小檗碱(Berberine,BBR)是从黄连、黄柏等植物中提取分离得到的一种生物碱,在治疗糖尿病、心血管疾病、肿瘤、炎症、细菌和病毒感染等多方面具有药理作用[1],近年来研究表明,小檗碱对化学性肝损伤、脂多糖性肝损伤及梗阻性黄疸肝损伤有保护作用[2-4]。但小檗碱对梗阻性黄疸肝细胞能量代谢保护作用的报道较少。我们通过小檗碱干预梗阻性黄疸大鼠,检测肝组织腺苷酸活化蛋白激酶(AMP-activated protein kinase, AMPK)、过氧化物酶体增殖激活受体γ辅激活因子1α(peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator-1 alpha, PGC-1α)表达变化,探讨BBR对梗阻性黄疸大鼠肝细胞线粒体内能量代谢的保护作用及其机制。
1 材料与方法 1.1 材料BBR购自阿拉丁公司,纯度≥99%,用二甲基亚砜(DMSO)溶解后,用生理盐水配制成适宜浓度; 山羊抗大鼠AMPK抗体、兔抗大鼠p-AMPK抗体购于Santa Cruz公司,兔抗大鼠PGC-1α抗体购于Thermo公司,小鼠抗大鼠β-actin抗体购于武汉博士德生物工程有限公司,辣根过氧化物酶(HRP)标记兔抗羊二抗、羊抗兔二抗及羊抗小鼠二抗均购于武汉博士德生物工程有限公司; 丙二醛(MDA)、超氧化物歧化酶(SOD)检测试剂盒及牛血清白蛋白购于南京建成生物工程研究所。冷冻离心机(国产D4-2A型)、高压液相色谱仪(Waters,美国)。
1.2 动物分组及模型的建立、标本取材健康雄性Wistar大鼠45只,体质量220-250 g,由湖北省疾控中心提供,随机分为3组,每组15只:A组(假手术组、Sham组)、B组(梗阻性黄疸组、BDL组)、C组(梗阻性黄疸+小檗碱干预组、BDL+BBR组); 模型建立:大鼠麻醉后,取上腹部正中切口,A组:暴露胆总管但不结扎不横断,关腹,B、C组:暴露胆总管,以4-0号丝线双重结扎,于两结扎线间离断,确定无胆漏后关腹; 其中C组大鼠于术后12 h开始予以18 mg/(kg·d) BBR腹腔注射,A、B组大鼠于术后12 h开始予以等量生理盐水腹腔注射; 建模后第7天取血后处死,取一部分肝组织分离提取线粒体,供能量物质检测,另取一部分用4%多聚甲醛固定,进行后续检测。
1.3 肝功能检测及病理学观察各组大鼠血液标本静置、离心后收集血清,采用全自动生化分析仪检测总胆红素(TBIL)、直接胆红素(DBIL)、丙氨酸氨基转移酶(ALT)、天门冬氨酸氨基转移酶(AST),肝组织石蜡切片苏木素-伊红(HE)染色,光镜下观察肝脏形态学变化。
1.4 肝细胞线粒体内三磷酸腺苷(ATP)、二磷酸腺苷(ADP)、一磷酸腺苷(AMP)、能荷(EC)测定:高效液相色谱法测定。 1.4.1 大鼠肝线粒体的分离提取大鼠处死后,快速取肝组织0.5 g置于冷(4 ℃)生理盐水中漂洗,移入预冷的分离介质,手工组织匀浆,以4.5 ml分离介质悬浮,差速离心法分离线粒体,将线粒体沉淀用分离介质洗2次,按10 mg/ml悬浮于分离介质中制成线粒体悬液。以上操作均在0-4 ℃中完成。按Lowry法测定线粒体蛋白浓度,以牛血清白蛋白为标准。
1.4.2 线粒体内腺苷酸含量测定取0.1 ml线粒体悬液加入冰冷的1.6 mol/L的HClO4 0.2 ml,0 ℃静置5 min后于12 000 r/min、4 ℃离心15 min,取上清液用2.5 mol/L的K2CO3中和(调pH至6.5-7.0),充分混合,于0 ℃静置10 min后再次于12 000 r/min、4 ℃离心15 min,取上清液20 μl行高压液相色谱分离并测定ATP、ADP、AMP含量。结果以nmol/mg线粒体蛋白表示,并计算能荷[EC=(ATP+0.5ADP)/(ATP+ADP+AMP)]。
1.5 线粒体内SOD、MDA水平测定取线粒体悬液,参照试剂盒说明,用硫代巴比妥酸(TBA)法测定线粒体内MDA含量,用黄嘌呤氧化酶法测定线粒体内SOD活性。
1.6 Western blot检测肝组织AMPK、PGC-1α表达肝组织经BCA法测定蛋白含量,行10%的聚丙烯酰胺凝胶电泳(PAGE),转至聚偏氟乙烯(PVDF)膜,用封闭液稀释相应的一抗,使PVDF膜浸泡于一抗孵育液中,4 ℃孵育过夜。TBST充分洗涤PVDF膜。用封闭液稀释相应的HRP标记二抗,使PVDF膜浸泡于二抗孵育液中,室温摇床孵育2 h。TBST充分洗涤PVDF膜后,行ECL发光、显影、定影处理,图像分析蛋白条带。
