2018, Vol. 53
2. 川北医学院基础医学院基础医学创新平台, 四川 南充 637100;
3. 重庆大学药学院, 重庆 401331
2. Innovative Platform of Basic Medical Sciences, School of Basic Medical Sciences, North Sichuan Medical College, Nanchong 637100, China;
3. School of Pharmaceutical Sciences, Chongqing University, Chongqing 401331, China
胃癌是严重威胁人类健康的消化系统恶性肿瘤, 其发病率、死亡率在所有癌症中位居前列。据统计, 约20%胃癌患者存在受体酪氨酸蛋白激酶erbB-2 (receptor tyrosine-protein kinase erbB-2, ErbB2)基因扩增和(或)人表皮生长因子受体2 (human epidermal growth factor receptor 2, HER-2)的过度表达[1]。HER-2过表达易自发形成同源或异源二聚体, 引发胞内激酶区活化, 诱发受体自身或交互磷酸化, 引起下游PI3K/AKT信号通路激活, 参与细胞周期的调控[2, 3]。多项研究显示, HER-2过表达与胃癌增殖、侵袭、转移、耐药及预后不良密切相关[4, 5]。因此, HER-2已成为胃癌治疗的重要治疗靶标。
赫赛汀(注射用曲妥珠单抗)是特异性靶向HER-2的单克隆抗体药物, 通过拮抗HER-2信号转导及抗体依赖细胞介导的细胞毒作用(antibody dependent cell-mediated cytotoxicity, ADCC)发挥抗肿瘤作用。该药于1998年首次批准用于HER-2过表达(IHC3+或IHC2+/FISH+)转移性乳腺癌的二线治疗, 2010年又获批用于HER-2过表达转移性胃癌或胃食管交界癌的治疗。尽管赫赛汀抗癌机制明确, 疗效可靠, 然而随之而来的肿瘤耐药问题, 已成为制约其临床有效治疗的科学问题。因此, 明确其耐药机制及开展逆转耐药研究已成为当务之急。对乳腺癌研究发现, 联合小分子药物来那替尼(neratinib)、抗体类药物(帕妥珠单抗)能够有效延迟或逆转赫赛汀耐药[6, 7], 然而由于小分子药物毒副作用大、抗体类药物价格昂贵, 导致其临床使用受限, 且乳腺癌赫赛汀联合用药方案是否适用于胃癌赫赛汀耐药的治疗, 尚无明确定论。由于赫赛汀用于胃癌治疗时间尚短, 胃癌赫赛汀耐药机制及其逆转耐药研究尚未广泛开展, 因此, 研究胃癌赫赛汀耐药及其逆转策略具有重要理论及现实意义。
姜黄素(curcumin)是从姜黄、郁金等植物的根茎中提取得到的多酚类化合物。现代药理证实, 姜黄素具有抗癌、抗病毒、抗菌及促进伤口愈合等作用[8-10]。多项研究显示, 姜黄素能够逆转多种肿瘤细胞耐药, 包括通过抑制NF-κB通路逆转胃癌5-氟尿嘧啶耐药[11]; 通过调节CXC趋化因子/NF-κB通路逆转直肠癌奥沙利铂耐药[12]; 调节上皮-间质转化(epithelial- mesenchymal transition, EMT)逆转结肠癌伊立替康耐药[13]; 抑制NF-κB通路下调Lin28逆转人肝癌细胞紫杉醇耐药[14]。亦有文献[15]证实, 姜黄素通过下调人急性粒细胞白血病细胞耐药基因MDR1、LRP、ABCG2/BCRP、P-gp及MRP-1的表达逆转肿瘤多药耐药。然而姜黄素可否逆转胃癌细胞赫赛汀耐药, 尚未见文献报道。
肿瘤获得性耐药是一个及其复杂的过程, 需要启动一系列生物学事件, 包括信号通路的活化和生存信号的转变, 以及某些调控基因和(或)蛋白的异常表达。前期研究表明, mTOR、MAPK/ERK、Wnt/ β-catenin、NF-κB、IL-2等多条信号通路在NCI N87/R细胞中呈现异常变化(P < 0.001), 且已证实mTOR、MAPK/ERK和Wnt/β-catenin信号激活与赫赛汀耐药有关[16-18]。虽然NF-κB信号在赫赛汀耐药细胞中异常改变, 但这种变化是否对其耐药具有贡献, 尚不明确。本实验以前期研究为基础, 以胃癌赫赛汀敏感细胞NCI N87和耐药细胞NCI N87/R为对象, 探究NF-κB通路改变与其耐药的关系, 在此基础上初步阐释姜黄素逆转耐药的效果及可能机制。
