2016, Vol. 37
2. 中南大学湘雅三医院/卫生部移植医学工程技术研究中心湖南 长沙 410013;
3. 武汉大学中南医院泌尿外科 湖北 武汉 430071
2. The 3rd Xiangya Hospital of Central South University & Research Center of National Health Ministry on Transplantation Medicine Engineering and Technology, Changsha 410013, China;
3. Dept. of Urology, Zhongnan Hospital of Wuhan University, Wuhan 430071, China
器官移植已成为治疗各种终末期疾病的有效治疗手段。然而, 随着等待肝移植患者数量的逐步增加, 与之相应的供体数量却相对逐渐减少。为增加供体来源，2014年12月3日，中国人体器官捐献与移植委员会主任黄洁夫教授宣布：从2015年1月1日起，全面停止使用死囚器官作为移植供体来源，中国公民逝世后器官捐献(Chinese donation after citizen’s death, CDCD)将成为供体器官的主要来源。根据心、脑死亡国际标准并结合中国国情，CDCD分为三种类型[1]：C-Ⅰ类，国际标准化脑死亡器官捐献(donation after brain death, DBD)；C-Ⅱ类，国际标准化心脏死亡器官捐献(donation after cardiac death, DCD)；C-Ⅲ类，脑-心双死亡器官捐献(donation after brain death plus cardiac death, DBCD)。C-Ⅰ类DBD供体热缺血时间相对较短，受体术后并发症发生率较低及1、3年生存率较高，但由于目前我国脑死亡(brain death, BD)立法缺乏，大多数捐献仍需等待撤除对供者的呼吸和循环支持，供者呼吸循环完全停止后达到心脏死亡(cardiac death, CD)状态，才能进行器官获取，因而必须遵循C-Ⅲ类脑-心双死亡(DBCD)标准执行。因此，尽管有呼吸循环支持，但在确定脑死亡至器官获取的时间段内依然存在机体内环境、血流动力学不稳定及器官灌注不足的威胁。以供肝为例，BD后的肝灌注损伤(liver perfusion injury, LPI)直接影响肝移植疗效。LPI贯穿于外伤后低血压、外伤后抢救期、肝获取时热缺血、冷保存、植肝时的热缺血、再灌注。而用于肝脏获取的灌注和保存技术又分为低温、亚低温、常温不同技术方法。上述物理因素所导致不同的损伤，称其为物理性肝损伤(physical liver injury, PLI)。PLI是指继发于物理性肝损伤后的连锁反应，也涉足于非炎性、炎性、化学性系列损伤。PLI应用蛋白质组学的研究逐步成为焦点，为深化供肝质量提供可行性，并从分子水平直观地反馈出肝损伤的演变，对肝损伤程度的评估和供肝的取舍占有重要的作用。传统的急性、亚急性及慢性脑损伤、脑死亡模型是以生化指标为基础，缺乏高度的灵敏性和特异性。蛋白质组学技术可对特定细胞、组织、器官进行蛋白质谱鉴定，在较短时间窗筛查出特征性表达蛋白，从而定位PLI的特定分子，并通过抗体分析技术快速侦寻PLI蛋白标志物，并对其损伤机制进行研究。通过对PLI (热缺血、冷灌注、冷保存)的研究，可发现各时限点差异蛋白表达存在差异，这些差异蛋白比传统的生化指标、组织及细胞病理学出现得要早，因此，这些差异蛋白的差异表达为PLI各阶段肝病理性改变提供评价可能。
