文章信息
- 顾冕, 孟大千, 徐国华
- GU Mian, MENG Daqian, XU Guohua
- 烟草microRNA827及其靶基因的鉴定与分析
- Identification and expression analysis of tobacco microRNA827 and their target genes
- 南京农业大学学报, 2016, 39(6): 965-972
- Journal of Nanjing Agricultural University, 2016, 39(6): 965-972.
- http://dx.doi.org/10.7685/jnau.201605027
-
文章历史
- 收稿日期: 2016-05-17
磷是植物生长发育所必需的大量营养元素之一, 是磷脂、核酸和酶类等许多具有重要生物学功能分子的组成成分。然而, 磷作为一种非可再生资源, 其在土壤中的有效性和移动性都很低, 在自然生态系统和农业生产中均是限制因素[1]。另一方面, 由于不合理施肥, 农田中磷及氮营养物流失, 通过地表径流等方式进入水体并最终导致富营养化的现象同时存在[2]。植物具有众多应对缺磷环境的适应性机制, 这些机制得以发挥作用是一系列基因协同作用的结果。过去20多年, 植物磷素营养分子生物学方面的研究进展迅速, 越来越多的基因被发现参与维持植物的磷素动态平衡。在这些基因中, SPX (SYG1/PHO81/XPR1)家族成员和microRNA (miRNA)发挥着关键作用[3-4]。
SPX家族成员可根据其第二个结构域的有无或类型分为4个亚家族, 即SPX、SPX-EXS (ERD1/XPR1/SYG1)、SPX-RING (really interesting new gene)和SPX-MFS (major facilitator superfamily)亚家族。其中, 对SPX亚家族成员功能研究的报道最多。拟南芥At-SPX1通过与磷信号中心调控因子At-PHR1的互作, 阻碍At-PHR1与下游缺磷诱导基因启动子区的P1BS (PHR1 binding site)顺式调控元件结合, 从而影响植株对缺磷胁迫的响应[5]。水稻Os-SPX1/2的调控机制也与At-SPX1相类似[6]; Os-SPX4主要在细胞质中与Os-PHR2互作并影响其细胞核定位[7]; Os-SPX3/5则也可能通过与Os-SPX1/2/4相类似的方式调控Os-PHR2的活性[8]。
miRNA是一类长度为21个碱基左右的小分子RNA, 通过抑制靶基因的转录或翻译实现其负调控作用[9-10]。近年来随着高通量技术的发展及应用, 越来越多的miRNA被发现参与植物磷信号途径。其中, 研究最为透彻的主要为miR399和miR827家族。miR399在低等植物和高等植物中非常保守, 通过负调控泛素降解途径的E2结合酶实现在内质网后区(post-endoplasmic reticulum compartment)对PHT1家族磷酸盐转运蛋白的降解[11]。拟南芥miR827的靶基因为At-NLA (nitrogen limitation adaptation)属于SPX-RING亚家族, 编码泛素降解途径中的E3连接酶, 通过在质膜介导PHT1蛋白的降解实现对磷素稳态的调控[12-13]。水稻miR827的靶基因则有2个Os-SPX-MFS1/2, 且与拟南芥不同, 其均来自SPX-MFS亚家族。该亚家族的另一个成员Os-SPX-MFS3编码液泡膜定位的磷外向转运蛋白, 而Os-SPX-MFS1/2亦定位于液泡膜, 但其具体的功能还有待研究[14-16]。miR827及其靶基因在其他物种中的调控模式尚不清楚, 本研究基于miR827靶基因的变异性, 克隆了林烟草miR827的靶基因, 并对林烟草miR827及其靶基因的表达模式进行了分析, 同时初步研究了其靶基因的功能, 为全面阐明植物磷信号途径提供新的证据并为磷高效作物育种提供理论基础。
1 材料与方法 1.1 试验材料植物材料为林烟草(Nicotiana sylvestris)和本氏烟草(Nicotiana benthamiana)。
1.2 Ns-miRNA 827 a/d前体序列的克隆及二级结构预测根据本课题组前期研究中采用生物信息学方法获得的Ns-miRNA 827 a/d前体序列, 使用miRNA前体结构预测网站RNAfold WebServer (http://subtiliswiki.net/wiki/index.php/RNAfold_WebServer)预测二级结构。
1.3 林烟草正常供磷和缺磷处理林烟草野生型种子使用前用15%(质量分数)的H2O2处理10 min, 用蒸馏水冲洗, 置于1/2的MS培养基上暗培养至露白, 然后转移到光下继续培养。当幼苗长出2片真叶后, 转移到正常供磷(1 mmol · L-1 NaH2PO4)或缺磷(0 mmol · L-1 NaH2PO4)的培养基上处理, 7 d后分别采地上部和地下部0.1 g。样品经液氮速冻后保存于-80 ℃冰箱中备用。
1.4 总RNA的提取及反转录RNA提取采取Invitrogen公司的Trizol试剂, 并严格按照其用户操作指南, 再用10 g · L-1琼脂糖凝胶电泳检测总RNA的完整性。反转录采用TaKaRa公司的反转录试剂盒获得cDNA。
