文章信息
- 王晓琳, 曹东艳, 董今, 田慧琴, 朱本忠
- WANG Xiao-lin, CAO Dong-yan, DONG Jin, TIAN Hui-qin, ZHU Ben-zhong
- 番茄果实成熟突变体的研究进展
- Progress in Researches of Ripening Related Mutants in Tomato Fruit
- 中国生物工程杂志, 2016, 36(1): 95-100
- China Biotechnology, 2016, 36(1): 95-100
- http://dx.doi.org/10.13523/j.cb.20160113
-
文章历史
- 收稿日期: 2015-07-10
- 修回日期: 2015-08-12
番茄是一类比较重要的经济作物,具有很高的营养价值,其果实中含有丰富的维生素、类胡萝卜素及各种糖类物质,对人体的健康非常重要。长期以来番茄一直作为研究肉质果实生长和成熟的模式生物,主要是因为它有以下特点:成熟突变体良好的特征、比较小的基因组、高密度的遗传图谱、生命周期短、高效稳定的突变及基因组测序的完成[1, 2, 3]。
番茄果实的成熟可分为4个主要的阶段:未熟期、绿熟期、破色期和红熟期,每个阶段都受到严格的调控[4]。近年来,对番茄果实成熟的研究越来越深入,果实成熟的调控网络也越来越清晰[5],这些研究不仅对提高番茄果实的品质具有重要的作用,对其他肉质果实品质的改善也有很大的帮助。然而在研究番茄果实成熟机制的过程中,突变体起到了关键作用。许多成熟突变体为研究番茄果实成熟机制提供了重要的生物材料。因此,本文主要综述了番茄果实成熟的影响因素、与番茄果实成熟相关的突变体,以及基于突变体对果实成熟机制的研究。
1 番茄果实成熟的影响因素番茄果实成熟是一个复杂并高度协调的发育过程[6, 7],影响番茄果实成熟的因素主要分为两大类:环境因素和自身因素。环境因素主要有光照、水分及温度等;自身因素主要有植物体内的生长激素以及转录因子等,其中转录因子是调控果实成熟比较重要的部分。目前已经发现了许多与番茄果实成熟相关的转录因子,如LeMADS-RIN、LeSPL-CNR、SlFUL1、SlFUL2、SlAP2a、SlERF6等,它们在番茄果实成熟过程中都起到了非常重要的作用,主要的调控方式分为正调控和负调控[8, 9, 10, 11]。对这些转录因子的研究,有很大一部分是以突变体为生物材料而进行的。突变体是研究基因功能及番茄果实成熟机制的重要的生物材料。
近年来科学家们陆续发现了很多与番茄果实成熟相关的突变体,并对其具体的突变位点进行了深入的研究。目前与番茄果实成熟相关的突变体主要有Colorless non-ripening(Cnr)、ripening-inhibitor(rin)、non-ripening(nor)、Never-ripe(Nr)、Green-ripe(Gr)和high-pigment(hp-1和hp-2)等(表 1)。
2 常见的番茄果实成熟相关突变体考虑到番茄这一模式生物的生物学优点,在研究果实的成熟机制中,番茄得到了广泛的研究[35],特别是对不同成熟突变体的研究。Cnr、rin、Nr,它们的果实大小及种子发育正常,但均不能成熟,无明显的呼吸跃变,外源乙烯不能使其恢复野生型表型,这就意味着突变体果实的成熟调控体系存在缺陷[3, 12, 13]。nor与Cnr、Nr和rin相似,果实也不会成熟[14]。hp-1和hp-2虽然能正常成熟,但是很明显,成熟以后比野生型的颜色要深,其他方面并没有太大变化[18, 19]。
| 突变体 | 相关基因及家族 | 基因功能 | 表型 | 参考文献 |
| ripening-inhibitor (rin) | RIN (MADS) | 催化乙烯合成 | 黄绿色不变红 | [12] |
| Colorless non-ripening (Cnr) | CNR(SPL) | 催化乙烯合成 | 黄绿色不变红 | [13] |
| non-ripening (nor) | NOR(NAC) | 催化乙烯合成 | 黄绿色不变红 | [14] |
| Never-ripe (Nr) | NR(ETR) | 调节乙烯受体的敏感性 | 黄熟不变红 | [15, 16] |
| Green-ripe (Gr) | GR(RFT) | 调节乙烯受体的敏感性 | 绿熟不变红 | [17] |
| high-pigment1 (hp-1) | HP1(DDB) | 参与番茄红素的合成 | 果实为深红色 | [18, 19] |
| high-pigment2 (hp-2) | HP2(DET) | 参与番茄红素的合成 | 果实为深红色 | [20] |
| Arlequin (Alq) | TAGLI(MADS) | 参与萼片的发育 | 萼片变为肉质器官 | [21] |
| green flesh (gf) | GF (SGR) | 降解叶绿素 | 果实为棕褐色 | [22] |
| Tragerine (t) | T | 参与类胡萝卜素的合成 | 果实呈鲜橙色 | [23, 24] |
| yellow flesh (r) | PSY1 | 参与类胡萝卜素的合成 | 黄色果实 | [25, 26] |
| Delta (Del) | CrtL-e | 参与类胡萝卜素的合成 | 果实为橙色 | [27] |
| Beta (B) | B | 参与类胡萝卜素的合成 | 果实为橙色 | [28] |
