根据临床表现和基因缺陷的不同，进行性肌营养不良临床分为先天性肌营养不良、Duchenne肌营养不良(Duchenne muscular dystrophy，DMD)、Becker肌营养不良(Becker muscular dystrophy，BMD)、肢带型肌营养不良等类型。其中，DMD和BMD是最常见的临床类型，二者均是由肌萎缩蛋白(dystrophin)基因缺陷所导致的X连锁隐性遗传性退行性病，发病率分别约为0.02%和0.005%[1]。该病病理特点是进行性肌肉变性、无力和肌肉萎缩。临床表现为早期生长发育轻度延迟，患儿会走路后常见上楼和蹲起费力，多数患儿在5岁症状明显而得以确诊，未经治疗时肌力逐渐下降，约十几岁后丧失行走能力而依赖轮椅生活[2]。随着年龄增长，呼吸、骨骼、心脏等并发症逐渐出现，8~14岁失去步行能力，最终多因呼吸系统疾病和心肌病而死亡，平均死亡年龄约19岁[3]。
肌萎缩蛋白(dystrophin)是一种连接细胞骨架、肌动蛋白和其他蛋白的蛋白质，由β-dystroglcan连接在肌膜上，既可以将细胞骨架与基底层相连，也可以介导信号通路，对于维持正常肌肉功能必不可少。肌萎缩蛋白与糖蛋白组成复合物，提供了细胞骨架和细胞外基质之间的联系，并起到“减震器”的作用，使肌膜能够在肌肉收缩施加机械应力时保持结构完整性。肌萎缩蛋白基因突变包括基因缺失、重排及点突变。缺失后的分子重排产生移码突变，导致整个阅读框发生根本变化，产生新的终止密码，使抗肌萎缩蛋白的翻译过程提前结束，从而产生一个高度短缩、没有核心功能区(半胱氨酸富含区和C端区)的异常蛋白质，这种异常蛋白不具有形成完整细胞骨架的功能，临床表型为DMD[4]。如果分子重排是以整码形式移位，则阅读框不变，产生的蛋白仅是长度变化，而主要功能区域未改变，临床表型则为BMD。小鼠中敲除肌营养不良蛋白聚糖(dystroglycan)可导致胚胎致死，肌营养不良蛋白聚糖的糖基化缺陷削弱了与细胞外基质的相互作用，导致先天性肌营养不良[5]。肌萎缩蛋白蛋白缺失会导致一系列病理改变，如钙稳态的扰动、氧化应激、炎症反应、肌肉纤维变性、蛋白酶活化等。
1 进行性肌营养不良动物模型研究已经在小鼠、犬、斑马鱼、猫等动物中建立了DMD模型。其中肌肉营养不良金毛犬模型是最接近人类DMD病理的动物模型，应用最广泛的是小鼠mdx模型[6]。
1.1 肌营养不良蛋白缺陷小鼠——小鼠mdx模型20世纪80年代初在C57BL/10 SCSN小鼠中发现血清肌酸激酶(serum creatine kinase，CK)升高，同时伴有肌肉组织病变特征。该mdx小鼠基因突变是外显子23中的无义点突变(C突变为T)，终止了全长肌营养不良蛋白表达。尽管mdx小鼠缺乏肌营养不良蛋白，但其症状非常轻微，其寿命仅缩短约25%。相比之下，患有DMD的临床患者寿命减少了约75%。该mdx小鼠骨骼肌疾病分为不同的阶段。在前2周，mdx小鼠的肌肉与正常小鼠无明显区别。在3到6周之间，肌肉出现坏死。随后，由于肌肉具有强大的再生能力，大多数骨骼肌进入相对稳定阶段。在这个阶段，mdx小鼠肢体肌肉常常变得肥大。然而，其隔肌却表现出逐渐恶化，出现与临床患者类似表现。15个月后，模型小鼠会发生肌肉萎缩、脊柱侧凸和心力衰竭等严重营养不良[7]。
1989年，科学家们成功培育出4种化学诱变(chemical variant，CV)mdx种群。用诱变剂N-乙基-N-亚硝基脲在C57BL/6背景上产生的小鼠，将其命名为mdx2cv、mdx3cv、mdx4cv和mdx5cv。每种小鼠都带有不同的点突变。虽然这些小鼠的总体发病情况与mdx小鼠类似，但都有其独特的特点。具体来说，mdx3cv小鼠仍然表达一种近5%全长的dystrophin蛋白。mdx5cv小鼠骨骼肌表型更为严重。在mdx4cv和mdx5cv小鼠中，可逆型纤维很少出现[8]。
采用基因工程技术也建立了其他几种小鼠肌营养不良蛋白缺陷品系(Dup2、MD-null、Dp71-null、mdx52和mdxβgeo)[9]。免疫缺陷的mdx小鼠是已经与免疫缺陷背景杂交而形成的肌营养不良蛋白缺失小鼠，这些小鼠可用于细胞研究或基因治疗，而没有宿主免疫应答的复合作用。除了常用的mdx裸鼠和scid-mdx小鼠外，最近还开发了几种新品系(NSG-mdx4cv、Rag2-IL2rb-Dmd-和W41mdx)[10-12]，这些新的品系携带其他的基因突变，进一步损害免疫系统。
1.2 双基因敲除DMD表型小鼠模型肌营养不良蛋白缺乏小鼠表现出较轻的临床表现，可能是由于补偿机制的上调。消除mdx小鼠的代偿机制或通过基因编辑手段，可以构建重型小鼠DMD营养不良模型。肌营养不良蛋白的主要功能是通过将细胞外基质(extracellular matrix，ECM)与细胞骨架交联来加强肌纤维膜[11]。另外两种蛋白质，utrophin和α7β1-integrin具有与dystrophin相同的功能，并且在mdx小鼠中表达上调[12]。在mdx小鼠中将utrophin和α7-integrin的基因敲除分别产生utrophin/dystrophin和integrin/dystrophin双敲除(double-knockout，dko)小鼠。这些dko小鼠明显小于单基因缺失的双亲，并且表现出更严重的肌肉疾病，通常出生后不久过早死亡。utrophin杂合子mdx小鼠可能是极端dko小鼠和轻度受影响的mdx小鼠之间的中间模型[13]。
