2. 广东省职业病防治院，广东省职业病防治重点实验室，广东 广州 510300;
3. 广东药科大学公共卫生学院，广东 广州 510006;
4. 南方医科大学公共卫生学院，广东 广州 510515
2. Guangdong Key Laboratory of Occupational Disease Prevention and Control, Guangdong Province Hospital for Occupational Disease Prevention and Treatment, Guangzhou 510300 China;
3. School of Public Health, Guangdong Pharmaceutical University, Guangzhou 510006 China;
4. School of Public Health, Southern Medical University, Guangzhou 510515 China
随着核能的发展及放射诊疗技术的广泛应用，低剂量电离辐射（low dose ionizing radiation，LDIR）已经变成人类活动所致辐射有效剂量的主要贡献者。联合国原子辐射效应科学委员会（UNSCEAR）对低剂量电离辐射的定义为剂量低于0.2 Gy或以下的X或γ射线外照射剂量[1]。研究表明，LDIR可通过直接作用于机体DNA分子或通过产生活性氧自由基（reactive oxygen species，ROS）引起氧化应激而间接损伤DNA分子[2-4]，从而参与组织细胞DNA损伤与修复、信号转导和细胞周期阻滞等一系列生物学过程[5]。ROS在组织细胞的内稳态中发挥着重要作用，如果细胞内氧化与抗氧化的平衡被破坏，ROS的持续累积会引起氧化性损伤，并最终影响胞内稳态平衡[6-7]。丙二醛（maleic dialdehyde，MDA）是脂质过氧化的最终产物之一，机体组织细胞内的氧化变性和ROS的增加会导致MDA水平增高[8]。8-羟基脱氧鸟苷（8-hydroxy-2'-deoxyguanosine，8-OHdG） 作为脱氧鸟苷的氧化加合物形式，是公认的评价DNA氧化损伤的金标准[9]。谷胱甘肽（glutathione，GSH）是非酶系抗氧化系统中重要的还原剂，可清除ROS诱发的脂质过氧化物和过氧化氢，保护胞内生物大分子和生物膜免受过氧化物损伤。
机体DNA修复机制在电离辐射诱导DNA损伤的同时也开始启动，在维持基因组完整性方面起着重要作用[10-11]。研究表明，P53是辐射反应过程中的一个关键因子，调控急性辐射损伤后DNA修复和细胞凋亡通路激活。当外界应激信号引起细胞损伤后P53可被激活，并诱导细胞周期调控因子的表达，使细胞阻滞在G1期进行DNA损伤的修复。若损伤未能及时修复，P53则通过促凋亡基因转录激活和抗凋亡基因转录抑制介导细胞凋亡[12]。蛋白磷酸酶2A （Phospho-protein Phosphatase 2A，PP2A）是细胞中主要的丝氨酸/苏氨酸磷酸酶，在真核细胞中广泛表达。PP2A作为潜在的肿瘤抑制因子，可通过对细胞中磷酸化的蛋白去磷酸化作用，参与调节细胞的众多生理和病理过程[13-14]。PP2A是一种异三聚体全酶，由结构亚基A、调节亚基B和催化亚基C组成，其中PPP2R2D（B55δ） 是PP2A-Bδ亚基编码基因。研究发现 LDIR可诱导PPP2R2D基因表达增加，主要通过参与对DNA的损伤修复中发挥重要作用的磷酸化组蛋白H2AX （γ-H2AX）的去磷酸化过程，诱导细胞周期检查点的激活，阻滞细胞周期的进行，利于细胞充分修复损伤的 DNA[15-16]。
基于上述研究背景，本研究以人正常肺支气管上皮细胞（HBE）为研究对象，探讨LDIR对细胞增殖、DNA氧化损伤及修复的影响，为LDIR早期损伤标志物及干预靶位研究提供实验依据，并为LDIR接触职业人群健康防护提供重要思路。
1 材料与方法 1.1 试剂和仪器HBE-人肺支气管上皮细胞（中山大学李道传副教授惠赠）；达尔伯克改良伊格尔（氏）培养基（DMEM）、胎牛血清、青链霉素、0.25%胰蛋白酶、磷酸盐缓冲液（PBS）（美国Gibco公司）；MDA检测试剂盒、GSH检测试剂盒 （南京建成生物工程研究所）；NP-40裂解液、苯甲基磺酰氟（PMSF）、二喹啉甲酸（BCA） 蛋白浓度测定试剂盒、噻唑兰（MTT）细胞增殖及细胞毒性检测试剂盒、二甲亚砜（DMSO）（碧云天生物技术有限公司）；8-OHdG Elisa检测试剂盒（江苏酶标生物科技有限公司）；Trizol试剂（美国 Invitrogen公司）；逆转录试剂盒、qRT-PCR荧光定量试剂盒 （日本Takara公司）；引物合成[生工生物工程（上海）股份有限公司]；ChiRad 160 X射线辐照仪（台湾达尔生技有限公司）；LightCycler96型实时荧光定量PCR仪（瑞士 Roche公司）；全波长酶标仪、二氧化碳细胞培养箱（美国Thermo公司）等。