材料与方法细胞株及细胞培养 NCI N87和NCI N87/R细胞由军事医学科学院第四研究室施明研究员惠赠。NCI N87/R细胞的耐药属性在前期研究中已证实[16-18]。NCI N87和NCI N87/R细胞培养于含10%胎牛血清的DMEM培养液中, 于37 ℃、5% CO2的孵箱中培养, 根据细胞生长状态换液、清洗和传代。为了保持NCI N87/R细胞的耐药属性, 其培养液中需加入终质量浓度为40 μg·mL-1赫赛汀。
药品及主要试剂 赫赛汀(罗氏制药公司); 胰酶、胎牛血清(Gibco公司); DMEM培养基(BioInd公司); 牛血清白蛋白、双抗、caspase-3、8、9试剂盒(编号分别为C1115、C1151和C1157)、RIPA裂解液(P0013B) (碧云天生物技术公司); CCK-8试剂盒(同仁化学研究所); EVP4593 (MedChemExpress公司, HY-13812)。姜黄素(国家药品标准物质, LD- 1109680, 使用前用DMSO配成母液, -20 ℃保存)。所用抗体: IκBα (sc-203)、NF-κBp65 (sc-109)、NF-κB (sc-109)、Bax (sc-4239)、Alexa Fluor® 488二抗(sc-3895) (Santa Cruz公司); HER-2 (Abcam公司, 16901); caspase-3 (9662)、Bcl-2 (2872)、β-actin (12620) (Cell Signaling公司); HRP标记二抗(中杉金桥生物技术有限公司, ZB-2301, ZB-7074)。Bradford蛋白定量试剂盒及高灵敏化学发光检测试剂(天根生物科技有限公司)。DMSO (Sigma公司, D2650), Annexin V-FITC/PI细胞凋亡试剂盒(上海前尘生物科技有限公司, 40302ES60)。
主要仪器 超净工作台、细胞培养箱、超低温离心机、酶标仪(Thermo公司); 荧光倒置显微镜(Leica公司, DMi8);倒置显微镜(Olympus公司); 垂直电泳仪(Bio-Rad); 制冰机(雪花)、优普超纯水制造系统。
CCK-8检测细胞活力 取对数期生长的NCI N87和NCI N87/R细胞, 吹打制备单细胞悬液, 按照5×103个细胞/孔接种于96孔培养板中。培养过夜, 每孔加入新鲜完全培养液100 μL。实验设空白组、对照组(DMSO)、赫赛汀组、姜黄素组、赫赛汀+姜黄素组, 每组设定3个复孔。细胞培养72 h后弃去培养液, 每孔加入10% CCK-8的无血清培养液100 μL, 避光孵育3 h, 酶标仪检测450 nm吸光度值(A), 计算细胞活力。细胞活力(%) = (A药物组-A空白组)/(A对照组-A空白组)×100%。
Western blot检测相关蛋白的表达 待细胞融合度达80%时, 收割细胞, 细胞沉淀用PBS洗涤2次, 加入4倍体积细胞沉淀的RIPA裂解液和1%蛋白酶抑制剂, 振荡混匀, 冰上裂解5 min, 12 000 ×g离心15 min (4 ℃), 取上清, Bradford法测蛋白浓度。取等量蛋白(20~30 μg), 每个样品加入上样缓冲液10 μL, 95 ℃煮5 min, 上样, 聚丙烯酰胺凝胶电泳, 湿法转膜, 5%脱脂牛奶室温封闭1 h, 加入相应抗体(IκBα、NF-κBp65、NF-κB、HER-2、caspase-3、Bax、Bcl-2、β-actin, 按照商家推荐倍数稀释), 4 ℃孵育过夜, TBS-T漂洗5次, 每次5 min, 加入相应二抗(稀释倍数1：3 000~1：5 000), 室温孵育0.5 h, TBS-T漂洗5次, 每次5 min, 加入化学发光检测试剂, 暗室曝光, 冲洗胶片, 扫描图像, Image J进行灰度值分析。
免疫荧光染色 单细胞悬液分别种植于12孔板中, 含细胞数为1×104个/孔。待细胞融合至30%~40%时, PBS浸洗细胞3次, 每次3 min, 10%甲醛固定细胞20 min, PBS浸洗3次, 每次3 min, 0.5% Triton X-100透化20 min, PBS清洗3次, 每次3 min。用无菌棉球吸干PBS, 加入5% BSA, 室温封闭1 h, 加入抗体NF-κBp65 (稀释倍数1：100), 4 ℃孵育过夜, PBS-T浸洗细胞3次, 每次3 min, 加入Alexa Fluor® 488二抗(稀释倍数1：500), 37 ℃避光孵育1 h, PBS-T漂洗细胞3次, 每次3 min, 加入DAPI (1 μg·mL-1), 避光孵育2 min, PBS-T清洗4次, 每次3 min, 加入PBS, 荧光显微镜观察图像并拍照。