两种不同的方法可减少mdx小鼠中的肌肉再生。Megeney等在mdx小鼠中敲除MyoD(一种主要的肌源性调节因子)，由此产生的MyoD/dystrophin双突变小鼠表现出明显的肌肉病变、扩张型心肌病和过早死亡。与正常肌肉相比，DMD肌肉端粒长度减少，小鼠肌源性干细胞端粒长度较长是造成小鼠肌肉再生能力较高的原因之一。端粒酶RNA(telomerase RNA, mTR)是维持端粒长度所必需的。为了减少肌营养不良蛋白缺失小鼠的端粒长度，Sacco等用mTR-null小鼠杂交mdx4cv小鼠，这些mTR/mdx双突变小鼠表现出更严重的肌肉萎缩和心脏缺陷，寿命减少到约12个月。
编码胞苷一磷酸唾液酸羟化酶(cytidine monophosphate sialic acid hydroxylase，Cmah)的基因在人类中失活，但在小鼠中具有活性。Cmah将细胞表面唾液酸N-乙酰神经氨酸(nacetylneuraminic acid，Neu5Ac)转化为N-羟乙酰神经氨酸(N-glycolylneuraminic acid，Neu5Gc)。基因敲除Cmah使小鼠细胞表面聚糖谱人源化。Cmah缺陷的mdx小鼠表现出更严重的表型，更接近人类疾病。
由于dko小鼠病理进展加速，为研制肌营养不良药物提供了一个极佳的模型，人们不仅可以更快地从实验治疗中获得结果，而且可以确认药物是否确实能够改善临床相关表现和延长寿命。但同时该小鼠模型也存在明显的局限性，与患有DMD的人不同，dko小鼠不仅在肌营养不良蛋白基因中携带突变基因，而且携带另一基因突变，导致大多数dko小鼠难以繁殖[14]。
小鼠mdx模型评价方法：
(1) 自主活动能力评估: 自主活动被认为是肌肉功能的指标。通常在装有不可见红外光束的盒子中小鼠自主活动。自主车轮运行实验也是评价自主活动能力的方法。小鼠笼中放置一个运行轮，行驶轮传感器记录车轮转数，因此可以连续跟踪自主活动。
(2) 肌肉功能评估：前肢或后肢握力是最广泛使用的方法之一。使用连接到力传感器的水平杆或栅格在3~5次连续实验期间记录最大或平均夹紧力，将握力与体重标准化。另一个常见的测试是跑步机运动能力，被认为是整体肌肉功能的量度。记录由疲惫而停止之前的总距离，营养不良的小鼠表现出减少长时间跑步的能力。
(3) 离体肌肉功能评价：小鼠处死后立即隔离肌肉，连接到力传感器，并记录电刺激后产生的力。最常用的是外侧趾长伸肌(extensor digitorum longus，EDL) 和比目鱼肌。在营养不良小鼠观察到特定肌肉力减少[13]。
(4) 呼吸系统损伤测定：营养不良动物中存在呼吸功能受损，采用全身体积描记系统测定呼吸系统损伤情况。mdx小鼠显示潮气量、吸气峰值流量和呼气峰值流量减少，呼吸缺陷在mdx/utrophin+/-小鼠中更明显[13]。
(5) 组织病理学分析：与正常成熟纤维相比，在营养不良阶段，mdx小鼠显示退化和再生肌纤维，细胞核位于肌膜附近。由于持续退化和再生，mdx小鼠肌纤维直径变化比野生型小鼠大得多，膈肌受影响最大。采用胶原染色染料如Masson′s三色染色来检测和定量纤维化。使用伊文思蓝染料也是评估肌肉病理的方法，该染料只渗透到肌膜完整性受损的营养不良纤维[14]。
1.3 肌萎缩蛋白缺陷犬犬X连锁肌营养不良症模型的建立已有50多年历史。杜氏肌营养不良犬(canine duchenne muscular dystrophy, cDMD)模型临床表现比mdx严重，因此，cDMD被认为是人类DMD较好的模型。通过突变肌萎缩蛋白基因已经建立了9个cDMD模型，如肌营养不良骑士查理王犬(内含子50)、肌营养不良金毛猎犬(内含子6)和肌营养不良罗威纳犬(外显子52)等。
肌营养不良金毛犬(golden retriever muscular dystrophy，GRMD)是第一个也是最广泛使用的cDMD模型。该模型与DMD男孩的临床表现非常相似。3到6个月年龄段的GRMD模型病程进展很快。金毛猎犬的一年大致相当于人类的20年，因此，0~3、3~6、6~9和9~12个月的GRMD年龄在逻辑上对应于DMD的0~5、5~10、10~15和15~20岁。肢体无力和运动不耐受开始于2至3月龄(类似于人类3~5岁)。在6~10个月时出现肌肉萎缩、关节挛缩、流涎、吞咽困难、步态异常和心脏受累等症状，病程进展进入相对稳定期，寿命约为3岁(缩短约75%)。除了临床症状相似性，cDMD犬也具有与临床患者类似的组织学损伤，如肢体肌肉纤维化。然而cDMD犬也有着自身的疾病特征，大约20%~30%的cDMD幼犬在出生后2周内可能由于膈肌衰竭而死亡。生长迟缓是另一种特异性表现，正常和受累cDMD幼犬出生时体重相似。在1个月和6个月时，受累幼犬的体重分别仅达到正常的约80%和约60%。总体而言，cDMD犬与DMD患者具有许多共同特征，并成为临床前基因治疗研究的优秀模型[15]。
GRMD模型评价指标主要包括姿势对称、跗骨法向角、腕关节正常角、膝关节移动痉挛僵硬、骨盆平衡、体位张力、肌肉挛缩、站立、跨越障碍、食物恐惧等。每项指标根据临床表现进行评分，见Tab 1。得分越高，病情越严重，最高分20分。得分0~6表示轻微，得分7~13表示病情中等程度，得分14~20表示病情严重。肌营养不良小鼠、狗和临床患者严重程度的比较，见Tab 2[16]。