1.2 细胞分组及辐照采用ChiRad 160 X射线辐照仪单次照射HBE细胞，照射剂量分别为0、50、100、200 mGy，剂量率为50 mGy/min，辐照后于细胞培养箱中培养。
1.3 MTT法检测细胞存活率取对数生长期的 HBE细胞，接种于96孔板（1 × 104个细胞/孔），每组设5个复孔。按实验设计分组并进行辐照处理，辐照后继续放入CO2培养箱中培养。在辐照后24 h和48 h，每孔加入10 μl MTT试剂后置于培养箱孵育4 h，孵育结束后每孔加入150 μl DMSO溶解15 min。调节酶标仪在490 nm处测吸光度，记录各孔OD值。计算细胞存活率，细胞存活率（ % ） = （ A实验孔 − A空白孔） / （ A对照孔 − A空白孔） × 100%。
1.4 细胞氧化应激与DNA氧化损伤指标检测辐照后24 h和48 h收获细胞，加入150 μl预冷的裂解混合液（NP-40∶PMSF = 99∶1），于冰上裂解30 min，4℃，12000 rpm，离心10 min。取上清，用BCA蛋白浓度检测试剂盒测定蛋白浓度，随后分别按照试剂盒步骤检测细胞MDA、GSH及8-OHdG含量。
1.5 细胞DNA损伤修复相关基因mRNA水平检测分别于辐照后24 h和48 h收集细胞。采用Trizol法提取总RNA，将总RNA逆转录为cDNA，按照试剂盒步骤进行定量检测分析。设计的qPCR引物序列如下：β-Actin：上游引物5′-GGCACCCAGCACAATGAAG-3′，下游引物5′-CCGATCCACACGGAGTACTTG-3′；PPP2R2D：上游引物5′- AAGACTTCGAGACCCATTTAGGA-3′，下游引物5′- CGTGGACTCGCTTCTACCATA-3′；TP53：上游引物5′- ACAGCTTTGAGGTGCGTGTTT-3′，下游引物5′- CCCTTTCTTGCGGAGATTCTCT-3′。
1.6 统计分析采用 SPSS 25.0 软件进行统计学分析，计量资料以
LDIR辐照后24 h，各剂量组细胞存活率的差异无统计学意义（F = 1.266,P > 0.05）。辐照后48 h，各剂量组细胞存活率之间的差异具有统计学意义（ F = 3.704,P < 0.05）；与对照组相比，细胞的存活率在50 mGy达到最高（ P < 0.05），呈现先升后降的趋势。见 图1。
|
图 1 MTT法检测LDIR辐照HBE细胞后24 h 和48 h 的存活率结果 Figure 1 Viability of HBE cells at 24 and 48 h after LDIR determined by MTT assay 注：与对照组相比，**P < 0.01。 |
LDIR辐照后24 h，各剂量组细胞MDA水平的差异具有统计学意义（F = 6.913, P < 0.05）；与对照组相比，各剂量组MDA水平均显著升高（ P < 0.05）。辐照后48 h，各剂量组细胞MDA水平差异具有统计学意义（ F = 5.146, P < 0.05）；与对照组相比，50 mGy组细胞MDA水平显著降低（ P < 0.05）。见 图2A。
|
图 2 LDIR辐照HBE细胞后24 h 和48 h的氧化抗氧化水平结果 Figure 2 Oxidative-antioxidant levels in HBE cells at 24 and 48 h after LDIR 注：A. LDIR照射后24 h和48 h的MDA水平；B. LDIR照射后24 h和48 h的GSH水平。与对照组相比，*P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001。 |
LDIR辐照后24 h，各剂量组细胞GSH水平的差异具有统计学意义（F = 13.938, P < 0.05）；与对照组相比，各剂量组GSH水平均显著降低（ P < 0.05），且呈现剂量-效应关系。辐照后48 h，各剂量组细胞GSH水平的差异有统计学意义（ F = 11.403, P < 0.05）；与对照组相比，100 mGy组细胞GSH水平显著升高（ P < 0.05），达到峰值。见 图2B。
2.3 LDIR对HBE细胞DNA氧化损伤的影响LDIR辐照后24 h，各剂量组细胞8-OHdG水平的差异具有统计学意义（F = 36.323, P < 0.05）；与对照组相比，各剂量组8-OHdG水平均显著升高（ P < 0.05）。辐照后48 h，各剂量组细胞8-OHdG水平的差异有统计学意义（ F = 5.301, P < 0.05）；与对照组相比，50 mGy组细胞8-OHdG水平显著降低（ P < 0.05） 。见 图3。
