糖尿病肾病（diabetic nephropathy，DN）是糖尿病最常见的并发症之一。临床上大约30 %～50 %的1型糖尿病和20 %～40 %的2型糖尿病伴有明显的DN，其中约1/3的患者会发展为终末期肾功能衰竭（end-stage renal disease, ESRD）^{[1 – 2]}，给患者、家庭与社会带来严重的经济负担。研究显示，炎症反应是DN发生和发展的关键因素。糖尿病患者机体糖代谢异常和血液动力学障碍等均可损伤肾脏固有细胞，损伤的细胞释放炎症介质，进一步导致肾小球硬化，最终导致DN的发生和发展^{[3 – 4]}。研究表明肠道菌群失调是2型糖尿病进展的重要机制之一^[5]，菌群可以调节炎症诱导的代谢性疾病，比如糖尿病^[6]，因此改善肠道微生态环境可从源头上起到延缓DN进展的作用。β–葡聚糖是燕麦最主要的功能因子，可以作为益生元改善肠道菌群状态。本研究拟建立大鼠糖尿病肾病模型，探讨燕麦β–葡聚糖（oat β-glucan, OG）对DN进展的延缓作用及机制。结果报告如下。

SPF级雄性SD大鼠70只，体重（200 ± 20）g，由北京大学医学部实验动物中心提供，实验动物生产许可证号SCXK（京）2016 – 0010，实验动物使用许可证号：SYXK（京）2016 – 0041。饲养于SPF级动物室，温度20～26 ℃，相对湿度40 %～70 %，实验期间大鼠自由进食与饮水，基础饲料为AIN-93M（American Institute of Nutrition-1993 Maintenance）配方，由美国营养学会提供。大鼠适应性喂养1周后开始实验，本项目经北京大学生物医学动物伦理委员会审查通过。

燕麦β–葡聚糖（陕西森弗天然制品有限公司，纯度70 %，HPLC级。MS 352型酶标仪（芬兰Labsystems Multiskan公司）；AC8洗板机（芬兰Thermo Labsystems公司）；TG16W微量高速离心机（湖南湘仪集团）；GNP-9080型隔水式恒温培养箱（上海精宏公司）；AU480全自动生化仪（日本奥林巴斯株式会社）。

选取60只大鼠行左侧肾切除术，术后一次性腹腔注射65 mg/kg链脲佐菌素（streptozotocin，STZ）（0.01 mol/L pH 4.5柠檬酸钠 – 柠檬酸缓冲液配制）。尾静脉采血检测血糖水平，7 d后空腹血糖 > 11.1 mmol/L确定为糖尿病肾病模型造模成功。将建模成功大鼠按血糖及体重水平随机分为4组，每组12只，模型组（蒸馏水灌胃），低、中、高剂量燕麦β–葡聚糖组（灌胃剂量分别为0.275、0.550、1.100 g/kg）。另取10只SD大鼠行假手术（对照组），对照组大鼠蒸馏水灌胃。连续干预8周。股动脉采血后处死大鼠，迅速取出右侧肾脏，肝脏及肾周睾周脂肪并称重，冻透后转入 – 80 ℃冰箱中待测。

观察大鼠毛色、尿量、排便情况，每周记录体重、进食量及血糖。

采用全自动生化分析仪检测大鼠血清尿素氮（blood urea nitrogen, BUN）、尿酸（uric acid, UA）、肌酐（creatinine, CR）含量。

应用酶联免疫法，用纯化的大鼠血管内皮生长因子（vascular endothelial growth factor, VEGF）或白细胞介素 6（interleukin-6, IL-6）抗体包被微孔板，制成固相抗体，往包被单抗的微孔中依次加入VEGF或IL-6，再与辣根过氧化物酶（horseradish peroxidase, HRP）标记的VEGF抗体结合，形成抗体–抗原–酶标抗体复合物，洗涤后加底物3, 3′, 5, 5′–四甲基联苯胺（tetramethylbenzidine, TMB）显色。TMB在HRP酶的催化下转化成蓝色，并在酸的作用下转化成最终的黄色。颜色的深浅与样品中因子的浓度呈正相关。用酶标仪在450 nm波长下测定吸光度（A）值，通过标准曲线计算样品中VEGF或IL-6浓度。

以10 %多聚甲醛固定肾脏组织，将组织脱水、透明、浸蜡，包埋后切片，切片厚度为4 μm，粘片后脱蜡苏木素染色，分化漂洗后脱水复染透明，中心树胶封片，苏木精–伊红（hematoxylin-eosin, HE）染色，用光镜（ × 400）观察组织形态。