| Appraisal content | Sore | ||
| 0 | 1 | 2 | |
| 1.Posture symmetry | Normal | Slight lordosis | Lordosis posture and tail elevation |
| 2.Increase of tarsal normal angle (plantigrady) | Absent | Modest | Severe (walk on tarsus) |
| 3.Increase of carpal normal angle (palmigrady) | Absent | Modest | Severe (walk on carpus) |
| 4.Stifle stiffness while moving | Normal stifle | Slight | Severe |
| 5.Pelvic balance | Normal | Reduced | Absent |
| 6.Postural tone (muscle palpation and inspection) | Normal tone | Reduced | Flaccid |
| 7. Contractures | Absent | Decrease in passive range of motion | Contractures limiting passive range of motion |
| 8.Standing up | Normal | Ability reduced perform task slowly/slower | Inability to stand up alone |
| 9.Barrier crossing | Normal | Reduced | Inability to jump |
| 10.Food apprehension | Eats normal dryfood | Changed for wet food | Laborious swallowing |
| Phenotypic characterization according to score: 0~6: slight; 7~13: moderate; 14~20:severe. | |||
| Mice | Dogs | Humans | |
| Clinical manifestations | |||
| Birth body weight | Normal | Normal | Normal |
| Grown-up body weight | Normal | Reduced | Reduced |
| Clinical course | Mild, non-progressive | Severe, progressive | Severe, progressive |
| Lifespan | 75% of normal | 25% of normal | 25% of normal |
| Neonatal death | Rare | About 25% of affected dogs | Rare |
| Age at first symptom | More than 15 months | Birth to 3 months | 2 to 4 years |
| Loss of ambulation | Rare | Uncommon | Common at early teenage |
| Muscle wasting | Minimal until 15 months | Progressive | Progressive |
| ECG abnormality | Frequent | Frequent | Frequent |
| Cardiomyopathy | ≥20 months; dilated (female) and hypertrophic (male) | Detectable at 6 months by echocardiography | Evident at 16 years |
| Cognitive and CNS defects | Mild | No information available | One-third of affected individuals |
| histopathology | |||
| At birth | Minimal | Minimal | Minimal |
| Acute necrosis | 2 to 6 weeks | None | None |
| Limb muscle fibrosis | Minimum in adult | Extensive and progressive | Extensive and progressive |
| Muscle regeneration | Robust | Poor | Poor |