| Alcobaca (alc) | alc | 参与类胡萝卜素的合成 | 果实为黄色 | [29, 30] |
| uniform ripening (u) | U(GLK) | 参与叶绿体的发育 | 果实为一致的绿色 | [31] |
| uniform gray-green (ug) | TKN4(KNOX) | 参与叶绿体的发育 | 果实为统一的绿色 | [32] |
| colorless fruit epidermis (y) | γ | 参与番茄红素的合成 | 果实为粉红色 | [33, 34] |
除了这些常见的突变体之外,还有突变体green flesh(gf)、Arlequin(Alq)、 Tragerine(t)、yellow flesh(r)、Delta(Del)、Beta(B)、Alcobaca(alc)、uniform ripening(u)、uniform gray-green(ug)等。gf突变体在果实成熟过程中失去了降解叶绿体的能力,所以导致果实在成熟过程中叶绿素与类胡萝卜素共同积累,最终使成熟的果实呈现出棕褐色[22]。Alq是一个半显性的T-DNA番茄突变体,萼片转换成了可以正常成熟的肉质器官,但果实改变了成熟的形状。标记基因的分子特征表明,这种突变体与之前报道的TOMATO AGAMOUS-LIKE 1(TAGL1)基因相关,Alq突变体是由于TAGL1的异常表达导致的。在野生型番茄中超表达TAGL1,会出现与Alq突变体相似的性状,而且会比突变体中更加明显[21]。同时研究表明,沉默TAGL1会影响果实的成熟,使果实的果皮变薄、破色期的果实硬度降低,并且维持了果皮厚角组织中的色素体。所以相对于野生型果实来说沉默TAGL1后的果实积累了更多的叶绿体和叶黄素[36, 37]。值得注意的是,沉默TAGL1不会造成花的特异性[38]。
3 基于突变体对番茄果实成熟机制的研究在这些已发现的番茄果实成熟突变体中,有很多突变体都得到了深入的研究,从而揭示了很多番茄果实成熟所涉及的途径及影响因子,对进一步了解果实成熟机制作出了巨大贡献。
3.1 与乙烯相关的成熟突变乙烯是影响番茄果实成熟的重要因素,许多重要的番茄果实成熟突变体都与乙烯相关。其中,rin突变体的研究已经跨越了半个多世纪,对其突变的位点及影响果实成熟的具体机制都有了一定的了解。在野生型果实中LeMADS-RIN和LeMADS-MC是相邻的,然而LeMADS-RIN和LeMADS-MC之间一段基因的缺失导致了rin突变体的产生。rin是隐性突变体,编码了一个缺失的MADS-box蛋白[12]。rin突变体的番茄果实表现为花萼变长、果实无法成熟,利用转基因的技术在突变体中表达RIN的基因,会发现果实的成熟缺陷得到了改善,但是其他特征并没有改变,经过进一步的研究发现,萼片变长是由LeMADS-MC所控制的[12]。rin突变体在研究番茄果实的成熟中起到了非常重要的作用,因为它完全抑制与成熟相关的生理特征的改变,包括红色素沉淀、变软、挥发物质的产生及呼吸跃变时乙烯水平的增加[39]。通过比较野生型番茄与rin突变体番茄的基因芯片,发现在果实成熟的过程中RIN正调控342个基因,负调控473个基因,这些基因的表达蛋白参与各种代谢途径,包括乙烯生产和类胡萝卜素的合成等[40, 41, 42, 43, 44]。
与rin突变体不同的是,Cnr突变体不是由于LeSPL-CNR的缺失引起的,而是由于LeSPL-CNR的启动子发生了变异,是DNA的甲基化所引起的。研究表明,在Cnr突变体中,LeSPL-CNR的上游有286bp连续的高甲基化区域。最近,Zhong等[45]对番茄进行了全面的甲基化分析,证明甲基化在果实成熟过程中具有非常重要的作用。利用病毒诱导基因沉默的方法将LeSPL-CNR沉默,番茄果实最终会变成黄色,而不会变成红色,即抑制了番茄果实的成熟,表明LeSPL-CNR在控制番茄果实成熟过程中起着关键作用[13]。值得注意的是,rin和Cnr突变体不仅没有呼吸跃变现象,它们对外源乙烯的作用也没有响应。
Gr突变体是跨Gr基因的启动子区域和5′端非翻译区域的334个核苷酸的缺失导致Gr基因的异常表达,从而影响了果实的发育和成熟。Gr基因的超表达降低了果实对乙烯的敏感性,从而导致果实的成熟受到了严重地抑制。Gr的等位基因Nr-2同样也影响着果实的成熟,Never-ripe 2(Nr-2)突变体与Gr突变体有着相似的表型,这对等位基因位于1号染色体的长臂重叠区域[46]。所以Gr与突变体rin和Cnr类似,用外源乙烯处理果实并不能使果实成熟[17]。
Nr突变体不成熟主要是因为其对植物激素乙烯不敏感。Nr基因编码的蛋白质与拟南芥中的乙烯受体ETR1是同源的,但是发现在ETR1中并没有反应调节域。在转基因植物中,传感器领域的单个氨基酸的改变就会使植株对乙烯的敏感性降低[15]。这也就说明了在果实成熟的过程中,Nr基因的表达控制着植物体对乙烯的响应。
3.2 与细胞色素合成相关的成熟突变许多生化途径的改变影响着果实的质量和营养物质的含量,gf突变体中有叶绿素的残留,同时在突变体的果实和叶中也存在着类囊体基粒、聚光叶绿素结合蛋白(LHCP)、二磷酸核酮糖羧化酶的小亚基及33kDa的氧蛋白[47, 48]。通过DNA序列分析gf突变体的基因位点,发现GF是STAY-GREEN(SGR)基因家族的成员,gf突变体是由于点突变导致的一个不变残基氨基酸的取代[25]。将gf的基因位点映射到经典的番茄遗传图谱上,发现gf的基因位点大约在8号染色体的45cM处[49]。