结果以 $\overline x $ ± s表示，采用SPSS 20.0软件进行统计分析，采用单因素方差分析比较组间差异，P < 0.05为差异有统计学意义。

实验期间可观察到糖尿病大鼠活跃度下降，毛色暗淡发黄，尿量明显增加，整个观察期间，模型组和燕麦β–葡聚糖0.275 g/kg组大鼠分别死亡5只，0.550和1.100 g/kg组大鼠分别死亡4只，对照组无死亡。与对照组比较，模型组大鼠进食量明显增加，差异有统计学意义（P < 0.05）。

对照组、模型组、燕麦β–葡聚糖0.275、0.550、1.100 g/kg组大鼠血糖水平分别为（5.07 ± 0.31）、（25.32 ± 1.63）、（23.94 ± 1.48）、（23.98 ± 1.24）、（24.11 ± 2.71）mmol/L；与对照组比较，模型组大鼠血糖明显升高，差异有统计学意义（P < 0.01），表明糖尿病模型构建成功。与模型组比较，各剂量燕麦β–葡聚糖组大鼠血糖无明显变化。

与对照组比较，模型组大鼠体重明显下降；与模型组比较，各剂量燕麦β–葡聚糖组大鼠体重无明显变化。与对照组比较，模型组大鼠肾脏、肝脏系数均明显升高，睾周肾周脂肪系数明显下降，差异有统计学意义（P < 0.01）；与模型组比较，各剂量燕麦β–葡聚糖组大鼠肾脏、肝脏、睾周肾周脂肪系数无明显变化。

表 1

表 1 燕麦 β–葡聚糖对大鼠体重及脏体比影响（ $\bar x \pm s$ ） 组别 （g/kg） n 体重 （g） 肾脏 （%） 脂肪 （%） 肝脏 （%） 对照组 10 487.30 ± 39.99 0.30 ± 0.04 2.61 ± 0.93 2.56 ± 0.23 模型组 7 236.60 ± 45.55a 0.94 ± 0.17a 0.09 ± 0.11a 4.84 ± 0.45a 燕麦β–葡聚糖 0.275 7 232.80 ± 66.49 0.91 ± 0.09 0.25 ± 0.14 4.45 ± 0.24 0.550 8 223.21 ± 48.06 0.88 ± 0.20 0.17 ± 0.19 4.56 ± 0.45 1.100 8 238.70 ± 54.16 0.91 ± 0.07 0.24 ± 0.31 4.65 ± 0.51 　　注：与对照组比较，a P < 0.01。

表 1 燕麦 β–葡聚糖对大鼠体重及脏体比影响（ $\bar x \pm s$ ）

与对照组比较，模型组大鼠血清中尿素氮、尿酸水平明显升高，肌酐水平明显下降，差异有统计学意义（P < 0.01）；与模型组比较，燕麦β–葡聚糖0.275 g/kg组大鼠血清中尿素氮水平明显下降，差异有统计学意义（ P < 0.01）。

表 2

表 2 燕麦β–葡聚糖对大鼠肾功能影响（ $\bar x \pm s$ ） 组别 （g/kg） n 尿素氮 （mmol/L） 尿酸 （μmol/L） 肌酐 （μmol/L） 对照组 10 6.90 ± 1.90 94.20 ± 23.60 33.90 ± 13.89 模型组 7 14.80 ± 3.63a 181.05 ± 47.87a 21.34 ± 11.46a 燕麦β–葡聚糖 0.275 7 10.39 ± 2.04b 178.56 ± 22.51 17.95 ± 7.41 0.550 8 12.29 ± 2.50 191.43 ± 146.91 15.71 ± 9.50 1.100 8 14.45 ± 3.26 250.88 ± 137.29 20.80 ± 9.01 　　注：与对照组比较，a P < 0.01。与模型组比较，b P < 0.01。