猫的肌萎缩蛋白缺乏导致肥厚性猫肌营养不良症(hypertrophic feline muscular dystrophy，HFMD)。与mdx病理学相似，HFMD猫的骨骼肌经历了反复的变性和再生循环，但没有发展成具有DMD和GRMD特征的衰弱性纤维化。HFMD肌肉最显著的特征之一是肌肥大，最终可导致致命的食管阻塞和肾衰竭[17]。
1.5 斑马鱼因为具有较高的骨骼肌含量，并表达具有相似膜定位的人肌营养不良糖蛋白复合物(dystrophin glycoprotein complex，DGC)，斑马鱼常作为研究肌病的模型。此外，斑马鱼很容易通过基因和化学方法进行基因突变，如使用破坏特定mRNA转录物翻译的寡核苷酸类似物建立肌营养不良斑马鱼模型。该模型具有不稳定的、形态弯曲的和较低活性的DGC，是良好的肌营养不良非哺乳类动物模型[18]。
斑马鱼肌肉具有折射偏振光的特点。偏振光在特定的肌肉突变体中出现撕裂和紊乱，因此可以使用双折射来检测肌肉缺陷，评价指标如下：
(1) 肌肉结构采用双折射测定法，通过立体显微镜观察斑马鱼模型骨骼肌组织，正常斑马鱼骨骼肌组织在偏振光下显示明亮，但肌肉缺陷的斑马鱼由于肌纤维解体、脱离或退化，在双折射中显示黑暗。使用软件分析立体显微镜拍摄的肌肉双折射图像的平均像素强度[18]。
(2) 运动功能自发性胚胎卷曲和幼虫触摸诱发逃逸反应是评价运动功能的两种直接方法。应用视频监控技术测量突变斑马鱼幼体游泳速度和游程，以此对运动功能进行评估。此外，也可使用力传感器测量将斑马鱼骨骼肌收缩特性等参数。也可分析离体肌肉功能，通过测量电生理对培养的离体肌纤维进行肌肉功能分析[19]。
(3) 骨骼肌病理通过免疫细胞化学、组织学和电子显微镜观察斑马鱼肌病模型中肌肉纤维和肌节结构缺陷。用转基因荧光蛋白标签或用免疫细胞化学标记肌肉肌球蛋白，可显示营养不良斑马鱼的肌肉损伤。也可使用伊凡思蓝染料(一种仅进入细胞膜受损细胞的染色剂)，可以显示营养不良斑马鱼的肌膜损伤[16]。
2 进行性肌营养不良药物研究进展在过去的几十年中，随着对DMD机制的研究，多种治疗DMD的药物正处于开发之中，其中Ataluren与Eteplirsen分别已获得欧洲药品管理局和美国FDA的批准用于治疗DMD，还有一批药物正处于临床前和临床研究之中。
2.1 抑制无义突变表达过早终止密码子—Ataluren(PTC124)大约10%~15%的DMD是由点突变引起的，特异性序列(UAA、UAG或UGA)的异常表达导致过早终止密码子，导致肌营养不良蛋白的合成停滞。Ataluren是一种口服药物，与核糖体RNA亚基结合并抑制过早终止密码子的识别，旨在克服终止密码子突变，从而翻译和产生修饰的肌营养不良蛋白。Ataluren安全且耐受性良好。过早终止密码子突变的174名DMD男孩，接受剂量(40 mg·d-1)Ataluren，48周的双盲安慰剂对照研究显示，患者6 min步行测试略有改善。自2014年8月Ataluren已获得欧洲药品管理局的批准用于治疗DMD。第Ⅲ阶段扩展研究和第Ⅱ阶段早期研究试验正在进行中，涉及其他无义突变抑制剂的临床试验也正在进行中[20]。
2.2 外显子跳跃疗法—Eteplirsen外显子跳跃疗法是使用合成的反义寡核苷酸(antisense nucleotides aso，ASO)序列在dystrophin基因的前mRNA剪接过程中诱导指定外显子发生跳跃，导致阅读框架的恢复和内部截短蛋白的产生，类似于BMD中肌营养不良蛋白表达。Etepilersen是专为外显子51跳跃而设计的氨基磷酸酯吗啉代寡聚物，可通过跳跃外显子51来修正突变。在一项为期24周的双盲安慰剂对照试验中，12名患有DMD的男孩(年龄为7~12岁)在每周30~50 mg·kg-1的剂量范围内进行了一项开放的研究，大多数受试者的步行能力有了显著改善，产生和恢复了营养不良相关蛋白复合物。进行长达3年的持续治疗和随访，患者活动功能持续稳定，没有明显的治疗相关副作用，Etepilersen于2016年9月获得美国FDA批准治疗DMD[21]。
2.3 增加代偿蛋白表达—AAV-Minidystrophin与SMTC 1100在临床前疾病模型以及DMD患者的临床研究中探索基因疗法，通过使用腺相关病毒(adeno-associated virus，AAV)构建AAV-Minidystrophin肌营养不良蛋白表达载体，AAV-Minidystrophin临床前研究显示可以改善mdx小鼠骨骼肌和心脏功能。AAV载体也用于递送反义RNA，以允许外显子跳跃和肌营养不良蛋白表达的恢复。然而，也观察到肌营养不良蛋白T细胞免疫，提示恢复肌营养不良蛋白治疗的具有潜在并发症[22]。
另一种弥补dystrophin缺失的方法是上调抗肌萎缩蛋白(utrophin)。utrophin在结构上与dystrophin相似，并维持许多营养不良蛋白间的相互作用。在正常成熟纤维中，utrophin仅存在于神经肌肉接头附近，在发育或再生肌细胞中分布广泛。对mdx小鼠的研究表明，utrophin的表达可以弥补dystrophin的缺失，改善疾病病理。SMTC 1100是一种优化的小分子转录因子激活剂，用SMTC 1100治疗mdx小鼠，可以增加营养蛋白、改善体内肌肉功能、并使肌肉组织病理学正常化[23]，SMTC1100已完成I期临床研究。