1.5 Ns-miR827靶基因的预测、验证及序列分析利用植物miR靶基因预测的网站, 即psRNATarget (http://plantgrn.noble.org/psRNATarget/)进行预测, 得到2个本氏烟草中的候选靶基因, 根据本氏烟草和林烟草的同源比对设计引物, 再使用Ambion公司的RLM-RACE试剂盒得到Ns-SPX-MFS 1和Ns-SPX-MFS2全长序列并进行验证。
1.6 林烟草、水稻和拟南芥中SPX家族成员进化树分析Ns-miR827靶基因蛋白结构域的分析由数据库Pfam (http://pfam.sanger.ac.uk/)完成。根据获得的Ns-miRNA827的靶基因氨基酸序列, 并下载整理了拟南芥和水稻中SPX家族氨基酸序列, 用MEGA 5和Clustal X软件绘制家族进化树进行分析比较。
1.7 RT-qPCR分析Ns-miRNA 827及其靶基因的表达模式利用DNAman软件设计Ns-miR 827 a/d前体及其靶基因的定量引物, RT-qPCR的反应体系为20 μL, 按照SYBR Premix Ex TaqTM(TaKaRa)有关说明进行操作。结果采用2-ΔΔCT算法进行均一化处理, 并将正常供磷的地上部(+PS)作为对照(折算成1)。
1.8 Ns-miRNA827靶基因亚细胞水平定位分析选用pSAT6系列载体和pRCS2载体构建了miR827的靶基因以及已报道的液泡膜定位的AtTPK1的亚细胞定位载体, 将miR827的靶基因分别与绿色荧光蛋白GFP融合, 将AtTPK1与红色荧光蛋白RFP融合。培育合适大小的本氏烟草(Nicotiana benthamiana), 将菌液共侵染到本氏烟草叶片的下表皮, 暗培养2 d后在激光共聚焦荧光显微镜下观察结果。
1.9 Ns-miRNA827靶基因酵母回补突变体的构建EY917缺少酵母中5个主要的磷转运体基因(PHO 84、PHO87、PHO89、PHO90和PHO91), 同时菌株中包含有EB1280质粒, 能将半乳糖作为唯一碳源并激活GAL 1启动子表达PHO84, 从而使菌株存活。试验分别克隆了Ns-SPX-MFS1、Ns-SPX-MFS2以及各自MFS结构域回补EY917突变株以便研究其功能。
1.10 数据处理RT-qPCR数据为平均值±标准差, 采用SPSS 20.0软件进行统计学分析, 采用t测验比较两组间差异。
2 结果与分析 2.1 Ns-miR 827a/d前体序列的克隆及其二级结构的预测本课题组前期研究中采用生物信息学方法从普通烟草(Nicotiana tabacum)中鉴定出6个miR827家族成员miR827a/b/c/d/e/f[17]。miR基因的一个特性是可能会在基因组上的同一位点从DNA的正义链和反义链分别进行转录, 继而产生2个有功能的miR。通常将其中一条miR称为正义miR, 而将另一条称为反义miR。因烟草miR827b/d/f分别为miR827a/c/e的反义miR, 本工作仅针对3对正反义miR827(即miR827a/b、miR827c/d和miR827e/f)中的一条链进行研究; 又因miR827c和miR827e (miR827d和miR827f)的原初转录本序列基本一致, miR827c/d和miR827e/f中仅选择一个进行研究; 此外, 仅miR827a和miR827d前体结构的上游有P1BS顺式调控元件(已报道水稻和拟南芥miR827为PHR转录因子的靶基因, 其启动子区含有P1BS顺式调控元件)[12, 15, 18], 本研究最终选择miR827a和miR827d为研究对象。以林烟草总DNA为模板进行PCR扩增, 获得miR 827a/d的序列, 结果表明林烟草中miR827a和miR827d的前体序列一致度为100%且与普通烟草中完全一致, 其长度为99 bp。Ns-miR 827a/d前体结构的AT含量为66.7%, 最小折叠自由能(minimal folding free energy, MFE)和最小折叠自由能指数(minimal folding free energy index, MFEi)分别为34.87和1.06, 均符合miRNA基因的特点。此外, RNAfold分析结果(图 1)显示:Ns-miR 827a/d前体序列可折叠成较为典型的茎环结构, 且miRNA成熟片段位于前体结构的3′端茎结构上。
|
图 1 Ns-miR 827前体二级结构的预测 Figure 1 Predicted secondary stem-loop structure of Ns-miR 827 黑色实线为Ns-miR 827成熟片段。 Black solid line indicates the mature sequence of Ns-miR 827. |
对野生型林烟草进行缺磷, 对根部和地上部分别采样继而进行RT-qPCR分析。结果(图 2)显示:Ns-miR 827a和Ns-miR827d均响应缺磷胁迫发生上调, 与拟南芥和水稻中miR827的表达模式一致。
|
图 2 Ns-miR 827a和Ns-miR827d在缺磷条件下的表达模式 Figure 2 Expression of Ns-miR 827a and Ns-miR 827d in response to phosphate starvation +PS:正常供磷地上部Phosphate-sufficient shoot; -PS:缺磷地上部Phosphate-deficient shoot; +PR:正常供磷根部Phosphate-sufficient root; -PR:缺磷根部Phosphate-deficient root. *P < 0.05, * *P < 0.01, * * *P < 0.001. |