通过研究突变体证实了类胡萝卜素合成的许多途径[27, 28, 50, 51, 52]。例如,在成熟过程中,Del突变体的番茄红素环化酶基因上调表达,使更多的番茄红素转变为叶黄素和β-胡萝卜素,从而使番茄果实呈现出橙色[27]。t、r、B、alc 和Del有相似的表型,果实为黄色或橙色,主要原因是这些突变体的等位基因与类胡萝卜素的合成途径有关,从而影响了类胡萝卜素的合成[23, 24, 25, 26, 27, 28, 29, 30]。值得注意的是,突变体u、ug也有相似的表型,即果实与花萼接近的地方不会出现与整个果实绿色不一致的情况。这主要是由于与突变体相关的等位基因影响了叶绿素的合成[53]。
研究表明hp-1和hp-2突变体中的花青素含量明显比野生型高,这也解释了为什么hp-1和hp-2的果实会比野生型果实的颜色深[18, 19]。克隆hp1和hp2突变体与表型有关的基因,果实中的类胡萝卜素和黄酮类化合物的含量都升高了。这两个基因编码的蛋白质与拟南芥中光信号转导蛋白是同源的,即HP2与DETIOLATED1(DET1)是同源的[20],HP1与DAMAGED DNA BINDING PROTEIN 1(DDB1)[54]是同源的。然而在拟南芥中,DET1和DDB1编码成分相同的蛋白质复合体,可能在光修复反应中起到染色体重塑的作用,这种相互作用可能也解释了hp1和hp2这两种突变体之间强烈的相似性[55, 56]。
综上所述,通过对突变体rin的研究,发现并克隆了第一个果实成熟特异性的转录因子,并且了解了乙烯对成熟的上游调控。Nr突变体揭示了一个乙烯受体基因,而Gr编码一种新型乙烯信号转导的组件,在果实成熟过程中,它们可能会影响受体铜平衡。而对于HP1和HP2基因功能的了解是研究代谢及果实品质的开始。目前对这些蛋白质在果实调控网络中的具体位置还不是很清楚,大体可以分为依赖于乙烯的和不依赖于乙烯的。
4 展 望正常情况下单基因番茄成熟突变体的生理特征比较稳定,目前已广泛应用在分子水平和基因组学方面的研究。对番茄果实成熟机制的研究,稳定的突变体无疑是非常好的生物材料,但是新突变体的获得是目前面临的比较重要的问题。筛选新的、稳定的突变体需要大量的成熟番茄植株,这就要耗费大量的人力物力,从而严重限制了稳定突变体的获得。
目前,对于已经发现的果实成熟突变体,研究的比较深入的有rin、Cnr、Gr等,但是也有很多突变体并没有得到广泛的研究,与其他转录因子的关系也不是很清楚。所以未来的研究一方面要继续发现新的果实成熟突变体;另一方面要系统地研究番茄果实成熟相关转录因子之间的关系以及协同调控果实成熟的机制,更加完善番茄果实成熟的调控网络。
果实的成熟机制是一个非常复杂的调控网络,因此阐明番茄果实的成熟调控网络,不仅对番茄的成熟机制研究和品种改良具有十分重要的意义,而且对其他肉质果实成熟机制的研究也具有非常重要的意义。目前基于突变体的果实成熟机制的研究虽然已经获得了很多成果,但更细致具体的调控网络机制还有待于科学家们进一步的深入研究。
| [1] | Moore S, Vrebalov J, Payton P, et al. Use of genomics tools to isolate key ripening genes and analyse fruit maturation in tomato. J Exp Bot, 2002, 53(377): 2023-2030. |
| [2] | Giovannoni J J. Fruit ripening mutants yield insights into ripening control. Curr Opin Plant Biol, 2007, 10(3): 283-289. |
| [3] | Aoki K, Yano K, Suzuki A, et al. Large-scale analysis of full-length cDNAs from the tomato (Solanum lycopersicum) cultivar Micro-Tom, a reference system for the Solanaceae genomics. BMC Genomics, 2010, 11(210): 210. |
| [4] | Paolo P, Chiara M, Monica C, et al. Genetic regulation and structural changes during tomato fruit development and ripening. Front Plant Sci, 2014, 124(5): 1-14. |
| [5] | Giovannoni J J. Genetic regulation of fruit development and ripening. Plant Cell, 2004, 16(Suppl.1): 170-180. |
| [6] | Shima Y, Fujisawa M, Kitagawa M, et al. Tomato FRUITFULL homologs regulate fruit ripening via ethylene biosynthesis. Bios Biotechnol Biochem, 2014, 78(2): 231-237. |