|
图 3 LDIR辐照HBE细胞后24 h和48 h的8-OHdG水平 Figure 3 8-OHdG levels in HBE cells at 24 and 48 h after LDIR 注：与对照组相比，**P < 0.01, ***P < 0.001。 |
LDIR辐照后24 h，各剂量组细胞PPP2R2D基因mRNA表达水平的差异具有统计学意义（F = 628.85, P < 0.05）；与对照组相比，各剂量组mRNA表达水平均显著升高（ P < 0.05），在50 mGy时达到峰值。辐照后48 h，各剂量组细胞 PPP2R2D基因 mRNA表达水平的差异具有统计学意义（F = 5.19, P < 0.05）；与对照组相比，50 mGy组细胞表达水平显著升高（ P < 0.05）。见 图4A。
|
图 4 LDIR辐照HBE细胞后24 h和48 h的DNA损伤修复相关基因表达水平 Figure 4 Expression levels of DNA damage repair genes in HBE cells at 24 and 48 h after LDIR 注：A. LDIR照射后24 h和48 h的PPP2R2D基因表达水平；B. LDIR照射后24 h和48 h的TP53基因表达水平。与对照组相比，**P < 0.01, ***P < 0.001。 |
辐照后24 h，各剂量组细胞TP53基因 mRNA表达水平的差异具有统计学意义（F = 62.83, P < 0.05）；与对照组相比，50 mGy组表达水平显著升高（ P < 0.05）。辐照后48 h，各剂量组细胞 TP53基因 mRNA表达水平的差异具有统计学意义（F = 11.18,P < 0.05）；与对照组相比，50 mGy组细胞表达水平显著升高（ P < 0.05）。见 图4B。
3 讨 论人们日常生活中接触的电离辐射来源主要包括天然辐射源、工业辐射源、医用辐射源等低剂量辐射源[17-18]。近年研究表明LDIR能够诱导机体产生保护性效应，如适应性反应和兴奋性效应[19-20]。其中细胞兴奋性效应主要体现在细胞增殖及免疫活性增强等方面。本研究结果表明，采用不同剂量（0～200 mGy）的X射线照射HBE细胞后培养24 h，各组细胞存活率无明显改变，而采用50 mGy的X射线照射后48 h，细胞存活率显著升高。杨国姿[21]采用20～100 mGy X射线照射（剂量率：12.5 mGy/min）正常肺细胞及肿瘤细胞后培养24 h，结果发现对HBE 细胞具有促增殖效应，且在 75 mGy时促增殖效应最为明显，与本次研究结果相似，但增殖效应的剂量不同，原因可能在于该项研究辐照剂量率（12.5 mGy/min）与本研究采用的辐照剂量率（50 mGy/min）不同。
多项研究表明，电离辐射通过诱导ROS的产生和过量积累而导致细胞损伤甚至死亡[22-23]。MDA是脂质过氧化的最终产物之一，ROS升高可导致MDA水平的增加。本次研究发现辐照后24 h，各剂量组MDA水平均高于对照组；辐照后48 h，100 mGy和200 mGy剂量组MDA恢复至对照水平，其中50 mGy组的MDA水平显著低于对照组。提示HBE细胞在低剂量辐照后24 h 细胞发生脂质过氧化，辐照后48 h，细胞的抗氧化系统发挥作用，脂质过氧化水平呈下降趋势。胡昌坤等[24]采用60Co γ射线照射雄性Balb/c小鼠，剂量率为3.01 cGy/min，连续照射5 d（累计0.2 Gy），辐照后24 h检测小肠组织MDA水平。结果显示，与对照组相比，照射组小肠组织MDA水平明显上升。这与本研究结果不同，原因可能在于研究对象、辐照剂量率以及辐照方式不同。
谷胱甘肽（GSH）作为最丰富的内源性抗氧化剂，是谷胱甘肽巯基转移酶（GSTs）和谷胱甘肽过氧化物酶（GPXs）清除ROS的辅助因子，在细胞的解毒反应中发挥重要作用[25]。本研究发现，GSH水平变化趋势与MDA相反，辐照后24 h，各组细胞的GSH水平呈现剂量依赖性降低；培养48 h后，各剂量组GSH水平逐渐恢复，其中100 mGy组GSH水平显著上升。提示细胞在受到辐照后24 h，胞内抗氧化水平呈剂量依赖性降低，辐照后48 h抗氧化水平可恢复至本底水平或显著升高。于卫国等[26]采用X射线对SD成年雄性大鼠进行全身照射，每次照射10 cGy（剂量率：1 Gy/min），间隔24 h照射，共照射5次（累积剂量0.5 Gy），辐照结束后20 d对脑组织中GSH活性检测结果显示，大鼠脑组织中GSH活性水平降低。本研究辐照后24 h的结果与于卫国等的研究结果相似。提示低剂量电离辐射早期可导致细胞或组织的GSH水平下降。8-OHdG是在细胞核和线粒体DNA中由自由基诱导的氧化性病变的主要形式之一，也是启动和促进癌变的主要因素[27]。本研究结果表明HBE细胞在辐照后24 h出现明显的DNA氧化损伤，且损伤呈现剂量依赖性升高，辐照后48 h DNA氧化损伤可得到修复，在50 mGy组中修复作用尤其明显。本次研究与刘明等[28]研究发现高本底辐射地区（HBRA）居民的8-OHdG水平显著低于对照地区居民的结果相似。
