在水生态系统中，有机营养组分是生命过程中重要的能量和营养来源，会对浮游植物和细菌的生物活动产生重要影响(吴丰昌等，2008; 2010).溶解性有机质(DOM)广泛存在于各类水体，含有丰富的碳、氮、磷等生源要素，其形成、转化、归宿及相伴随的营养盐再生过程是水生生态系统营养盐生物地球化学循环的重要环节，在海洋及内陆水体的生态学研究中受到高度重视(Simon et al., 2002; Turner，2002).在湖泊中，DOM一般来源于外源输入及湖泊内源产生，内源DOM比外源DOM的碳氮比值高，更加富含碳水化合物，也更容易被降解从而参与到微食物网能量传递过程中，对总初级生产力的贡献较大(Maki et al., 2010).大量研究通过野外调查及室内试验证明，浮游植物、沉水植物、海藻、湿地及红树林等生物降解都是内源DOM的最主要来源(Tzortziou et al., 2008; Zhang et al., 2009).

太湖生态类型多样，存在着水环境差异比较显著的藻型湖区北太湖、草型湖区东太湖，其维持稳定生态系统状态的机理也完全不同，水体中DOM的来源及组分特征也存在较大差异(Qin et al., 2004; 张运林等，2005; Yao et al., 2011).浮游植物降解是太湖藻型湖区内源自生DOM的重要来源之一(Zhang et al., 2009)，那么在草型湖区，水生植物降解是否也是内源DOM的主要来源之一呢？草、藻来源DOM的化学和光学特征是否存在差异？草、藻型湖区的水环境差异是否与草、藻来源的DOM性质差异有关？基于此，本文分别选取太湖藻型湖区的蓝藻水华及草型湖区的优势水生植物马来眼子菜进行室内细菌降解实验，观察它们的降解产物及随后的细菌降解速率异同，示踪草、藻来源DOM成分的产生及去除过程，以期进一步认识内源DOM在水生生态系统营养盐的贡献机制.

将分别采自太湖藻型湖区的蓝藻藻浆及草型湖区的优势水生植物马来眼子菜用纯净水清洗干净，放至玻璃缸内加入超纯水后密封，置于室温(20~25 ℃)黑暗条件下让其自然死亡，几天后取出用GF/C滤膜进行过滤分别得到草、藻来源的DOM溶液.然后将DOM溶液用超纯水按一定比例稀释后分别置于玻璃缸内轻微振荡，铝箔包裹密封避光降解，实验置3个平行样.实验进行10 d，每隔一定时间取水样，原样测定pH值，经Millopore膜(0.2 μm)过滤后测定DOM的三维荧光光谱.文中用T1、T2分别代表藻源、草源溶液降解处理组.

三维荧光光谱采用日立F-7000 FL Spectrophotometer 分光光度计测定，激发和发射夹缝宽度为5 nm，激发波长为200~450 nm，间隔为5 nm，发射波长为250~600 nm，以1 nm间隔得到荧光光谱，减去Milli-Q超纯水三维荧光光谱以校正水的拉曼散射，同时利用0.01 mg · L^-1硫酸奎宁进行荧光定标.

PARAFAC法是通过数学统计的方法把DOM复杂的荧光数据矩阵分离出不同的组分，将所有点位的整个三维荧光数据组分解成3个线性项和一个残留数组，它是基于三线性理论的一种方法.PARAFAC法计算过程可以称为交替最小二乘(ALS)算法:

在MATLAB中使用DOMFluor工具箱运行PARAFAC法模型对样点的三维荧光数据进行分析.运用SPSS11.5 进行均值、标准差、组间方差及线性拟合等数据统计分析.回归分析和相关分析用于检测变量之间的关系.p＞0.05表示未达到显著检验水平，0.01＜p＜0.05为显著水平，p＜0.01为极显著水平.

蓝藻水华避光腐烂降解后产生的DOM是弱碱性物质，在随后的DOM细菌降解过程中pH呈现下降趋势，实验第6天pH降至6.89左右后进入稳定状态(图 1).马来眼子菜避光腐烂降解后产生的DOM是偏酸性物质，初始DOM样品的pH值达5.48左右，在随后的DOM细菌降解过程中pH呈现上升趋势，实验第2天升至6.11后速度变缓，至第10天实验结束时pH为6.59(图 1).对两组实验样本进行t检验，结果表明，从实验开始到结束，两组实验的pH值变化都达到了显著水平(p＜0.01).