| [7] | Osorio S, Scossa F, Fernie A R. Molecular regulation of fruit ripening. Plant Sci, 2013, 4(198): 198. |
| [8] | Bemer M, Karlova R, Ballester A R, et al. The tomato FRUITFULL homologs TDR4/FUL1 and MBP7/FUL2 regulate ethylene-independent aspects of fruit ripening. Plant Cell,2012, 24(11): 4437-4451. |
| [9] | Chung M Y, Vrebalov J, Alba R, et al. A tomato(Solanum lycopersicum)APETALA2/ERF gene,SlAP2a,is a negative regulator of fruit ripening. Plant J, 2010, 64(6): 936-947. |
| [10] | Ito Y, Kitagawa M, Ihashi N, et al. DNA-binding specificity,transcriptional activation potential,and the rinmutation effect for the tomato fruit-ripening regulator RIN. Plant J,2008, 55(2): 212-223. |
| [11] | Lee J M, Joung J G, McQuinn R, et al. Combined transcriptome, genetic diversity and metabolite profiling in tomato fruit reveals that the ethylene response factor SlERF6 plays an important role in ripening and carotenoid accumulation. Plant J, 2012, 70(2): 191-204. |
| [12] | Vrebalov J, Ruezinsky D, Padmanabhan V, et al. A MADS-box gene necessary for fruit ripening at the tomato ripening-inhibitor (rin) locus. Science, 2002, 296(5566): 343-346. |
| [13] | Manning K, Tör M, Poole M, et al. A naturally occurring epigenetic mutation in a gene encoding an SBP-box transcription factor inhibits tomato fruit ripening. Nat Genet, 2006, 38(8): 948-952. |
| [14] | Giovannoni J J, Noensie E N, Ruezinsky D M, et al. Molecular genetic analysis of the ripening-inhibitor and non-ripening loci of tomato: a first step in genetic map-based cloning of fruit ripening genes. Mol Gen Genet, 1995, 248(2): 195-206. |
| [15] | Lanahan M B, Yen H C, Giovannoni J J, et al. The Never-ripe mutation blocks ethylene perception in tomato. Plant Cell, 1994, 6(4): 521-530. |
| [16] | Yen H C, Lee S, Tanksley S D, et al. The tomato Never-ripe locus regulates ethylene-inducible gene expression and is linked to a homolog of the Arabidopsis ETR1 gene. Plant Physiol, 1995, 107(4): 1343-1353. |
| [17] | Barry C S, Giovannoni J J. Ripening in the tomato Green-ripe mutant is inhibited by ectopic expression of a protein that disrupts ethylene signaling. PANS, 2006, 103(20): 7923-7928. |
| [18] | Peters J L, Schreuder M E L, Verduin S J W, et al. Physiological characterization of high pigment mutant of tomato. Photochem Photobiol, 1992, 56(1): 75-82. |