研究表明，DNA损伤后，PP2A可通过调控P53的激活以及G2/M细胞周期检验点的激活阻止细胞进入有丝分裂期，参与了信号传递、DNA 损伤修复以及凋亡等细胞过程[20,29]。本研究也发现，暴露于LDIR后24 h和48 h，PPP2R2D和TP53基因mRNA表达水平趋势较一致。辐照后24 h，细胞中PPP2R2D和TP53基因mRNA表达水平上升，在50 mGy剂量达到峰值，提示50 mGy 辐照剂量可能是PPP2R2D和TP53基因转录表达的适宜剂量。辐照后48 h，细胞的PPP2R2D和TP53基因mRNA表达水平除50 mGy组仍高于对照组外，其余组别均降至对照水平，提示在50 mGy剂量下，HBE细胞具有良好的DNA损伤修复能力。
综上所述，LDIR可显著诱导HBE细胞DNA损伤修复相关基因的表达升高，降低DNA氧化损伤水平，提高细胞存活率，有利于细胞的生长，在50 mGy时细胞效应较明显。后续将深入探讨LDIR诱导DNA损伤修复过程中的相关蛋白信号通路机制，为LDIR生物学效应机制研究提供新的方向及重要线索。
| [1] |
United Nations Scientific Committee on the Effects of Atomic Radiation. Report of the United Nations Scientific Committee on the Effects of Atomic Radiation 2010[Z]. New York: United Nations, 2011.
|
| [2] |
陈慧峰, 郭强之, 刘明, 等. 广东高本底地区人群氧化损伤及抗氧化水平调查[J]. 中华放射医学与防护杂志, 2015, 35(2): 83-87. Chen HF, Guo QZ, Liu M, et al. The effects of low dose radiation on the levels of oxidative damage and antioxidant in population of high background radiation area of Guangdong[J]. Chin J Radiol Med Prot, 2015, 35(2): 83-87. DOI:10.3760/cma.j.issn.0254-5098.2015.02.002 |
| [3] |
Bankoglu EE, Gerber J, Kodandaraman G, et al. Influence of bariatric surgery induced weight loss on oxidative DNA damage[J]. Mutat Res Genet Toxicol Environ Mutagen, 2020, 853: 503194. DOI:10.1016/j.mrgentox.2020.503194 |
| [4] |
Ghahe SS, Kosicki K, Wojewódzka M, et al. Increased DNA repair capacity augments resistance of glioblastoma cells to photodynamic therapy[J]. DNA Repair (Amst), 2021, 104: 103136. DOI:10.1016/j.dnarep.2021.103136 |
| [5] |
赵文迪, 田健, 周建炜. 低剂量/低剂量率电离辐射减轻放射性损伤的研究进展[J]. 河南大学学报(医学版), 2021, 40(5): 372-376. Zhao WD, Tian J, Zhou JW. Research progress of low-dose/low-dose-rate ionizing radiation in reducing radiation damage[J]. J Henan Univ (Med Sci), 2021, 40(5): 372-376. DOI:10.15991/j.cnki.41-1361/r.2021.05.012 |