1.7 统计学方法采用SPSS 19.0软件分析,所得数据用均数±标准差(x±s)表示,各组间数据比较采用单因素方差分析,P<0.05为差异有统计学意义。
2 结果 2.1 光镜结果造模后7 d,肝细胞出现肿胀、变性、点状坏死,肝小叶周围可见炎性细胞浸润,少量纤维组织及小胆管增生,C组肝组织病理改变较B组轻。
2.2 大鼠血清TBIL、DBIL、ALT、AST检测结果B、C组的TBIL、DBIL、ALT、AST水平均高于A组(P<0.05),B、C组的TBIL、DBIL水平差异无明显统计学意义(P>0.05),而C组的ALT、AST水平明显低于B组(P<0.05),见表 1。
| 表 1 实验大鼠血清TBIL、DBIL及ALT、AST检测结果 |
B组SOD水平低于A组,而MDA高于A组,差异有统计学意义(P<0.05); C组SOD高于B组,MDA水平低于B组(P<0.05),见表 2。
| 表 2 实验大鼠肝线粒体SOD、MDA检测结果 |
B组ATP、ADP、EC含量低于A组,AMP含量高于A组,差异有统计学意义(P<0.05); C组ATP、ADP、EC含量高于B组,AMP含量低于B组(P<0.05),见表 3。
| 表 3 实验大鼠肝细胞线粒体ATP、ADP、AMP、EC检测结果 |
B组p-AMPK、PGC-1α蛋白含量低于A组,差异有统计学意义(P<0.05); C组p-AMPK、PGC-1α蛋白含量高于B组(P<0.05),见图 1。
|
图 1 各组肝脏AMPK、PGC-1α蛋白Western blot结果 B组与A组比较,*P<0.05;C组与B组比较,#P<0.05 |
B组中PGC-1α蛋白表达下降,SOD活性下降,MDA含量升高,而C组中PGC-1α蛋白表达增加,SOD活性增加,MDA含量降低,分析表明肝细胞内PGC-1α蛋白的表达水平与肝细胞线粒体内MDA的水平呈负相关(r=-0.716、P<0.01),而与肝细胞线粒体内SOD的水平呈正相关(r=0.762、P<0.01)。
3 讨论梗阻性黄疸是比较常见的肝胆外科疾病,可以通过多种方式引起肝细胞损伤,其主要环节为能量代谢障碍、脂质过氧化损伤。线粒体是细胞能量代谢的中心场所,由线粒体损伤所致的肝细胞能量代谢障碍是肝功能损害的重要原因[5]。有研究证实,胆盐和胆汁酸可通过细胞毒作用直接损伤线粒体[6],使肝细胞线粒体的氧化磷酸化活性降低,导致产能障碍。梗阻性黄疸时,血浆内毒素使肝细胞Na+-K+-ATP酶活性降低,直接干扰肝细胞能量代谢,并且内毒素持续刺激库普弗细胞,使其过度活化,分泌大量细胞因子和炎性介质,促进氧自由基生成,抑制线粒体呼吸功能。
MDA是脂质过氧化物的最终代谢产物,是反映脂质过氧化损伤的可靠指标。SOD是生物体内的一种天然抗氧化剂,可清除超氧阴离子自由基,降低MDA的产生,保护细胞免受氧化损害。线粒体是体内调节氧化和抗过氧化应激平衡的重要细胞器,也是SOD的主要生成场所。本研究表明,胆道梗阻后肝细胞线粒体内MDA明显升高,SOD含量明显减少(P<0.05),肝细胞线粒体ATP、EC含量降低(P<0.05),EC是反映肝细胞能量代谢储备功能的重要指标,而小檗碱组较梗阻性黄疸组MDA含量明显降低,SOD含量明显升高(P<0.05),ATP、EC含量升高(P<0.05),说明小檗碱可以通过降低肝细胞线粒体内MDA含量和增加SOD含量,减轻梗阻性黄疸时氧自由基对肝细胞的损害,保护肝细胞能量代谢。
AMPK是真核细胞生物中广泛存在的一种丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶,参与生物体内多种代谢过程,被称为“细胞能量调节器”,它是由催化亚基α和调节亚基β、γ组成的异源三聚体,其中α亚基172位点苏氨酸的磷酸化为AMPK激活所必需; 一旦172位点苏氨酸磷酸化,AMPK被激活为有活性的p-AMPK形式,就能调节下游蛋白激酶或调控各种基因表达,从而影响机体的能量代谢。PGC-1α是促进线粒体生物合成的主要调节因子,在能量合成和防止过氧化应激过程中发挥重要作用[7]。研究显示BBR是强有力的AMPK激动剂[8],AMPK被磷酸化激活后,能诱导PGC-1α表达增加,引起线粒体氧化磷酸化能力增强,打开ATP产能的生成途径[9]。本研究发现,BDL组AMPK活性降低,PGC-1α表达减少(P<0.05),肝脏能量代谢明显异常,肝细胞线粒体ATP含量降低,BDL+BBR组AMPK活性升高,PGC-1α表达增加(P<0.05),ATP含量升高,表明BBR通过激活AMPK,增加PGC-1α表达,保护肝细胞能量代谢。