图 1(Fig. 1)

图 1 降解过程中pH值的变化 Fig. 1 Changes of pH in the process of decomposition

将整个降解实验过程中采集的 DOM三维荧光样品全部放入PARAFAC模型中进行计算，一共得到4种荧光组分(C1~C4)，其三维荧光图谱及对半检验结果如图 2所示.这4种荧光组分的光谱特征与文献(Stedmon et al., 2005a;2005b; Yamashita et al., 2008; Yamashita and Jaffe， 2008)报道的其他水生环境中得到的荧光组分很相似.

图 2(Fig. 2)

图 2 平行因子分析得到的4组分三维荧光图及对半检验图 Fig. 2 The EEM contours of the four fluorescent components identified by PARAFAC and split-half validation results for four components

组分C1在短波紫外220 nm处和280 nm处存在激发最大值，一个发射最大值在320 nm处.组分C2存在两个最大的激发波长，分别在220 nm和270 nm处，最大发射波长在357 nm处.C1和C2都与文献(Stedmon et al., 2005b; Yamashita et al., 2008; Yamashita and Jaffe， 2008)中经典的T峰位置相近，主要表征的是类蛋白质中的色氨酸荧光物质.组分C3在短波紫外220 nm处和275 nm处存在激发最大值，一个发射最大值在304 nm处，与文献(Stedmon et al., 2005b; Yamashita et al., 2008)中B峰的位置相近，主要表征的是类蛋白质中的酪氨 酸荧光物质，这种蛋白质荧光峰和组分C1、C2都被认为是由水里的生物死亡降解所产生的.组分C4在短波紫外220 nm处和290 nm处存在激发最大值，一个发射最大值在395 nm处，分别与陆源类腐殖质荧光峰A及海源类腐殖质荧光峰M的位置相似，同时也与其他研究(Yamashita and Jaffe， 2008)中PARAFAC解译出的陆源和海源类腐殖质荧光组分相似. 因此，结合以往的研究结果，可以认为组分C1、C2为内源蛋白质类色氨酸荧光有机物，C3为内源蛋白质类酪氨酸荧光有机物，组分C4则为陆源输入及浮游植物降解释放的类腐殖质荧光有机物.

经过10 d的降解，两种来源的DOM总荧光强度随降解时间的下降趋势非常明显，衰减率都达到了初始样品的90%左右，表明了细菌对DOM的降解利用，但两者的降解速率存在明显的差异(图 3).藻源性溶解物质在实验的前2 d降解最快，荧光物质衰减率约为70%，随之降解速度变缓.而草源性DOM在前7 d降解过程中速度较慢，只降解了约37%，平均降解速率为5.37% · d^-1；实验后3 d降解速度明显加快，降解了相当于初始荧光强度50%的荧光物质，平均降解速率为16.77% · d^-1.

图 3(Fig. 3)

图 3 草、藻来源的DOM降解比例随时间的变化 Fig. 3 Dynamics of DOM degradation of algae-derived and submerged plant-derived DOM extracts

图 4分别呈现了草、藻来源溶液中DOM 4种荧光组分的荧光强度及相对比例随降解时间的变化过程.其中，藻源性DOM各荧光组分的荧光强度都存在不同程度的下降，类蛋白荧光组分C1~C3的荧光强度都下降了1个数量级，其中，C2到实验第8 d荧光强度甚至变为0，表明在本次实验中，藻源性类蛋白荧光尤其是类色氨酸荧光在实验期间被细菌充分的降解利用.类腐殖质荧光组分C4尽管荧光强度也随时间呈下降趋势，但由于类蛋白荧光组分的大量降解，类腐殖质所占比例反而由初始的4.46%提升至实验结束时的32.56%(图 4).

图 4(Fig. 4)

图 4 两种来源的DOM各荧光组分荧光强度及相对比例随时间的变化 Fig. 4 Composition of DOM fluorescence of four components and changes in their contribution to total DOM fluorescence intensity

草源性DOM的初始荧光组分以类酪氨酸荧光C3占绝对优势，在实验过程中C3的荧光强度呈显著下降(p＜0.01)，但在前7 d时间中C3所占比例却并没有产生明显的变化.类色氨酸组分C2虽然所占比例不大，但在实验过程中一直被降解利用，直至荧光强度变为0.实验最后一天荧光组分构成与前7 d相比发生了较大变化，C2没有被检测到，C3由前7 d的约90%降到了42%，并且检测出了32%左右的成分C1，类腐殖质荧光组分C4则由于类蛋白荧光组分的降解利用相对比例有了大幅上升.

实验中微囊藻和马来眼子菜分解过程中几天时间内就可以释放出大量DOM，而且两种来源的初始DOM样品都以类蛋白荧光物质为主要成分.类蛋白荧光物质在草、藻来源的DOM中所占比例要比湖泊中自然存在的大得多，表明与水体中自然存在的DOM相比，植物降解产生的DOM明显具有活性(Thomas et al., 1995).这也验证了文献报道中关于浮游植物、沉水植物、海草等通过细菌降解能快速释放有机质并能引起营养盐显著累积的结论(Yamashita and Tanoue， 2008; Wang et al., 2007).