Ns-miR827a/d的成熟片段长度为21个碱基, 与拟南芥的miR827以及水稻的miR827相比, 分别仅有2个碱基的差异(图 3-A)。通过Ns-miR827a/d的成熟片段序列, 使用psRNATarget在线软件对其靶基因进行预测。从本氏烟草(Nicotiana benthamiana)中得到2个候选靶基因, 其均属于SPX-MFS家族成员。因水稻miR827的靶基因亦来自此家族, 故将本氏烟草和水稻的SPX-MFS基因序列进行比对后, 根据其保守区设计引物PCR扩增出林烟草中相应的保守序列, 继而通过RLM-RACE技术得到林烟草中2个同源基因的cDNA全长序列(图 3-B), 其开放阅读框长度分别为2 079 bp和2 052 bp, 编码692和683个氨基酸。这2个基因的5′UTR区域含有与Ns-miR827a/d成熟片段反向互补的序列, 且21个碱基中分别仅有1个和2个错配, 因此继续采用RLM-RACE对其不完整RNA的5′端序列进行分析。结果(图 4)显示:所检测的2个基因各10个克隆中, 剪切位点均发生在miRNA成熟片段的第10和11位之间, 符合miRNA对靶基因进行剪切的特征[9]。
|
图 3 miR827的成熟片段序列比对(A)及Ns-miR827的靶基因结构(B) Figure 3 Alignment of the mature miR827 sequences (A) and the gene structures of two Ns-miR827 targets (B) Ns:林烟草Nicotiana sylvestris; At:拟南芥Arabidopsis thaliana; Os:水稻Oryza sativa; miR827 BS:miR827结合位点miR827 binding site |
|
图 4 林烟草miR827靶基因mRNA结构及其剪切位点的RACE分析 Figure 4 Structure of mRNA targets and analysis of the miR827 cleavage sites in Nicotiana sylvestris 黑色字体为miR827靶基因的mRNA; 红色字体为miR827成熟片段。 The sequences in black indicate the mRNAs of miR827 targets; The sequences in red indicate the mature sequences of miR827. |
这些表明这2个基因的确为Ns-miR827a/d的靶基因, 因此将其命名为Ns-SPX-MFS 1和Ns-SPX-MFS2。通过Pfam数据库对Ns-SPX-MFS1/2的结构域进行分析发现其与水稻miR827的2个靶基因高度保守, 且在N端和C端分别具有SPX和MFS结构域。进化树分析结果(图 5)显示:Ns-SPX-MFS1/2与水稻Os-SPX-MFS1/2以及拟南芥液泡膜定位的磷内向转运蛋白VPT1均具有较近的亲缘关系。
|
图 5 林烟草、水稻和拟南芥SPX家族进化树分析 Figure 5 Phylogenetic analysis of SPX domain-containing proteins from tobacco, rice and Arabidopsis thaliana |
MiRNA主要是在转录后水平对基因的表达进行负调控, 而Ns-miR 827a/d受缺磷诱导表达(图 2), 因此在其靶基因Ns-SPX-MFS 1/2的剪切位点两侧设计特异引物, 对其缺磷信号的响应进行RT-qPCR分析。结果(图 6)显示:Ns-SPX-MFS 1/2在地上部的表达量均高于根部, 其中Ns-SPX-MFS1的表达受缺磷响应发生下调, 但Ns-SPX-MFS2却受缺磷诱导表达上调。
|
图 6 Ns-SPX-MFS 1和Ns-SPX-MFS2对缺磷胁迫的响应分析 Figure 6 Expression of Ns-SPX-MFS 1 and Ns-SPX-MFS 2 in response to phosphate starvation +PS:正常供磷地上部Phosphate-sufficient shoot; -PS:缺磷地上部Phosphate-deficient shoot; +PR:正常供磷根部Phosphate-sufficient root; -PR:缺磷根部Phosphate-deficient root. *P < 0.05. |
通过本氏烟草叶片下表皮瞬时表达的方法对Ns-SPX-MFS1/2的亚细胞水平定位进行分析。因水稻SPX-MFS家族成员均定位于液泡膜[16], 选取液泡膜定位的AtTPK1作为参照[19], 将Ns-SPX-MFS 1/2 ∷ GFP和AtTPK1 ∷ RFP进行共转化, 结果(图 7)显示:Ns-SPX-MFS 1/2 ∷ GFP的绿色荧光均与AtTPK1 ∷ RFP的红色荧光发生重合, 因此Ns-SPX-MFS1/2定位于液泡膜。此外, 还可在细胞核中检测到Ns-SPX-MFS1/2的表达。
|