| [6] |
Harris IS, DeNicola GM. The complex interplay between antioxidants and ROS in cancer[J]. Trends Cell Biol, 2020, 30(6): 440-451. DOI:10.1016/j.tcb.2020.03.002 |
| [7] |
Lei G, Zhang YL, Koppula P, et al. The role of ferroptosis in ionizing radiation-induced cell death and tumor suppression[J]. Cell Res, 2020, 30(2): 146-162. DOI:10.1038/s41422-019-0263-3 |
| [8] |
常馨月, 米晓, 董明然, 等. 巴西海木提取物抗生殖系统氧化损伤活性研究[J]. 中南药学, 2022, 20(4): 751-758. Chang XY, Mi X, Dong MR, et al. Antioxidant activity of Trichilia catigua A. Juss. against damage in the reproductive system [J]. Central South Pharm, 2022, 20(4): 751-758. DOI:10.7539/j.issn.1672-2981.2022.04.005 |
| [9] |
杨柳春, 王克义. DNA氧化损伤标志物8-羟基脱氧鸟苷与相关肿瘤关系的研究进展[J]. 浙江医学, 2021, 43(23): 2608-2612. Yang LC, Wang KY. Advances in the relationship between 8-hydroxydeoxyguanosine, a marker of oxidative DNA damage, and related tumours[J]. Zhejiang Med J, 2021, 43(23): 2608-2612. DOI:10.12056/j.issn.1006-2785.2021.43.23.2021-3119 |
| [10] |
Fijen C, Rothenberg E. The evolving complexity of DNA damage foci: RNA, condensates and chromatin in DNA double-strand break repair[J]. DNA Repair (Amst), 2021, 105: 103170. DOI:10.1016/j.dnarep.2021.103170 |
| [11] |
余小玲, 荣利, 方芳, 等. 低剂量X线辐射对A549细胞凋亡的适应性反应[J]. 中国辐射卫生, 2022, 31(2): 139-143,148. Yu XL, Rong L, Fang F, et al. Adaptive response of A549 cell apoptosis induced by low-dose X-ray irradiation[J]. Chin J Radiol Health, 2022, 31(2): 139-143,148. DOI:10.13491/j.issn.1004-714X.2022.02.001 |
| [12] |
Boutelle AM, Attardi LD. p53 and tumor suppression: it takes a network[J]. Trends Cell Biol, 2021, 31(4): 298-310. DOI:10.1016/j.tcb.2020.12.011 |
| [13] |
Mumby M. PP2A: unveiling a reluctant tumor suppressor[J]. Cell, 2007, 130(1): 21-24. DOI:10.1016/j.cell.2007.06.034 |
| [14] |
Lambrecht C, Haesen D, Sents W, et al. Structure, regulation, and pharmacological modulation of PP2A phosphatases[M]//Millán JL. Phosphatase Modulators. Totowa: Humana Press, 2013: 283-305. DOI: 10.1007/978-1-62703-562-0_17.