尽管CDCD增加了供体器官来源，为中国器官移植事业的发展创造了机遇，但是供体器官灌注损伤却给供体器官的使用提出了挑战。CDCD供体器官发生了怎样的病理生理变化、什么样的CDCD器官可以用、如何维护CDCD供体器官的质量、受损的CDCD器官是否能够修复分别从器官损伤、器官评价、器官维护、器官修复等方面为中国器官移植临床医生、基础工作者提出了新思考。
1 CDCD器官损伤机制从CDCD器官损伤过程来看，缺血再灌注损伤(Ischemia reperfusion injury, IRI)贯穿于组织损伤的整个过程。无论是DBD、DCD还是DBCD供体器官，在器官移植过程中均存在热缺血、冷缺血、再灌注过程，这些过程即形成缺血再灌注损伤，导致器官损伤。以CDCD供肝为例，IRI的作用机制主要包括以下几个方面：①CDCD供肝缺血缺氧导致肝细胞中ATP生成障碍，一方面使糖原消耗，酸性物质积累，溶酶体稳定性下降，另一方面使钠泵受到抑制，细胞内渗透压改变，细胞水肿，二者均导致细胞膜受损和线粒体功能障碍，引起细胞水肿和坏死[2-5]；②使活性氧(ROS)增加，如活性氧自由基、O2-、OH-、过氧化氢等，诱导组织损伤[5-8]；③在ROS增加的同时，并通过激活获得性免疫系统及补体系统，造成免疫级联反应，致肝实质细胞和非实质细胞凋亡或坏死[9-12]；④通过固有免疫应答，使肝脏发生移植肝炎性病变，产生内源性配体，引起无菌性免疫应答；⑤CDCD供肝实质细胞及非实质细胞在肝脏缺血再灌注损伤中，释放HMGB-1，激活模式识别受体TLR家族，经过MyD88依赖性途径产生TNF-α和白介素等炎症因子致肝脏损伤；同时，激活TLR4后，也可经非依赖(MyD88)及依赖性(TRIF)途径，激活淋巴细胞，诱发肝细胞损伤[13, 14]。总而言之，由于缺血缺氧，CDCD供肝组织能量的供应降低，产生大量的有毒有害物质，另外，IRI诱导细胞产生ROS，激活Kupffer细胞和CD4+T细胞等免疫细胞以及补体系统[15]，释放炎症因子，IRI进一步诱导免疫级联反应，致使CDCD供肝组织发生损伤。
2 CDCD器官质量的评估 2.1 功能形态学评价由于从发现潜在CDCD供体到器官获取的时限空间远长于器官移植手术的时间，且功能形态学评价较易实施，因此，对CDCD供肝的评价大多在术前完成。但是，由于CDCD供肝的特殊性，目前还没有一种精准的方法对CDCD供肝的功能进行详细评估及对术后移植肝功能进行预测，对CDCD供肝的肝功能只能通过不同方法进行综合评价。目前临床上主要通过以下几种方法进行评价：①临床检查：血常规、肝肾功能、电解质、血糖浓度、凝血功能、甲状腺功能等，肝炎A、B (表面抗原、核心抗体、表面抗体)、C型等血清学检查，胸片、腹部超声影像学检查，ECMO在体及离体灌注、Lifeport灌注评估等。并可以了解供体的一般情况，包括CDCD供体病史信息，获取检查结果，但是以上检查缺乏特异性；磁共振血管造影和胆管造影，在理论上虽然能反映CDCD供肝内在结构的情况，但由于CDCD供体病情特殊，以及检查费用相对较高，使得磁共振血管造影和胆管造影在评估CDCD供体器官方面有所限制，主要用于活体亲属间器官移植术前评估[16]；②供体器官外观判断：开腹暴露肝肾后，可以直接肉眼观察肝肾表面大体情况，并可直接触摸肝肾，该种方法可以发现供体肝肾明显的病变，如畸形、肿瘤、囊肿、脂肪变、纤维化等，但是该种方法带有明显的主观性，易受外科医生的经验影响，且无法对肝肾功能进行量化评估；③病理检查：术前冷冻病理切片检查是评估肝肾的有效手段，是最大限度利用肝肾的病理基础。快速冷冻病理切片克服了普通切片检查结果周期长的缺点，并能反映组织细胞水平的变化，但是供体肝肾获取前不易多点取材，不能排除弥漫性病变，反映的病变范围较局限[17]；另外，如果送检标本因接触纱布被风干、置于生理盐水中或者送检不及时，快速冷冻病理切片对肝脂肪变性程度的分级易出现误差[18]。