| [19] | Peters J L, Szell M, Kendrick R E. The expression of light-regulated genes in the high-pigment-1 mutant of tomato. Plant Physiol, 1998, 117(3): 797-807. |
| [20] | Mustilli A C, Fenzi F, Ciliento R, et al. Phenotype of the tomato high pigment-2 mutant is caused by a mutation in the tomato homolog of DEETIOLATED1. Plant Cell, 1999, 11(2): 145-157. |
| [21] | Giménez E, Pineda B, Capel J, et al. Functional analysis of the Arlequin mutant corroborates the essential role of the ARLEQUIN/TAGL1 gene during reproductive development of tomato. PLoS One, 2010, 5(12): e14427. |
| [22] | Barry C S, Ryan P M, Chung M Y, et al. Amino acid substitutions in homologs of the STAY-GREEN protein are responsible for the green-flesh and chlorophyll retainer mutations of tomato and pepper. Plant Physiol, 2008, 147(1): 179-187. |
| [23] | Zechmeister L, LeRosen A L, Went F W, et al. Prolycopene, a naturally occurring stereoisomer of lycopene. Proc Natl Acad Sci, 1941, 27(10): 468-474. |
| [24] | Tomes M L, Quackenbush F W, Nelson O E, et al. The inheritance of carotenoid pigment system in the tomato. Genetics, 1953, 38(12): 117-127. |
| [25] | Ray J, Moureau P, Bird C, et al. Cloning and characterization of a gene involved in phytoene synthesis from tomato. Plant Mol Biol, 1992, 19(3): 401-404. |
| [26] | Fray R G, Grierson D. Identification and genetic analysis of normal and mutant phytoene synthase genes of tomato by sequencing, complementation and co-suppression. Plant Mol Biol, 1993, 22(4): 589-602. |
| [27] | Ronen G, Cohen M, Zamir D, et al. Regulation of carotenoid biosynthesis during tomato fruit development: expression of the gene for lycopene epsilon-cyclase is down-regulated during ripening and is elevated in the mutant Delta. Plant J, 1999, 17(4): 341-351. |
| [28] | Ronen G, Carmel-Goren L, Zamir D, et al. An alternative pathway to β-carotene formation in plant chromoplasts discovered by map-based cloning of beta and old-gold color mutations in tomato. Proc Natl Acad Sci, 2000, 97(20): 11102-11107. |
| [29] | Mutschler M A. Ripening and storage characteristics of the 'alcobaca' ripening mutant in tomato. J Am Soc Hortic Sci, 1984, 109(4): 504-507. |
| [30] | Mutschler M A. Inheritance and linkage of the 'alcobaca' ripening mutant in tomato. J Am Soc Hortic Sci, 1984, 109(4): 500-503. |