|
| [15] |
陈慧峰, 谭斯文, 闫雪华, 等. 不同剂量电离辐射对人外周血淋巴细胞DNA损伤修复相关基因转录水平的影响[J]. 中国辐射卫生, 2020, 29(1): 7-12. Chen HF, Tan SW, Yan XH, et al. Effects of different dose ionizing radiation on the transcriptional level of DNA damage repair related genes in human peripheral blood lymphocytes[J]. Chin J Radiol Health, 2020, 29(1): 7-12. DOI:10.13491/j.issn.1004-714X.2020.01.002 |
| [16] |
Kim SY, Hyun SY, Jang YJ. Dephosphorylation of Plk1 occurs through PP2A-B55/ENSA/Greatwall pathway during mitotic DNA damage recovery[J]. Cell Cycle, 2019, 18(10): 1154-1167. DOI:10.1080/15384101.2019.1617003 |
| [17] |
王茂枝, 刘森林. 辐射的来源漫谈[J]. 中国辐射卫生, 2021, 30(2): 238-243. Wang MZ, Liu SL. The sources of radiation[J]. Chin J Radiol Health, 2021, 30(2): 238-243. DOI:10.13491/j.issn.1004-714X.2021.02.025 |
| [18] |
唐颖. 阳江高本底辐射地区居民IL-2、IL-2R基因表达水平和IL-2R基因多态性研究[D]. 广州: 广东药科大学, 2020. DOI: 10.27690/d.cnki.ggdyk.2020.000258. Tang Y. Study on IL-2, IL-2R gene expression level and IL-2R gene polymorphism in Yangjiang high background radiation area[D]. Guangzhou: Guangdong Pharmaceutical University, 2020. DOI: 10.27690/d.cnki.ggdyk.2020.000258. |
| [19] |
康爽, 谭业辉, 郎悦. 低剂量辐射对人骨髓间充质干细胞的兴奋效应[J]. 中国老年学杂志, 2015, 35(9): 2586-2588. Kang S, Tan YH, Lang Y. Excitatory effects of low-dose radiation on human bone marrow mesenchymal stem cells[J]. Chin J Gerontol, 2015, 35(9): 2586-2588. DOI:10.3969/j.issn.1005-9202.2015.09.133 |
| [20] |
Konkova M, Abramova M, Kalianov A, et al. Mesenchymal stem cells early response to low-dose ionizing radiation[J]. Front Cell Dev Biol, 2020, 8: 584497. DOI:10.3389/fcell.2020.584497 |
| [21] |
杨国姿. ATM相关信号通路在低剂量辐射诱导肺正常及肿瘤细胞生物学效应差异中的作用及机制研究[D]. 长春: 吉林大学, 2016. Yang GZ. Distinct biological effects of low-dose radiation on lung normal and cancerous cells are mediated by ATM signaling[D]. Changchun: Jilin University, 2016. |
| [22] |
王琪, 赵珂, 高雅萌, 等. 电离辐射对小鼠造血干/祖细胞线粒体功能的影响[J]. 中华放射医学与防护杂志, 2022, 42(5): 321-327. Wang Q, Zhao K, Gao YM, et al. Effects of ionizing radiation on mitochondrial function of mouse hematopoietic stem and progenitor cells[J]. Chin J Radiol Med Prot, 2022, 42(5): 321-327. DOI:10.3760/cma.j.cn112271-20220222-00064 |
| [23] |
Tabatabaie F, Franich R, Feltis B, et al. Oxidative damage to mitochondria enhanced by ionising radiation and gold nanoparticles in cancer cells[J]. Int J Mol Sci, 2022, 23(13): 6887. DOI:10.3390/ijms23136887 |
| [24] |
胡昌坤, 张雪梅, 马增春, 等. 低剂量辐射对小鼠肠道损伤的影响[J]. 辐射防护, 2021, 41(4): 315-320. Hu CK, Zhang XM, Ma ZC, et al. Effects of low dose radiation on intestinal injury in mice[J]. Radiat Prot, 2021, 41(4): 315-320. |
| [25] |
Winterbourn CC, Hampton MB. Thiol chemistry and specificity in redox signaling[J]. Free Radic Biol Med, 2008, 45(5): 549-561. DOI:10.1016/j.freeradbiomed.2008.05.004 |
| [26] |
于卫国, 张杰, 张蕾, 等. 丹参对电离辐射致SD大鼠损伤的防护研究[J]. 江西医药, 2019, 54(10): 1193-1195. Yu WG, Zhang J, Zhang L, et al. Protective effects of Danshen on SD rats induced by ionizing radiation[J]. Jiangxi Med J, 2019, 54(10): 1193-1195. DOI:10.3969/j.issn.1006-2238.2019.10.014 |
| [27] |
Jelic MD, Mandic AD, Maricic SM, et al. Oxidative stress and its role in cancer[J]. J Cancer Res Ther, 2021, 17(1): 22-28. DOI:10.4103/jcrt.JCRT_862_16 |
| [28] |
刘明, 苏世标, 郭强之, 等. 高本底地区辐射对8-OHdG和hMTH1的影响研究[J]. 中国热带医学, 2016, 16(7): 670-672. Liu M, Su SB, Guo QZ, et al. Impact of radiation on 8-OHd G and h MTH1 in high background radiation area[J]. China Trop Med, 2016, 16(7): 670-672. DOI:10.13604/j.cnki.46-1064/r.2016.07.11 |
| [29] |
Dung TD, Day CH, Binh TV, et al. PP2A mediates diosmin p53 activation to block HA22T cell proliferation and tumor growth in xenografted nude mice through PI3K-Akt-MDM2 signaling suppression[J]. Food Chem Toxicol, 2012, 50(5): 1802-1810. DOI:10.1016/j.fct.2012.01.021 |