平板集落形成实验 对数期生长的NCI N87和NCI N87/R细胞分别接种于6孔板中, 按实验方法分为对照组和药物组(赫赛汀组、姜黄素组、赫赛汀+姜黄素组), 用不同浓度药物分别处理细胞48 h后, 终止培养。重悬细胞后计数, 取对照组和药物处理组细胞, 按照5×103个/孔接种于12孔板中, 每组设定3个重复, 加入新鲜完全培养液, 培养细胞14天。胰酶消化, 终止培养, 弃去上清, PBS清洗细胞2次。10%甲醛常温固定20 min, 结晶紫染色10 min, PBS漂洗染液, 自然风干, 倒置显微镜拍照并计数分析。
细胞凋亡检测 取对数期生长的NCI N87和NCI N87/R细胞, 分别接种于96孔板中, 每孔含细胞数约为5×103个, 细胞培养24 h。按上述方法分组, 每组设定3个复孔, 加入相应药物(对照组加入DMSO), 继续培养24 h, 收集细胞, PBS清洗2次, 重悬制成单细胞悬液, 加入50 mg·L-1 Annexin V-FITC和PI试剂各5 μL, 常规培养1 h, 流式细胞术检测每组中细胞凋亡。
Caspase相关酶活性检测 按照上述方法分组, 每组设定3个复孔。依据试剂盒使用说明检测caspase-3、8和9活性, 酶标仪检测每孔405 nm处的吸光度值, 计算酶活性变化。
统计学方法 数据分析采用SPSS21.0软件进行分析, 数据用mean ± SEM表示, 多组均数比较采用单因素方差分析, 组间两两比较用LSD法, 以P < 0.05为差异有统计学意义, P < 0.01为差异有显著统计学意义, P < 0.001为差异极具显著统计学意义。
结果 1 NCI N87/R细胞NF-κB信号通路呈激活状态为了进一步证实NCI N87细胞赫赛汀耐药与NF- κB通路激活有关, 采用Western blot检测了NF-κB通路标志性蛋白IκBα及核转录因子NF-κBp65在细胞质和细胞核中的表达。结果显示, IκBα在NCI N87/R细胞质下调(图 1A), NF-κBp65在核内上调(图 1B), 胞浆中NF-κBp65的表达差异无统计学意义(图 1C)。免疫荧光实验表明, 敏感细胞NF-κBp65偶联的绿色荧光弥散分布在胞浆, 而耐药细胞中荧光向核内集聚(图 1D), 提示耐药细胞NF-κBp65发生了核易位。进一步采用NF-κB通路特异性抑制剂EVP4593共培养敏感和耐药细胞各72 h, 发现EVP4593能够剂量依赖性抑制细胞增殖, 且对耐药细胞表现为偏好性抑制作用(图 1E), 表明抑制NF-κB通路能够降低NCI N87/R细胞活力, 提示NF-κB通路激活与赫赛汀耐药有关。
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Figure 1 NF-κB signaling pathway was activated in NCI N87/R cells. A-C: The expression of IκBα and NF-κBp65 were detected in the cytoplasm and nucleus of NCI N87 and NCI N87/R cells, and β-actin was used as a loading control; D: The localization of NF-κBp65 was analyzed in NCI N87 and NCI N87/R cells by immunofluorescence assay; E: Cell viability was detected by CCK-8 in NCI N87 and NCI N87/R cells after treatment with different concentrations of EVP4593 (0, 10, 30, 90 nmol·L-1). n = 3, mean ± SEM. **P < 0.01 |
采用CCK-8检测了不同浓度的姜黄素(0、10、20、40、60和80 μmol·L-1)和赫赛汀(0、2.5、5、10、20和40 μg·mL-1)单独或联合使用对细胞增殖的影响。结果显示, 赫赛汀、姜黄素单独或联合处理细胞72 h后, 细胞活力呈现不同程度降低, 且具有剂量依赖性(耐药细胞赫赛汀组除外)。当姜黄素浓度达80 μmol·L-1时, NCI N87细胞活力为63.64%, 与高剂量赫赛汀组(40 μg·mL-1)相比差异无统计学意义(P = 0.13), 与姜黄素联合赫赛汀组相比, 差异具有统计学意义(P = 0.01) (图 2A); 对于NCI N87/R细胞, 姜黄素浓度达80 μmol·L-1时, 细胞活力为48.86%, 与高剂量赫赛汀组(40 μg·mL-1)相比, 差异极具统计学意义(P = 0.003), 与姜黄素联合赫赛汀组相比, 差异具有统计学意义(P = 0.02) (图 2B)。表明姜黄素对NCI N87/R细胞的增殖具有偏好性抑制作用, 联合使用姜黄素能够提高NCI N87/R细胞对赫赛汀的敏感性。