| [31] | Powell A L, Nguyen C V, Hill T, et al. Uniform ripening encodes a Golden 2-like transcription factor regulating tomato fruit chloroplast development. Science, 2012, 336(6089): 1711-1715. |
| [32] | Bohn G W, Scott D H. A 2nd gene for uniform unripe fruit color in the tomato. J Hered, 1945, 36(6): 169-172. |
| [33] | Lindstrom E W. Inheritance in tomatoes. Genetics, 1925, 10(5): 305-317. |
| [34] | Rick C M, Butler L. Cytogenetics of the tomato. Adv Genet, 1956, 8: 267-382. |
| [35] | Klee H J, Giovannoni J J. Genetics and control of tomato fruit ripening and quality attributes. Annu Rev Genet, 2011, 45: 41-59. |
| [36] | Pan I L, McQuinn R, Giovannoni J J, et al. Functional diversification of AGAMOUS lineage genes in regulating tomato flower and fruit development. J Exp Bot, 2010, 61(6): 1795-1806. |
| [37] | Vrebalov J, Pan I L, Arroyo A J M, et al. Fleshy fruit expansion and ripening are regulated by the tomato SHATTERPROOF gene TAGL1 . Plant Cell, 2009, 21(10): 3041-3062. |
| [38] | Itkin M, Seybold H, Breitel D, et al. TOMATO AGAMOUS-LIKE 1 is a component of the fruit ripening regulatory network. Plant J, 2009, 60(6): 1081-1095. |
| [39] | Tigchelaar E C, McGlasson W B, Buescher R W. Genetic regulation of tomato fruit ripening. HortScience, 1978, 13: 508-513. |
| [40] | Fujisawa M, Nakano T, Ito Y. Identification of potential target genes for the tomato fruit-ripening regulator RIN by chromatin immunoprecipitation. BMC Plant Biol, 2011, 11(26): 1-14. |
| [41] | Fujisawa M, Shima Y, Higuchi N, et al. Direct targets of the tomato-ripening regulator RIN identified by transcriptome and chromatin immunoprecipitation analyses. Planta, 2012, 235(6): 1107-1122. |
| [42] | Fujisawa M, Nakano T, Shima Y, et al. A large-scale identification of direct targets of the tomato MADS box transcription factor RIPENING INHIBITOR reveals the regulation of fruit ripening. Plant Cell, 2013, 25(2): 371-386. |
| [43] | Martel C, Vrebalov J, Tafelmeyer P, et al. The tomato MADS-box transcription factor RIPENING INHIBITOR interacts with promoters involved in numerous ripening processes in a COLORLESS NONRIPENING-dependent manner. Plant Physiol, 2011, 157(3): 1568-1579. |
| [44] | Qin G Z, Wang Y Y, Cao B H, et al. Unraveling the regulatory network of the MADS box transcription factor RIN in fruit ripening. Plant J, 2012, 70(2): 243-255. |