2.2 蛋白标志物评价Halldorson等[19]通过对2003-2011年间华盛顿大学89例DCD供肝移植受体术后的血清碱性磷酸酶(alkaline phosphatase, ALP)和胆红素浓度进行统计学分析，发现术后1个月、2个月时的ALP和胆红素浓度与肝移植术后缺血性胆管病(ischemic cholangiopathy, IC)及移植失败明显有相关性。术后2个月胆红素浓度大于2.5 mg/dl预测术后1年移植失败的敏感性和特异性分别为67%和100%。尽管这种方法不能在移植术前对肝脏功能进行评价，但是这些替代指标可以对移植肝脏的近期预后进行评估以及为预期移植失败的DCD肝移植受者再移植优先接受供肝提供依据。
Chung等[20]通过对263例活体供体肝移植(living donor liver transplantation, LDLT)受体的血清C反应蛋白(C-Reactive protein, CRP)水平进行统计学分析，发现移植后总预后(gross post-transplant outcomes, GPOs)阳性的病人在CRP水平上改变较小，相对GPO阴性的病人在有更高的CRP降低发生率(P＜0.05)。经过多元调整，统计分析显示术中CRP降低的病人术后GPO的发生率是术中CRP不降低病人的3.21倍(P=0.001)。尽管该项研究限于活体供肝移植，并且记录的CRP水平限于受体术前1 d、术中以及术后1 d，但是也能为CDCD供肝移植术中对供肝功能评价及预后评价提供借鉴意义。
Beckebaum等[21]对157例伴或者不伴丙型肝炎的肝移植病人进行前瞻性研究评估瞬时弹性成像技术(transient elastography, TE)、生化检测以及多项复杂评分在确定纤维化程度方面的有效性，研究表明TE和移植成纤维评分(fibro transplant score)用于评价移植病人晚期肝纤维化的可信度较高。Toniutto等[22]通过对102例肝移植患者的AST/ALT比值、年龄-血小板指数、AST-血小板比值指数(APRI)、Forns纤维化指数、Bonacini判别评分进行研究，表明APRI在判别有明显肝纤维化进展的肝移植方面有最高的诊断价值。Pissaia等[23]通过对50例肝移植患者的天冬氨酸氨基转移酶与血小板比值指数(aspartate aminotransferase to platelet ratio index, APRI)、FORNS (血小板、γ-谷氨酰氨基转移酶、病人年龄、胆固醇)、FIB-4(病人年龄、天冬氨酸氨基转移酶、丙氨酸氨基转移酶、血小板)进行评价，表明APRI和FIB-4可以准确预测原位肝移植后的显著肝纤维化。此外，还有使用非侵入方法对移植肾脏[24]、移植小肠[25]进行评价的相关报道。
2.3 蛋白质组学方面Danobeitia等[26]通过建立非人类灵长动物脑死亡模型来评估脑死亡早期肝脏中的炎症反应，与对照组相比，发现在脑死亡非人类灵长动物肝脏中与固有免疫反应、Toll样受体信号、应激通路以及凋亡/细胞死亡相关基因表达上调，与糖类、脂类、蛋白质代谢相关通路基因表达下调，细胞因子信号抑制因子-3(suppressor of cytokine signaling-3, SOCS3)、S100钙结合蛋白A8/A9(S100 calcium binding protein A8/A9)、细胞间黏附分子-1(intercellular cell adhesion molecule-1, ICAM-1)、氧化应激标志物等表达增加。