图 7 本氏烟草表皮细胞瞬时表达Ns-SPX-MFS1和Ns-SPX-MFS2的亚细胞定位分析 Figure 7 Subcellular localization of Ns-SPX-MFS1 and Ns-SPX-MFS2 in the leaf epidermal cells of Nicotiana benthamiana GFP:绿色荧光蛋白Green fluorescent protein; RFP:红色荧光蛋白Red fluorescent protein; BF:明场Bright field; Merge:重叠 |
酿酒酵母突变株EY917中5个磷酸盐转运蛋白基因(PHO 84、PHO89、PHO87、PHO90和PHO91)均已突变, 其已被成功应用于PHT1和SPX-MFS家族磷转运蛋白基因的功能验证[16], 本研究亦采用该突变株分别进行Ns-SPX-MFS1/2的功能回补验证。结果显示, 当培养基中的碳源为半乳糖时, 由于半乳糖诱导的GAL 1启动子驱动了酵母內源磷转运蛋白基因PHO 84的表达, 2个对照和回补基因的菌株均能正常生长, 且不受培养基中磷浓度的影响(图 8-A); 当培养基中的碳源为葡萄糖时, PHO 84不能表达, 因此转入空载的阴性对照在低磷(1 mmol · L-1)和高磷(10 mmol · L-1)条件下均不能正常生长, 转入水稻磷酸盐转运蛋白基因OsPHT 1; 8的菌株则在2个磷浓度条件下均能正常生长, 而转入Ns-SPX-MFS1/2的菌株也能部分回补其突变表型(图 8-B)。SPX-MFS成员的跨膜区域主要在MFS结构域, 为了研究MFS结构域的功能, 本研究用截去SPX结构域的Ns-SPX-MFS 1/2片段回补EY917突变株。结果(图 8-B)显示:Ns-SPX-MFS1/2各自的MFS结构域可以在高磷条件下部分回补突变株表型, 但其回补能力稍弱于完整的Ns-SPX-MFS1/2。
|
图 8 Ns-SPX-MFS1/2和MFS结构域回补酵母突变体EY917 Figure 8 Complementation of yeast phosphate (Pi) transporter mutant line EY917 Empty vector:阴性对照Negative control; OsPT8:阳性对照Positive control; ΔMFS1/2:去除了SPX结构域的Ns-SPX-MFS1/2 Ns-SPX-MFS1/2 lacking the SPX domains |
众多miRNA及其靶基因在不同物种中的表达模式和功能趋于保守, 如磷信号途径中miR399-PHO2介导的信号通路[20]。miR827也在十字花科、禾本科和茄科等不同物种中表现出对缺磷信号的正响应, 本研究发现茄科另一模式植物林烟草中的miR827也响应缺磷信号发生强烈上调; 但是, 在豆科植物中则检测不到miR827[21]。这些结果表明:miR827在物种进化过程中既有保守性, 同时也存在一定的变异; 另一方面, miR827的靶基因在不同物种中也发生较大的变异。拟南芥miR827的靶基因编码1个质膜定位的泛素E3连接酶NLA[12-13], 而水稻miR827的靶基因则为液泡膜定位的SPX-MFS家族的2个成员[16]。
烟草与拟南芥同为双子叶植物, 在进化上烟草与拟南芥的亲缘关系比其与单子叶植物水稻的亲缘关系更近, 但有意思的是林烟草miR827的靶基因却与水稻一样, 亦为SPX-MFS家族成员, 且其在转录水平对缺磷信号的响应亦与水稻中一样, 即SPX-MFS 1受缺磷抑制, 而SPX-MFS2响应缺磷信号发生上调[15-16]。考虑到SPX-MFS 1和SPX-MFS2均为miR827的靶基因, 转录后水平可能受缺磷负调控, 然而SPX-MFS 2却表现出与预期相反的表达模式, 即受缺磷诱导[15-16], 表明在缺磷条件下SPX-MFS 2可能同时受到未知的上游转录因子的正调控。另一方面, 水稻Os-SPX-MFS1/2均定位于液泡膜[16], 而林烟草Ns-SPX-MFS1/2除定位于液泡膜外, 在细胞核中亦可检测到表达。考虑到已有报道表明SPX亚家族的几个成员, 如拟南芥At-SPX1和水稻Os-SPX1/2在细胞核中通过与PHR转录因子的结合调控其转录活性[5-6], Ns-SPX-MFS1/2是否也在细胞核中发挥类似的功能有待进一步深入的研究来证明。综上, 这些结果均显示了miR827及其靶基因在进化上的复杂性。
近期报道表明:拟南芥SPX-EXS家族成员PHO1的EXS结构域有2次跨膜, EXS结构域和完整的PHO1均可定位于高尔基体/反式高尔基体网络, 但EXS结构域必须与其上游的另外4次跨膜结构域一起才能具有与PHO1一样的向外转运磷的能力[22]。Wang等[16]首次研究了水稻OsSPX-MFS1/2的MFS结构域的定位, 但MFS结构域在磷转运过程中的功能尚不清楚。本研究结果显示:Ns-SPX-MFS1/2的MFS结构域亦有磷转运的活性, 但其对突变株的回补能力稍弱于具有完整结构的Ns-SPX-MFS1/2, 表明Ns-SPX-MFS1/2的SPX结构域可能对磷的转运活性也有一定贡献, 但其具体的功能及其分子机制还有待进一步研究发掘。
美国密歇根大学的Tzvi Tzfira教授提供pSAT系列亚细胞定位载体; 浙江大学的寿惠霞教授和中国农业科学院的易可可教授分别提供pAG426GPD-ccdB载体和酵母EY917突变株。谨致谢意!
| [1] | Raghothama K G. Phosphate acquisition[J]. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 1999,50: 665–693. DOI: 10.1146/annurev.arplant.50.1.665 |