| [45] | Zhong S L, Zhang J F, Chen Y R, et al. Single-base resolution methylomes of tomato fruit development reveal epigenome modifications associated with ripening. Nat Biotechnol, 2013, 31(2): 154-159. |
| [46] | Barry C S, McQuinn R P, Thompson A J, et al. Ethylene insensitivity conferred by the Green-ripe and Never-ripe 2 ripening mutants of tomato. Plant Physiol, 2005, 138(1): 267-275. |
| [47] | Akhtar M S, Goldschmidt E E, John I, et al. Altered patterns of senescence and ripening in gf, a stay-green mutant of tomato (Lycopersicon esculentum Mill.). J Exp Bot, 1999, 50(336):1115-1122. |
| [48] | Cheung A Y, McNellis T, Piekos B. Maintenance of chloroplast components during chromoplast differentiation in the tomato mutant green flesh. Plant Physiol, 1993, 101(4): 1223-1229. |
| [49] | Tanksley S D, Ganal M W, Prince J P, et al. High density molecular linkage maps of the tomato and potato genomes. Genetics, 1992, 132(4): 1141-1160. |
| [50] | Isaacson T, Ronen G, Zamir D, et al. Cloning of tangerine from tomato reveals a carotenoid isomerase essential for the production of β-carotene and xanthophylls in plants. Plant Cell, 2002, 14(2): 333-342. |
| [51] | Isaacson T, Ohad I, Beyer P, et al. Analysis in vitro of the enzyme CRTISO establishes a poly-cis-carotenoid biosynthesis pathway in plants. Plant Physiol, 2004, 136(4): 4246-4255. |
| [52] | Galpaz N, Ronen G, Khalfa Z, et al. A chromoplast-specific carotenoid biosynthesis pathway is revealed by cloning of the tomato white-flower locus. Plant Cell, 2006, 18(8): 1947-1960. |
| [53] | Liu Y, Roof S, Ye Z, et al. Manipulation of light signal transduction as a means of modifying fruit nutritional quality in tomato. Proc Natl Acad Sci, 2004, 101(26): 9897-9902. |
| [54] | Satya S N, William L H, Chelsey L K, et al. KNOX genes influence a gradient of fruit chloroplast development through regulation of GOLDEN2-LIKE expression in tomato. Plant J, 2014, 78(6): 1022-1033. |
| [55] | Schroeder D F, Gahrtz M, Maxwell B B, et al. De-etiolated 1 and damaged DNA binding protein 1 interact to regulate Arabidopsis photomorphogenesis. Curr Biol, 2002, 12(7): 1462-1472. |
| [56] | Benvenuto G, Formiggini F, Laflamme P, et al. The photomorphogenesis regulator DET1 binds the amino-terminal tail of histone H2B in a nucleosome context. Curr Biol, 2002, 12(7): 1529-1534. |
2016, Vol. 36