SOCS3蛋白是参与细胞因子信号负反馈的抑制因子，一般认为作用机制是通过抑制JAK/STAT (Janus kinase/信号传导及转录激活因子)通路[27]。JAK/STAT信号通路是细胞因子信号转导的重要途径，与炎症反应、氧化应激及细胞凋亡密切相关[28]。作为SOCS家族的主要成员之一，SOCS3参与JAK2/STAT3信号通路通路的负反馈调节。有研究表明SOCS3在抗肿瘤中有重要作用，并且能通过抑制STAT3磷酸化和下游因子促进细胞凋亡[29, 30]。恢复敲除SOCS3基因的细胞重表达SOCS3可以阻滞STAT3磷酸化，并且能抑制细胞的过度增殖[31]。过表达SOCS3可以明显降低p-JAK2和p-STAT3表达，干扰SOCS3可以明显增加p-JAK2和p-STAT3表达(P＜0.05)[32]。这些结果表明脑死亡模型中SOCS3通过JAK/STAT信号通路抑制细胞凋亡和炎症发生。这些差异蛋白的表达向临床转化需进一步验证。
本中心通过建立家兔脑死亡模型，将制备好的假手术组和脑死亡组家兔肝脏蛋白质样品进行双向凝胶电泳，对脑死亡供肝进行蛋白质组学评价，发现了假手术组和脑死亡组家兔肝脏中有10种差异蛋白[33, 34]，分别是：二氢嘧啶酶相关蛋白4 (dihydropyrimidinase related protein 4)、线粒体醛脱氢酶(aldehyde dehydrogenase, mitochondrial, ALDH2)、过氧化物酶6(peroxiredoxin-6, PRDX6)、3-磷酸肌醇依赖性蛋白激酶-1(3-phosphoinositide dependent protein kinase-1, isoform CRA_b)、Runt相关转录因子1(runt related transcription factor 1, isoform CRA_b，RUNX1)、3-巯基丙酮酸硫基转移酶(3-mercaptopyruvate sulfurtransferase)、无机焦磷酸酶(inorganic pyrophosphatase)、乙醇脱氢酶(alcohol dehydrogenase [NADP+])、谷氨酸-半胱氨酸连接酶的调节亚基(glutamate-cysteine ligase regulatory subunit)、微粒细胞色素B5(microsomal cytochrome B5)。
RUNX1作为肝脏代表性差异蛋白，本中心应用免疫印迹实验证实[33]，与假手术组比较，随着脑死亡时间的延长，脑死亡组RUNX1表达水平逐渐降低，差异有统计学意义。同样作为肝脏代表性差异蛋白的ALDH2经免疫印迹实验证实，与假手术组相比，随着脑死亡时间的延长，脑死亡组p-ALDH2表达水平逐渐降低(P＜0.05)；运用ALDH2的特异性抑制剂Dardzin，细胞凋亡水平明显增加；而当用ALDH2特异性激动剂Alda-1后细胞凋亡率明显降低(P＜0.05)；当运用基因工程技术过表达ALDH2细胞凋亡率明显降低(P＜0.05)；激动或过表达ALDH2后，p-JNK、p-P38和p-ERK表达降低，当抑制ALDH2后这些蛋白表达明显增加(P＜0.05)[2]。此外，PRDX6是一种抗氧化损伤蛋白，对PRDX6的表达水平进一步验证，免疫印迹实验证实，与假手术组相比，随着脑死亡时间的延长，脑死亡组PRDX6表达水平逐渐降低，而NF-κB信号通路被激活；对肝细胞进行缺血缺氧培养，24 h内，随着缺血时间的延长，ALT、AST、LDH表达逐渐增加，ROS表达逐渐增加，细胞活力逐渐降低[35]。有实验证实，人脑死亡后肝脏细胞凋亡增加，伴随PP2A活性上升，Akt去磷酸化；而且在肝细胞缺血缺氧模型中PP2A活性上升并具有时间依赖性，并且抑制PP2A活性可以减轻缺血缺氧所致肝细胞凋亡和损伤[36]。