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Figure 2 Inhibition of curcumin (Cur), trastuzumab (Tra), curcumin in combination with trastuzumab (Cur+Tra) on the proliferation of NCI N87 and NCI N87/R cells. n = 3, mean ± SEM. *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001 |
细胞集落形成实验直观反映细胞群体依赖性和增殖潜能, 肿瘤细胞的集落形成直接反映了其增殖能力和恶性程度。结果显示, 实验剂量下, 姜黄素单独使用对NCI N87和NCI N87/R细胞的集落形成具有抑制作用, 且呈剂量依赖性, 但对耐药细胞的抑制效果更加显著(P < 0.01, P < 0.001), 姜黄素联合赫赛汀进一步增强其抑制效果, 提示姜黄素能够偏好性抑制NCI N87/R细胞的增殖(图 3)。
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Figure 3 Effect of Cur, Tra, Cur+Tra on the colony formation of NCI N87 and NCI N87/R cells. n = 3, mean ± SEM. *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001 vs control |
采用不同浓度的姜黄素(0、20、40、80 μmol·L-1)处理NCI N87/R细胞24 h, 分别提取胞浆及核蛋白, 利用Western blot检测姜黄素处理后IκBα、NF-κB和NF-κBp65表达的变化。结果表明, 随姜黄素浓度增加, 胞浆中IκBα的表达呈现浓度依赖性上调, 当姜黄素达40 μmol·L-1时, 与对照组相比差异具有统计学意义(P < 0.05), 达80 μmol·L-1时, 差异具有显著统计学意义(P < 0.01) (图 4A)。核内NF-κB和NF-κBp65表达随姜黄素浓度增加呈剂量依耐性下调, 与对照组相比, 差异具有统计学或显著统计学意义(P < 0.05, P < 0.01) (图 4B)。表明姜黄素能够剂量依耐性抑制NCI N87/R细胞活化的NF-κB信号通路。
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Figure 4 Inhibitory effect of Cur on NF-κB signaling pathway in NCI N87/R cells. A, B: The expression of IκBα, NF-κB and NF-κBp65 in the cytoplasm and nucleus were detected in NCI N87/R cells after treatment with different concentrations of curcumin (0, 20, 40, 80 μmol·mL-1). β-Actin was used as a loading control. n = 3, mean ± SEM. *P < 0.05, **P < 0.01 vs control |
为了进一步明确姜黄素是否抑制HER-2的表达, 基于Western blot检测了不同浓度的姜黄素(0、40、80 μmol·L-1)分别作用于NCI N87和NCI N87/R细胞24 h后HER-2的表达。结果表明, 不论NCI N87还是NCI N87/R细胞, 姜黄素均能够下调HER-2的表达, 然而在实验条件下, HER-2的变化与姜黄素浓度并没有明显的剂量依赖关系(图 5)。
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Figure 5 Cur inhibited HER-2 expression in both NCI N87 and NCI N87/R cells |