2.4 缓解钙毒性—硝苯地平与小分子RyR稳定剂S48168 / ARM210钙稳态失调在DMD病理中的作用已得到充分证实。目前已经开发出钙稳态正常化的药物。L-型钙通道抑制剂硝苯地平降低营养不良肌管中的静息钙浓度并改善mdx小鼠肌肉功能。氧化、亚硝基化和磷酸化的兰尼碱受体(ryanodine receptor，RyR)介导营养不良骨骼肌纤维和心肌细胞中肌浆网钙泄漏。小分子RyR稳定剂S48168/ARM210S107治疗mdx小鼠，使骨骼肌纤维和营养不良心肌细胞的钙稳态正常化，提高自发活动、改善肌肉功能和肌肉组织病理学、防止异丙肾上腺素引起的心律失常[24]。
2.5 抗氧化剂—CoQ10合成类似物艾地苯酮氧化应激在DMD病理生理学中起着重要作用，抗氧化剂N-乙酰半胱氨酸改善mdx小鼠肌肉组织病理学，减少蛋白质硫醇氧化。抗氧化剂辅酶Q10(Coenzyme Q10, CoQ 10)是氧化磷酸化电子传递链的一个组成部分。临床试验证明，CoQ10显著改善DMD患者定量肌肉测试评分[25]。CoQ10合成类似物艾地苯醌治疗mdx小鼠模型，结果表明艾地苯酮改善了mdx小鼠心脏舒张功能障碍，抵抗了β肾上腺素能激动剂多巴酚丁胺的作用，增加了自愿活动。在II期临床研究中，艾地苯酮治疗改善收缩期径向应变峰值和呼吸功能等指标。
2.6 甾体抗炎药物—伐莫洛酮(Vamorolone)糖皮质激素是目前延缓DMD进展的最有效治疗方法。然而，由于其副作用较大限制了糖皮质激素在DMD中的治疗。伐莫洛酮(Vamorolone)是糖皮质激素类似物，是一种治疗DMD的新型化合物，能够保护DMD患者肌肉功能，延长患者行走时间。Vamorolone由于缺乏糖皮质激素响应元件(glucocorticoid responsive element，GRE)反式激活活性，而具有激素的治疗效果，但是没有激素的严重副作用。Vamorolone可以改善mdx小鼠肌肉功能，减轻炎症，但对mdx小鼠体重、骨生长和心脏纤维化无影响[26]。
2.7 非甾体抗炎药物—Edasalonexent(CAT-1004)Edasalonexent(CAT-1004)是水杨酸盐和二十二碳六烯酸的共轭物，抑制活化的NF-κB，是潜在的DMD治疗药物。临床前动物实验显示CAT-1004能够减缓肌肉的退化，促进肌肉的再生，提高实验动物的肌肉功能。CAT-1004通过能够减缓4~7岁DMD患者肌肉功能退化速度。目前CAT-1004已被美国FDA和欧洲药品管理局授予罕见病治疗药物，列在儿科罕见病研究项目中[27]。
2.8 抑制TGF-β信号转导抗纤维药物肌纤维化是由结缔组织替代肌纤维所致的DMD标志之一。TGF-β抑制肌细胞再生和向成熟肌纤维分化，促进肌细胞向纤维细胞分化。血管紧张素转换酶抑制剂培哚普利和依那普利抑制TGF-β信号转导，减少DMD中的纤维化，对维持DMD患者心脏功能和延长寿命均有一定疗效。酪氨酸激酶抑制剂伊马替尼也抑制TGF-β通路，可减轻mdx小鼠膈肌纤维化，改善骨骼肌功能。常山酮(Halofuginone)阻断TGF-β介导的Smad3活化和胶原合成。Halofuginone可减少mdx小鼠骨骼肌、膈肌和心脏中的胶原沉积，并改善骨骼肌和心脏功能，目前正在DMD患者中进行II期试验[28]。
2.9 PDE 5抑制剂—己酮可可碱、西地那非和他达拉非磷酸二酯酶5(phosphodiesterase 5, PDE5)抑制剂可通过舒张血管来缓解DMD功能性缺血。非选择性PDE抑制剂己酮可可碱治疗mdx小鼠，可改善骨骼肌功能、降低氧化应激、并使钙稳态正常化。用选择性PDE5抑制剂西地那非治疗mdx小鼠，可改善膈肌功能，减少纤维化。另一种选择性PDE5抑制剂——他达拉非，也可改善肌肉组织病理学，并减少mdx小鼠的收缩诱导肌纤维损伤。西地那非和他达拉非均可减少DMD患者运动诱导的肌肉缺血[29]。
2.10 肌肉生长和再生促进剂—肌肉生长抑制素抗体与胰岛素生长因子1增强肌肉生长和再生是治疗DMD有力的方法。肌肉生长抑制素是TGF-β超家族的成员，是肌肉生长的负调节因子。肌肉生长抑制素中和抗体显示促进骨骼肌生长、改善肌力、并改善mdx小鼠膈肌组织病理学，目前正在II期临床试验。胰岛素生长因子1(insulin growth factor 1, IGF-1)是肌细胞增殖和分化的正调节剂。IGF-1改善mdx小鼠肌肉功能并使肌纤维电生理正常化[30]。
3 总结与展望总之，DMD是一组异质性肌肉退化的遗传性疾病，该病可累及骨骼肌和心肌, 从而导致进行性加重的肢体运动障碍及呼吸衰竭、心脏功能障碍。DMD和BMD为常见的临床类型。DMD型发病原因是Dystrophin基因缺陷所导致的X连锁隐性遗传以及产生一个高度短缩、没有核心功能区、不能形成完整细胞骨架的功能异常蛋白。BMD型主要是重排产生的仅长度变化，主要功能区域未改变的蛋白质。根据疾病特点及基因变化，国内外学者多年来建立了多种相关动物模型，其中应用最广泛的是小鼠mdx模型，而肌肉营养不良金毛犬模型是最接近人类DMD病理的动物模型。这些模型的建立和广泛应用为进行性肌营养不良的研究和治疗提供了丰富的研究基础。