CDCD供肝承受热缺血、冷缺血到一定程度时，一方面会影响肝细胞内各种差异蛋白的表达，另一方面肝细胞胞质会出现空泡样变，当空泡样变使肝细胞膜破裂时，肝细胞内的各种酶和蛋白质释放至保存液中。因此，一方面可以通过检测供肝保存液中肝酶的量和比例来判别供肝的活性，另一方面通过不同的途径促进或者诱导肝脏内差异蛋白的表达，进而达到维护或者修复肝脏的目的。这也表明，应用在体及离体对供体及器官进行评估势在必行、有重要临床价值。
3 CDCD器官质量的维护和修复由于CDCD供体存在呼吸、循环不稳定以及内环境紊乱等生理功能改变，CDCD器官往往存在缺血、缺氧等病理生理改变，由于CDCD器官的质量对移植术后受体的预后及移植物的功能产生重要影响，因此，对CDCD供体的维护及CDCD器官质量的修复至关重要。目前，基础实验和临床维护和修复器官的仪器主要有体外膜肺氧合(extracorporeal membrane oxygenation, ECMO)和Lifeport肾脏运输器(Kidney Transporter)等。
脑死亡时，循环功能不稳定，大量的血管活性药物会降低腹腔脏器灌注，损伤肝肾功能，转氨酶、肌酐上升。ECMO的原理是将体内的静脉血引出体外，经过特殊材质人工心肺旁路氧合后注入病人动脉或静脉系统，起到部分心肺替代作用，维持人体脏器组织氧合血供。ECMO的使用可确保脏器灌注及氧合，更好地维护DCD的脏器，优化供器官质量。
从器官灌注的方式上来看，ECMO属于在体常温携氧灌注(normothermic machine perfusion, NMP)。NMP保留了器官的生理功能，避免了冷缺血过程，具有以下优势[36-38]：①避免了冷灌注损伤；②避免再灌注损伤；③器官修复作用；④允许对器官进行功能评价；⑤允许对器官进行干预治疗；⑥作为人工肝进行辅助治疗。
肝脏离体常温携氧灌注技术是一项基于ECMO的尖端技术，离心泵提供动力，将未氧合的血液泵入膜肺进行氧合，氧合血进而泵入肝脏，ECMO与肝脏在体外形成一个独立的循环系统。本中心通过前期实验发现，体外ECMO循环支持，有利于DCD猪肝功能的恢复[39]。Schön等[40]报道，热缺血1 h的肝脏经体外常温携氧灌注4 h的修复，移植后受体动物全部存活。Nagrath D等[41]报道，脂肪肝经添加降脂药的常温灌注系统修复3 h后，脂肪肝程度降低50%，说明肝脏离体常温携氧灌注系统在修复边缘供体的应用上具有重大前景。Banan等[42]报道，与相同时间的静态冷保存相比，体外常温机械灌注可以改善20, 40, 60 min热缺血肝脏的代谢和功能参数。还有文献报道，体外常温机械灌注可以维持肝脏的活性状态[43]。也有作者报道，体外常温携氧机械灌注离体猪肝脏72 h可以保持肝脏活性[44]，可以改善DCD猪肝的血流动力学状态以及促进胆管上皮再生[45]。在小动物模型中，与相同时间的静态冷保存相比，体外常温机械灌注可以明显增加相同热缺血时间肝脏移植后的大鼠生存率[46]。Sutton等[47]报道，体外常温机械灌注改善扩大标准供体(extended criteria donor, ECD)肝脏功能并且使肝胆代谢正常化。