采用流式细胞术检测了姜黄素、姜黄素联合EVP4593、赫赛汀、姜黄素联合赫赛汀作用细胞24 h后其凋亡率的变化。结果显示, 与对照组相比, 40 μmol·L-1姜黄素使NCI N87/R的凋亡率增加了3.6倍(P < 0.01), 而姜黄素联合EVP4593 (90 nmol·L-1)较姜黄素组降低了47.7% (P < 0.05), 姜黄素联合赫赛汀较姜黄素组增加了60% (P < 0.05), 较赫赛汀组增加了2.8倍(P < 0.01) (图 6A)。对于NCI N87细胞, 与对照组相比, 40 μmol·L-1姜黄素使其凋亡率增加了40% (P = 0.1, 图 6B)。进一步采用Western blot检测了药物作用NCI N87/R细胞24 h后凋亡相关蛋白caspase-3、Bax及Bcl-2的表达变化, 与对照组相比, cleaved caspase-3 (p17亚基)及Bax在姜黄素组、姜黄素+赫赛汀组上调, 而Bcl-2下调(图 6C、D)。与姜黄素组相比, EVP4593联合姜黄素组中cleaved caspase-3 (p17亚基)、Bax和Bcl-2的表达发生不同程度转归(图 6C、E), 提示姜黄素诱导NCI N87/R细胞凋亡与抑制NF-κB通路、激活caspase-3、上调Bax和下调Bcl-2有关。
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Figure 6 Cur induced apoptosis of NCI N87/R cells via upregulation of caspase-3, Bax and downregulation of Bcl-2. A: The apoptosis rate of NCI N87/R cells after 24 h' treatment with Cur, Tra, Cur+EVP4593 or Cur+Tra, respectively; B: The apoptosis rate of NCI N87 cells after 24 h' treatment with Cur; C: The expression of caspase-3 and cleaved caspase-3 in NCI N87/R cells after treatment with Cur, Cur+EVP4593, Tra or Cur+Tra, respectively; D: The expression of Bax and Bcl-2 in NCI N87/R cells after treatment with Cur, Tra, or Cur+Tra, respectively; E: The expression of Bax and Bcl-2 in NCI N87/R cells after treatment with Cur or Cur+EVP4593. *P < 0.05, **P < 0.01 |
为了明确姜黄素对NCI N87/R细胞caspase凋亡相关酶活性的影响, 采用凋亡试剂盒检测了药物单独或联合作用细胞24 h后caspase-3、8和9活性的改变。结果表明, 与对照组相比, 40 μmol·L-1姜黄素使NCI N87/R细胞caspase-3、8和9的酶活性分别增加了2.71、1.19和0.95倍。与姜黄素组相比, 姜黄素联合EVP4593 (90 nmol·L-1)使酶活性分别降低了54.6% (caspase-3)、44.1% (caspase-8)和40.2% (caspase-9);姜黄素联合赫赛汀组较姜黄素组分别增加了3.10 (caspase-3)、1.42 (caspase-8)和0.87倍(caspase-9) (图 7)。表明姜黄素诱导NCI N87/R细胞凋亡与抑制NF-κB通路和激活caspase途径有关。
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Figure 7 Effect of Cur, Tra, Cur+EVP4594, Cur+Tra on the enzymatic activity of caspase-3, 8, 9 in NCI N87/R cells. *P < 0.05, **P < 0.01 |