针对进行性肌营养不良的治疗，目前国内外开发出各种针对不同机制的治疗药物，如作用于基因层面的Ataluren、Eteplirsen和增加代偿蛋白表达的AAV-Minidystrophin与SMTC 1100等；以及作用于药理学层面的针对缓解钙毒性的硝苯地平与小分子RyR稳定剂S48168 / ARM210、抗氧化剂CoQ10合成类似物艾地苯酮、甾体抗炎药物伐莫洛酮、非甾体抗炎药物Edasalonexent等。其中Ataluren与Eteplirsen分别已获得欧洲药品管理局和美国FDA的批准用于治疗DMD。目前，对进行性肌营养不良的临床试验和观察性研究越来越广泛，尽管研究不十分完善，但是这一领域的研究和治疗具有很大前景。随着对该病发病机制研究的深入，越来越多的药物将被开发用于治疗进行性肌营养不良，从而为患者提供有效治疗措施。
| [1] |
Brusa R, Magri F, Bresolin N, et al. Noncoding RNAs in duchenne and becker muscular dystrophies: role in pathogenesis and future prognostic and therapeutic perspectives[J]. Cell Mol Life Sci, 2020, 77(21): 4299-313. doi:10.1007/s00018-020-03537-4 |
| [2] |
Arora H. Duchenne muscular dystrophy: Still an incurable disease[J]. Neurol India, 2019, 67(3): 717-23. |
| [3] |
Domingos J, Sarkozy A, Scoto M, et al. Dystrophinopathies and limb-girdle muscular dystrophies[J]. Neuropediatrics, 2017, 48(4): 262-72. doi:10.1055/s-0037-1601860 |
| [4] |
Kourakis S, Timpani C A, Campelj D G, et al. Standard of care versus new-wave corticosteroids in the treatment of duchenne muscular dystrophy: Can we do better]?[J]. Orphanet J Rare Dis, 2021, 16(1): 117. doi:10.1186/s13023-021-01758-9 |
| [5] |
Le Rumeur E. Dystrophin and the two related genetic diseases, duchenne and becker muscular dystrophies[J]. Bosn J Basic Med Sci, 2015, 15(3): 14-20. |
| [6] |
Rosenberg A S, Puig M, Nagaraju K, et al. Immune-mediated pathology in duchenne muscular dystrophy[J]. Sci Transl Med, 2015, 7(299): 299rv4. |
| [7] |
Min Y L, Bassel-Duby R, Olson E N. CRISPR correction of duchenne muscular dystrophy[J]. Annu Rev Med, 2019, 70(1): 239-55. doi:10.1146/annurev-med-081117-010451 |
| [8] |
Nogales-Gadea G, Cao L, Han G, et al. Wild-Type mouse models to screen antisense oligonucleotides for exon-skipping efficacy in duchenne muscular dystrophy[J]. Plos One, 2014, 9(11): e111079. doi:10.1371/journal.pone.0111079 |
| [9] |
Nance M E, Shi R, Hakim C H, et al. AAV9 edits muscle stem cells in normal and dystrophic adult mice[J]. Mol Ther, 2019, 27(9): 1568-85. doi:10.1016/j.ymthe.2019.06.012 |
| [10] |
Sztretye M, Szabo L, Dobrosi N, et al. From mice to humans: An overview of the potentials and limitations of current transgenic mouse models of major muscular dystrophies and congenital myopathies[J]. Int J Mol Sci, 2020, 21(23): 8935. doi:10.3390/ijms21238935 |
| [11] |