对肝细胞内PGC-1α蛋白的表达水平与肝细胞线粒体内MDA、SOD水平的相关性分析发现,肝细胞内PGC-1α蛋白的表达水平与肝细胞线粒体内MDA的水平呈负相关,而与肝细胞线粒体内SOD的水平呈正相关。由此我们可以认为,在梗阻性黄疸中BBR可能通过激活AMPK,增加PGC-1α表达,一方面直接促进线粒体生物合成,增强线粒体氧化磷酸化能力,增加ATP生成,另一方面通过降低肝细胞线粒体内MDA含量和增加SOD含量,减轻梗阻性黄疸时的脂质过氧化损伤,保护肝细胞能量代谢。
| [1] | 李波, 朱维良, 陈凯先. 小檗碱及其衍生物的研究进展[J]. 药学学报, 2008, 43(8): 773-787. |
| [2] | Janbaz KH, Gilani AH. Studies on preventive and curative effects of berberine on chemical-induced hepatotoxicity in rodents[J]. Fitoterapia, 2000, 71(1): 25-33. DOI: 10.1016/S0367-326X(99)00098-2. |
| [3] | 李梅爱, 王华东, 陆大祥, 等. 小檗碱预防脂多糖性肝损伤的机制研究[J]. 中国病理生理杂志, 2006, 22(5): 987-991. |
| [4] | 曾志良, 许毓敏. 小檗碱对梗阻性黄疸大鼠肝细胞的影响[J]. 中国中医药信息杂志, 2013, 20(2): 48-49. |
| [5] | Rolo AP, Oliveira PJ, Seica R, et al. Disruption of mitochonchial calcium homeostasis after chronic alpha-naphthylisothiocyanate administration: Relevance for cholestasis[J]. J Invest Med, 2002, 50(3): 193-200. DOI: 10.2310/6650.2002.33433. |
| [6] | Rolo AP, Palmeira CM, Wallace KB. Mitochondrially mediated synergistic cell killing by bile acids[J]. Bba-Mol Basis Dis, 2003, 1637(1): 127-132. DOI: 10.1016/S0925-4439(02)00224-7. |
| [7] | Wilson L, Yang Q, Szustakowski JD, et al. Pyruvate induces mitochondrial biogenesis by a PGC-1 alpha-independent mechanism[J]. Am J Physiol-Cell Ph, 2007, 292(5): C1 599-C1 605. |
| [8] | 王会玲, 李燕, 胡伟锋, 等. 小檗碱影响AMPK/PGC-1信号途径改善糖尿病胰岛素抵抗和线粒体功能的研究[J]. 中华临床医师杂志:电子版, 2014(5): 896-901. |
| [9] | Hardie DG. Sensing of energy and nutrients by AMP-activated protein kinase[J]. Am J Clin Nutr, 2011, 93(4): 891S-896S. DOI: 10.3945/ajcn.110.001925. |
2016, Vol. 37

,