姜黄素可通过多种途径抑制肿瘤细胞增殖、促进肿瘤细胞凋亡、逆转肿瘤耐药[11-14]。然而, 姜黄素可否逆转胃癌NCI N87细胞赫赛汀耐药, 尚不明确。本实验证实, NF-κB通路激活是胃癌NCI N87细胞赫赛汀获得性耐药的重要机制, 姜黄素能够抑制NCI N87/R细胞的增殖, 并诱导其凋亡, 其机制可能与抑制NF-κB通路、激活caspase途径、上调Bax、下调Bcl-2、增加Bax/Bcl-2比例, 进而诱导细胞凋亡有关, 提示抑制NF-κB通路, 激活caspase途径, 诱导细胞凋亡可能是姜黄素逆转NCI N87/R细胞赫赛汀耐药的重要机制。
NF-κB通路在维持肿瘤细胞增殖、分化及凋亡中发挥重要调节作用[19]。通常情况下, NF-κB (p50/p65)与抑制性蛋白IκB结合成三聚体, 以“静息状态”存在于胞浆, 当细胞受到某种刺激后(如IL-1、TNF-α、药物等), 受体迅速寡聚化, 招募形成蛋白复合体I, 从而激活IκB激酶(IKK)复合物, 导致IκBα磷酸化, 经泛素化在26S蛋白水解酶作用下降解, 使游离的NF-κB (p50/p65)释放入核, 与基因组κB位点特异性结合, 参与细胞功能调节(图 8)。作为炎症反应的关键信号因子, NF-κB通路在肿瘤炎症发展阶段发挥了重要作用, 既可通过诱导炎性因子(TNF-α、IL-1、IL-6)、趋化因子、黏附分子(ICAM-1、VCAM-1)的表达放大炎性反应, 又可以促进肿瘤增殖、抑制肿瘤凋亡、增强肿瘤转移及诱导肿瘤耐药[20-23]。NF-κB信号异常活化可诱导抗凋亡基因的表达, 导致肿瘤细胞抗凋亡能力增强。因此, 抑制其信号能够启动肿瘤细胞的凋亡机制[24]。
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Figure 8 Potential mechanisms of Cur on sensitivity enhancement of NCI N87/R cells to Tra |
在乳腺癌研究中发现, 姜黄素通过抑制HER-2的磷酸化, 导致HER-2与其分子伴侣GRP94解离, 导致HER-2消耗增加, 引起下游AKT去磷酸化, 造成MAPK/AKT及PI3K/AKT通路被抑制。AKT去磷酸化还可以抑制IKK激酶的活性, 从而间接降低NF-κB活性, 促使细胞凋亡[25, 26]。本研究结果显示, 姜黄素对敏感和耐药细胞HER-2的表达都能够降低, 但没有明显的剂量依赖关系, 这种作用是否与抑制NF-κB通路有关, 尚需进一步证实。
众所周知, caspase家族成员在细胞凋亡过程中发挥了重要调控作用, 是细胞凋亡的直接参与者和执行者。caspase-3作为caspase级联反应下游的主要效应分子, 其激活对诱导细胞凋亡起关键作用。经典的细胞凋亡包括胞外途径和线粒体途径。在胞外途径, 死亡配体和相应的受体结合形成死亡信号, 继而与caspase-8结合, 形成死亡诱导复合物, 激活caspase-8, 引起caspase-8和caspase-3直接作用, 诱导细胞凋亡。在线粒体途径, 凋亡刺激因子与凋亡蛋白酶激活因子结合形成复合物, 然后在胞浆与caspase-9前体结合, 促使caspase-9活化, 激活caspase-3, 引起下游级联反应, 诱导细胞凋亡[27]。Western blot及酶活性检测表明, 姜黄素既可以激活caspase-3, 导致cleaved caspase 3表达上调, 又可以增加caspase-3、8和9的活性, 提示姜黄素逆转赫赛汀耐药可能与caspase参与调控的胞外途径和线粒体途径有关, 进而诱导耐药细胞凋亡(图 8)。
作为Bcl-2家族重要成员, 抗凋亡基因Bcl-2与促凋亡基因Bax在维持细胞生存、调控细胞凋亡中发挥关键性作用。因此, 抑制Bcl-2和促进Bax表达成为诱导肿瘤细胞凋亡的有效途径[28, 29]。在细胞凋亡阶段, Bax被激活移位至线粒体膜, 形成多聚体从而影响线粒体膜的完整性, 使线粒体通道开放, caspase活化因子释放增多, 启动线粒体依赖的凋亡信号, 增强caspase家族凋亡蛋白表达, 加速细胞凋亡进程[30]。Bcl-2作为抗凋亡蛋白, 其表达下调能够诱导肿瘤细胞凋亡, 发挥协同促凋亡作用。结果表明, 姜黄素能够上调Bax、下调Bcl-2, 导致Bax/Bcl-2比率增加, 这可能是姜黄素诱导NCI N87/R细胞凋亡的另一个重要机制(图 8)。
综上所述, NF-κB通路激活是胃癌赫赛汀耐药的重要机制。姜黄素逆转NCI N87/R细胞赫赛汀耐药可能与抑制NF-κB信号、激活caspase途径、上调Bax和下调Bcl-2表达、诱导细胞凋亡有关。
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