| [2] | Conley D J, Paerl H W, Howarth R W, et al. Controlling eutrophication:nitrogen and phosphorus[J]. Science, 2009,323: 1014–1015. DOI: 10.1126/science.1167755 |
| [3] | Secco D, Wang C, Arpat B A, et al. The emerging importance of the SPX domain-containing proteins in phosphate homeostasis[J]. New Phytologist, 2012,193(4): 842–851. DOI: 10.1111/j.1469-8137.2011.04002.x |
| [4] | Liu T Y, Lin W Y, Huang T K, et al. MicroRNA-mediated surveillance of phosphate transporters on the move[J]. Trends in Plant Science, 2014,19(10): 647–655. DOI: 10.1016/j.tplants.2014.06.004 |
| [5] | Puga M I, Mateos I, Charukesi R, et al. SPX1 is a phosphate-dependent inhibitor of PHOSPHATE STARVATION RESPONSE 1 in Arabidopsis[J]. Proc Natl Acade Sci USA, 2014,111(41): 14947–14952. DOI: 10.1073/pnas.1404654111 |
| [6] | Wang Z Y, Ruan W Y, Shi J, et al. Rice SPX1 and SPX2 inhibits phosphate starvation responses through interacting with PHR2 in a phosphate-dependent manner[J]. Proc Natl Acade Sci USA, 2014,111(41): 14953–14958. DOI: 10.1073/pnas.1404680111 |
| [7] | Lü Q D, Zhong Y J, Wang Y G, et al. SPX4 negatively regulates phosphate signaling and homeostasis through its interaction with PHR2 in rice[J]. Plant Cell, 2014,26: 1586–1597. DOI: 10.1105/tpc.114.123208 |
| [8] | Shi J, Hu H, Zhang K M, et al. The paralogous SPX3 and SPX5 genes redundantly modulate Pi homeostasis in rice[J]. Journal of Experimental Botany, 2014,65(3): 859–870. DOI: 10.1093/jxb/ert424 |
| [9] | Jones-Rhoades M W, Bartel D P, Bartel B. MicroRNAs and their regulatory roles in plants[J]. Annual Review of Plant Biology, 2006,57: 19–53. DOI: 10.1146/annurev.arplant.57.032905.105218 |
| [10] | Bartel D P. MicroRNAs:target recognition and regulatory functions[J]. Cell, 2009,136(2): 215–233. DOI: 10.1016/j.cell.2009.01.002 |
| [11] | Huang T K, Han C L, Lin S I, et al. Identification of downstream components of ubiquitin-conjugating enzyme PHOSPHATE2 by quantitative membrane proteomic in Arabidopsis roots[J]. Plant Cell, 2013,25(10): 4044–4060. DOI: 10.1105/tpc.113.115998 |
| [12] | Kant S, Peng M S, Rothstein S J. Genetic regulation by NLA and microRNA827 for maintaining nitrate-dependent phosphate homeostasis in Arabidopsis[J]. PLoS Genetics, 2011,7(3): e1002021. DOI: 10.1371/journal.pgen.1002021 |