Fallon J R, McNally E M. Non-glycanated biglycan and ltbp4: Leveraging the extracellular matrix for duchenne muscular dystrophy therapeutics[J]. Matrix Biol, 2018, 68(69): 616-27. |
| [12] |
Gonzalez-Sanchez J, Sanchez-Temprano A, Cid-Diaz T, et al. Improvement of duchenne muscular dystrophy phenotype following obestatin treatment[J]. J Cachexia Sarcopenia Muscle, 2018, 9(6): 1063-78. doi:10.1002/jcsm.12338 |
| [13] |
马淑梅, 刘莉. 秀丽隐杆线虫模型在肌肉萎缩症研究中的应用[J]. 中国药理学通报, 2018, 34(4): 449-52. Ma S M, Liu L. Research progress of muscle atrophy animal models[J]. Chin Pharmacol Bull, 2018, 34(4): 449-52. doi:10.3969/j.issn.1001-1978.2018.04.002 |
| [14] |
Wood C L, Suchacki K J, vant Hof R, et al. A comparison of the bone and growth phenotype of mdx, mdx: cmah(-/-) and mdx: utrn (+/-) murine models with the C57BL/10 wild-type mouse[J]. Dis Model Mech, 2020, 13(2): dmm040659. |
| [15] |
Kornegay J N. The golden retriever model of duchenne muscular dystrophy[J]. Skelet Muscle, 2017, 7(1): 9. doi:10.1186/s13395-017-0124-z |
| [16] |
Hall T E, Wood A J, Ehrlich O, et al. Cellular rescue in a zebrafish model of congenital muscular dystrophy type 1A[J]. NPJ Regen Med, 2019, 4(1): 21. doi:10.1038/s41536-019-0084-5 |
| [17] |
Yu X, Bao B, Echigoya Y, Yokota T. Dystrophin-deficient large animal models: Translational research and exon skipping[J]. Am J Transl Res, 2015, 7(8): 1314-31. |
| [18] |
Kunkel L M, Bachrach E, Bennett R R, et al. Diagnosis and cell-based therapy for duchenne muscular dystrophy in humans, mice, and zebrafish[J]. J Hum Genet, 2006, 51(5): 397-406. doi:10.1007/s10038-006-0374-9 |
| [19] |
Lambert M R, Spinazzola J M, Widrick J J, et al. PDE10A Inhibition reduces the manifestation of pathology in dmd zebrafish and represses the genetic modifier PITPNA[J]. Mol Ther, 2021, 29(3): 1086-101. doi:10.1016/j.ymthe.2020.11.021 |
| [20] |
Ng M Y, Li H, Ghelfi M D, et al. Ataluren and aminoglycosides stimulate read-through of nonsense codons by orthogonal mechanisms[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2021, 118(2): e2020599118. doi:10.1073/pnas.2020599118 |
| [21] |
Charleston J S, Schnell F J, Dworzak J, et al. Eteplirsen treatment for duchenne muscular dystrophy: Exon skipping and dystrophin production[J]. Neurology, 2018, 90(24): e2146-54. doi:10.1212/WNL.0000000000005680 |