藻源性溶液呈弱碱性，而草源性溶液偏酸性，在随后的降解实验中由于受酸碱性不同的降解产物的影响，pH值逐渐趋于中性.草、藻来源的DOM在类蛋白组分构成上也存在差别(图 4).藻源DOM以类色氨酸组分C1、C2为主，所占比例接近80%；其次为类酪氨酸组分C3，所占比例大约为20%. 而草源DOM荧光物质则基本上以类酪氨酸组分C3为主，所占比例超过90%，而且类色氨酸组分中C1在初始样品中及之后的降解实验中都没有被检测到或者所占比例极少，表明草降解过程中可能没有产生或者产生极少的类色氨酸荧光.野外调查数据表明，太湖草、藻型湖区的DOM荧光特征存在差异，其中，藻型湖区DOM含有较多的类色氨酸荧光组分，而藻型湖区DOM则含有较多的类酪氨酸荧光组分(Yao et al., 2011).本实验中草、藻来源DOM的荧光组分差异与野外调查结果相似，这也说明草、藻释放的DOM在理化性质及光学特征上表现出的差异可能是草、藻型湖泊水体DOM性质差异的重要原因之一.

虽然草、藻来源的DOM均以活性DOM成分为主，但也产生了较难降解的类腐殖质荧光组分(＜5%).类腐殖质荧光组分被认为代表较难降解的DOM，也可能来源于原位细菌降解过程中细菌呼吸作用的副产物(Karmer et al., 2004; Nieto-Cid et al., 2006).针对Ise Bay(Japan)表层水体的观测发现，浮游植物原位降解产生的DOM中包含大约25%的类腐殖质荧光(Karmer et al., 2004).长达71 d的藻降解培养实验中也观察到，在溶解性氨基酸荧光持续下降过程中伴随着类腐殖质荧光的产生(Yamashita and Tanoue， 2004).

不同来源的DOM有着截然不同的化学及光学特征，因此，它们对微生物降解的响应也可能存在差异(Qualls et al., 2003; Jaffe et al., 2004).本实验中，经过细菌的降解利用，草、藻来源的DOM类蛋白荧光强度都迅速减弱，均由较易降解的以类蛋白物质为主的DOM，转变为较难降解利用的以类腐殖质荧光为主的DOM，表明两种来源的类蛋白荧光都很容易被细菌快速吸收降解用于自身消耗和呼吸作用(Hamamachi et al., 2008).

DOM总荧光强度的降解速率对比结果表明，草、藻来源的DOM降解速率存在明显差异(图 3).相对于草源性溶解物质来说，藻源性溶解物质更容易被细菌降解利用，在2 d之内就能降解约70%，而草源性溶解物质的降解速率则较低，通常降解转化周期为10 d左右甚至更长时间.一些研究表明，大型藻类、海草的细菌降解除了产生高分子量蛋白物质之外，还会产生一些低分子量的多酚化合物，而这种多酚化合物在浮游植物降解时并没有被发现(Hulatt et al., 2009).高分子量蛋白物质和低分子量多酚化合物被消耗利用的路径截然不同，大分子蛋白质主要依靠微生物降解，多酚化合物主要经历光化学、物理聚合作用而较少被微生物降解利用.在多酚化合物含量较丰富的溶液中，这种化合物反过来还会抑制蛋白物质的微生物降解(Scully et al., 2004).

相对于类蛋白荧光的大量降解，类腐殖质荧光的降解趋势并不明显，这表明难降解的组分只能在很长的时间尺度内被缓慢降解，并可能会反过来阻碍DOM的微生物降解过程(Hamamachi et al., 2008).

1)实验验证了浮游植物及沉水植物的细菌降解能快速释放营养盐和有机质，而且释放的DOM均以极具活性的类蛋白荧光组分为主.

2)草源和藻源DOM在组分构成上存在显著差异，藻源DOM以类色氨酸组分为主，而草源DOM荧光物质则基本上以类酪氨酸组分C3为主.草、藻来源DOM的荧光组分差异与野外调查结果相似，说明草、藻释放的DOM在理化性质及光学特征上表现出的差异可能是草、藻型湖泊水体DOM性质差异的重要原因之一.

3)经过细菌的降解利用，草、藻来源的DOM类蛋白荧光强度都迅速减弱，藻源性溶解物质更容易被细菌降解利用，在2 d之内就能降解约70%，而草源性DOM的降解速率则较低，通常降解转化需更长时间.