| [13] | Lin W Y, Huang T K, Chiou T J. Nitrogen limitation adaptation, a target of microRNA827, mediates degradation of plasma membrane-localized phosphate transporters to maintain phosphate homeostasis in Arabidopsis[J]. Plant Cell, 2013,25(10): 4061–4074. DOI: 10.1105/tpc.113.116012 |
| [14] | Lin S I, Santi C, Jobet E, et al. Complex regulation of two target genes encoding SPX-MFS proteins by rice miR827 in response to phosphate starvation[J]. Plant Cell Physiol, 2010,51(12): 2119–2131. DOI: 10.1093/pcp/pcq170 |
| [15] | Wang C, Huang W, Ying Y H, et al. Functional characterization of the rice SPX-MFS family reveals a key role of OsSPX-MFS1 in controlling phosphate homeostasis in leaves[J]. New Phytologist, 2012,196(1): 139–148. DOI: 10.1111/j.1469-8137.2012.04227.x |
| [16] | Wang C, Yue W H, Ying Y H, et al. Rice SPX-major facility superfamily3, a vacuolar phosphate efflux transporter, is involved in maintaining phosphate homeostasis in rice[J]. Plant Physiology, 2015,169: 2822–2831. |
| [17] | Gu M, Liu W, Meng Q, et al. Identification of microRNAs in six solanaceous plants and their potential link with phosphate and mycorrhizal signaling[J]. Journal of Integrative Plant Biology, 2014,56(12): 1164–1178. DOI: 10.1111/jipb.v56.12 |
| [18] | Rubio V, Linhares F, Solano R, et al. A conserved MYB transcription factor involved in phosphate starvation signaling both in vascular plants and in unicellular algae[J]. Genes and Development, 2001,15(16): 2122–2133. DOI: 10.1101/gad.204401 |
| [19] | Latz A, Becker D, Hekman M, et al. TPK1, a Ca2+-regulated Arabidopsis vacuole two-pore K+ channel is activated by 14-3-3 proteins[J]. The Plant Journal, 2007,52: 449–459. DOI: 10.1111/j.1365-313X.2007.03255.x |
| [20] | Chiou T J, Aung K, Lin S I, et al. Regulation of phosphate homeostasis by microRNA in Arabidopsis[J]. Plant Cell, 2006,18(2): 412–421. DOI: 10.1105/tpc.105.038943 |
| [21] | Xu F, Liu Q, Chen L Y, et al. Genome-wide identification of soybean microRNAs and their targets reveals their organ-specificity and responses to phosphate starvation[J]. BMC Genomics, 2013,14: 66. DOI: 10.1186/1471-2164-14-66 |
| [22] | Wege S, Khan G A, Jung J Y, et al. The EXS domain of PHO1 participates in the response of shoots to phosphate deficiency via a root-to-shoot signal[J]. Plant Physiology, 2016,170: 385–400. DOI: 10.1104/pp.15.00975 |