin-producing cells[J]. Diabetes, 1997,46(11): 1733–1742. DOI: 10.2337/diab.46.11.1733 |
| [32] | Zhang H, Chen Y, Li Y, et al. Medium-chain TAG attenuate hepatic oxidative damage in intra-uterine growth-retarded weanling piglets by improving the metabolic efficiency of the glutathione redox cycle[J]. British Journal of Nutrition, 2014,112(6): 876–885. DOI: 10.1017/S000711451400155X |
| [33] | Yin J, Ren W, Liu G, et al. Birth oxidative stress and the development of an antioxidant system in newborn piglets[J]. Free Radical Research, 2013,47(12): 1027–1035. DOI: 10.3109/10715762.2013.848277 |
| [34] | 欧德渊, 万洁妤, 李秀富, 等. 精氨酸对孕鼠子宫及其胎盘肥大细胞和组胺含量的影响[J]. 畜牧与兽医, 2015, 47(3): 88–90. Ou D Y, Wan J Y, Li X F, et al. Effects of L-arginine on mast cells and histamine content in uterus and placenta of pregnant rats[J]. Animal Husbandry and Veterinary Medicine, 2015,47(3): 88–90. (in Chinese) |
| [35] | Deng Y P, Jiang W D, Liu Y, et al. Differential growth performance,intestinal antioxidant status and relative expression of Nrf2 and its target genes in young grass carp(Ctenopharyngodon idella)fed with graded levels of leucine[J]. Aquaculture, 2014,434: 66–73. DOI: 10.1016/j.aquaculture.2014.07.026 |