| [22] |
Falzarano M S, Scotton C, Passarelli C, et al. Duchenne muscular dystrophy: From diagnosis to therapy[J]. Molecules, 2015, 20(10): 18168-84. doi:10.3390/molecules201018168 |
| [23] |
Tinsley J M, Fairclough R J, Storer R, et al. Daily treatment with SMTC1100, a novel small molecule utrophin upregulator, dramatically reduces the dystrophic symptoms in the mdx mouse[J]. Plos One, 2011, 6(5): e19189. doi:10.1371/journal.pone.0019189 |
| [24] |
Capogrosso R F, Mantuano P, Uaesoontrachoon K, et al. Ryanodine channel complex stabilizer compound S48168/ARM210 as a disease modifier in dystrophin-deficient mdx mice: Proof-of-concept study and independent validation of efficacy[J]. Faseb J, 2018, 32(2): 1025-43. doi:10.1096/fj.201700182RRR |
| [25] |
Montenegro L, Turnaturi R, Parenti C, et al. Idebenone: novel strategies to improve its systemic and local efficacy[J]. Nanomaterials (Basel), 2018, 8(2): 87. doi:10.3390/nano8020087 |
| [26] |
Hoffman E P, Schwartz B D, Mengle-Gaw L J, et al. Vamorolone trial in duchenne muscular dystrophy shows dose-related improvement of muscle function[J]. Neurology, 2019, 93(13): e1312-23. doi:10.1212/WNL.0000000000008168 |
| [27] |
Donovan J M, Zimmer M, Offman E, et al. A novel NF-kappaB inhibitor, edasalonexent (CAT-1004), in development as a disease-modifying treatment for patients with duchenne muscular dystrophy: Phase 1 safety, pharmacokinetics, and pharmacodynamics in adult subjects[J]. J Clin Pharmacol, 2017, 57(5): 627-39. doi:10.1002/jcph.842 |
| [28] |
Cui Z, Crane J, Xie H, et al. Halofuginone attenuates osteoarthritis by inhibition of TGF-β activity and H-type vessel formation in subchondral bone[J]. Ann Rheum Dis, 2016, 75(9): 1714-21. doi:10.1136/annrheumdis-2015-207923 |
| [29] |
Nio Y, Tanaka M, Hirozane Y, et al. Phosphodiesterase 4 inhibitor and phosphodiesterase 5 inhibitor combination therapy has antifibrotic and anti-inflammatory effects in mdx mice with duchenne muscular dystrophy[J]. Faseb J, 2017, 31(12): 5307-20. doi:10.1096/fj.201700249R |
| [30] |
Wang Y G, Xu L, Wang T, et al. Givinostat inhibition of hepatic stellate cell proliferation and protein acetylation[J]. World J Gastroenterol, 2015, 21(27): 8326-39. doi:10.3748/wjg.v21.i27.8326 |