表 2 燕麦β–葡聚糖对大鼠肾功能影响（ $\bar x \pm s$ ）

对照组大鼠肾小球血管袢薄而清晰，内皮细胞和系膜细胞数目正常；系膜细胞及系膜基质未见增多，周围肾小管正常（图1A）。模型组大鼠肾小球明显减小，肾小球细胞增生，散在肾小管上皮细胞肿胀变性、脱落，肾小球毛细血管基底膜弥漫性增厚，系膜区增宽，系膜区血管基质增多及系膜细胞增生，伴有间质散在灶性炎症分布和淋巴细胞浸润，肾小动脉内膜增生，管壁增厚，管腔狭窄，偶可见轻度玻璃样改变（图1B）。燕麦β–葡聚糖0.275 g/kg组大鼠肾小球主要由毛细血管组成，毛细血管通畅，球囊腔清晰可见；系膜细胞及系膜基质未见增多，间质未见明显的病理改变（图1C）。燕麦β–葡聚糖0.550 g/kg组大鼠肾小球明显减小，肾小球细胞增生，散在肾小管上皮细胞肿胀变性、脱落，肾小球毛细血管基底膜弥漫性增厚，系膜区增宽，肾小球系膜区血管基质增多及系膜细胞增生，伴有间质散在的灶性炎症分布和淋巴细胞浸润；肾小动脉内膜增生，管壁增厚，管腔狭窄，偶可见轻度玻璃样改变（图1D）。燕麦β–葡聚糖1.100 g/kg组大鼠肾小球明显减小，肾小球细胞增生，散在肾小管上皮细胞肿胀变性、脱落，肾小球毛细血管基底膜弥漫性增厚（图1E）。

图 1

注：A：对照组；B：模型组；C、D、E：燕麦β-葡聚糖0.275、0.550、1.100 g/kg组。 图 1 燕麦β–葡聚糖对糖尿病大鼠肾脏组织病理学影响（HE，× 400）

与对照组比较，模型组大鼠血清中炎症因子VEGF、IL-6水平明显升高，差异有统计学意义（P < 0.01）；与模型组比较，燕麦β–葡聚糖0.275、0.550 g/kg组大鼠血清中炎症因子VEGF水平下降、燕麦β–葡聚糖0.550 g/kg.组大鼠血清中IL-6水平明显下降，差异有统计学意义（ P < 0.05）。

表 3

表 3 燕麦 β–葡聚糖对大鼠血清炎症因子水平影响（ng/L， $\overline x $ ± s，n = 6） 组别 （g/kg） VEGF IL-6 对照组 279.93 ± 12.52 131.08 ± 3.49 模型组 312.54 ± 13.39a 145.96 ± 5.67a 燕麦β–葡聚糖 0.275 302.66 ± 11.40b 140.70 ± 7.90 0.550 269.94 ± 16.70b 129.71 ± 6.48b 1.100 312.44 ± 15.91 148.99 ± 9.92 　　注：与对照组比较，a P < 0.01；与模型组比较，b P < 0.05。

表 3 燕麦 β–葡聚糖对大鼠血清炎症因子水平影响（ng/L， $\overline x $ ± s，n = 6）

糖尿病肾病发病率高，病情转归差，社会及个人经济负担严重，早期防治或者从源头上减缓病情发展至关重要。人群糖尿病肾病进展周期长，且诊断后多半处于较严重阶段^[7]。与其他干预糖尿病肾病的研究^{[8 – 9]}相同，本研究同样采取STZ注射构建糖尿病模型方法，但出于实验时间考虑，本研究同时采取了单侧肾切除方式加重肾脏负担，有利于糖尿病肾病的加速进展。本研究结果显示，与对照组比较，模型组大鼠肾功能3项指标均明显异常，血糖明显升高，大鼠肾脏出现明显病理改变。提示，糖尿病肾病模型构建成功。

研究显示，燕麦β葡聚糖对于糖尿病具有改善作用，燕麦β葡聚糖能有效改善血糖但对于胰岛素敏感性结论不明^[10]；1991年队列研究^[11]表明IL-6与1型糖尿病患者微量白蛋白尿相关，多因素分析显示，有5类炎性物质2个以上标记物升高患者，其早期肾功能逐渐下降的可能性是对照组5倍以上。研究指出燕麦β葡聚糖在结肠炎中具有抗炎作用，可以降低结肠炎大鼠肿瘤坏死因子–α（tumor necrosis factor-α, TNF-α），IL-6表达^[12]。本研究结果显示，与模型组比较，燕麦β葡聚糖组大鼠肾功能指标尿素氮、血清炎症因子VEGF和IL-6均明显降低，肾脏组织结构病理改变减轻。提示，燕麦β–葡聚糖具有一定延缓糖尿病大鼠肾病进展作用，其机制可能与燕麦β–葡聚糖降低炎症因子表达、降低炎症水平有关。研究表明燕麦β葡聚糖可有效改变小鼠肠道菌群^[13]，可改变大鼠的肠道屏障作用^[14]。燕麦β–葡聚糖延缓糖尿病大鼠肾病进展作用是否还与肠道菌群功能相关？值得进一步深入研究。