本中心对2013-2015年间ECMO介入进行循环及呼吸支持的循环或呼吸功能衰竭的DBD供者(8例)及不可控性DCD供者(3例)进行研究，发现对于循环、呼吸功能衰竭的DBD供者及不可控性DCD供者, 使用ECMO辅助循环和呼吸功能以及恢复DCD再循环, 可避免大量血管活性药物的应用及减轻DCD热缺血导致的肝、肾功能损伤[48]。据统计，本中心使用ECMO介入DCD供体维护后，肝移植术后移植物1年生存率明显升高(80.932% vs 65.014%, P＜0.05)，移植物3年生存率较ECMO介入前也明显升高(63.008% vs 48.383%, P＜0.05)，尤其是术后半年内短期并发症明显减少。
目前，临床上最常用的供体器官保存方法是静态冷保存(static cold storage, SCS)，其公认的保存作用机制是低温可以降低器官组织细胞的新陈代谢[49, 50]，从而减少代谢产物对供体器官的损伤作用。但是，使用SCS时，器官会在几个阶段中连续受到损伤：保存前的热缺血损伤、冷保存损伤、外科手术植入时缺血复温及再灌注损伤[51]。在过去的十年里，机械灌注(machine perfusion, MP)显示了在器官保存尤其是边缘器官的保存中显示出更大的潜力。与SCS相比，MP具有以下优势：①提供持续的循环以及对微循环更好的保护；②持续运送氧气和营养物质来满足器官代谢需要；③清除代谢废物和毒素；④提供评估器官活力的机会；⑤通过直接提高移植物功能改善率来改善临床预后；⑥在延长保存时间的同时不增加保存损伤；⑦便于使用细胞保护和免疫调节药物；⑧移植物功能障碍发生率低, 住院时间短以及更高的移植物存活率[51]。MP根据灌注温度来分，可分为常温、低温、亚低温。低温机械灌注(hypothermic machine perfusion, HMP)则结合了静态冷保存和机械灌注的优势，一般认为，因为机械灌注中灌注液模拟正常血流的流动，不仅可以有效的清除组织中因缺血缺氧产生的氧自由基，而且能持续提供代谢底物等，减少酸性代谢产物蓄积，维持组织局部pH稳定，减少因缺血缺氧造成的细胞水肿甚至坏死。
本中心前期动物实验表明，低温机械灌注可以改善血管痉挛、减轻肾小管上皮细胞和足细胞的水肿、减轻供肾炎症反应[52]、减轻凋亡[53]、改善血管痉挛和减轻炎症反应信号通路。此外，本中心及国外研究均已证实，与SCS比较，低温机械灌注能够明显降低DCD肾脏移植术后肾功能延迟恢复的发生率，提高受者和移植物的1年(98% vs 93%, P=0.025 7)和3年生存率(93% vs 82%, P=0.035 9)，显著改善移植疗效[54-58]。
据文献报道，2010年Guarrera等[59, 60]将20例接受HMP保存供肝脏的受体与20例采用SCS供肝的受者进行对比，结果显示：与SCS组相比，HMP组受体无血管并发症发生，胆道并发症的发生率较低，早期移植物功能障碍(early graft dysfunction, EAD)发生率更低，血清损伤标志物的水平也更低，住院时间更短，提示HMP与SCS相比，是一种更加安全、可靠的供肝保存方式。Henry等[61]报道，在标准供肝HMP实验中，与SCS组相比，HMP组明显降低了白介素-1β(IL-1β)、白介素-8(IL-8)、肿瘤坏死因子α(TNF-α)等促炎细胞因子以及巨噬细胞炎症蛋白-3α(MIP-3α)、巨噬细胞炎症蛋白-1β(MIP-1β)等趋化因子的表达，进而减轻单核细胞趋化因子-1(MCP-1)、细胞间黏附分子-1(ICAM-1)、基质细胞衍生因子-1α(SDF-1α)等黏附分子以及P-选择素等的激活、白细胞如Kupffer细胞和中性粒细胞的迁移，减轻炎症反应，减轻肝脏的缺血再灌注损伤(ischemia-reperfusion injury, IRI)。
人们认为氧合对于有效的HMP非常重要，大量的啮齿动物体外实验表明，供氧可以改善标准或者扩大标准供肝的保存[62]。关于低温氧合灌注(hypothermic oxygenated perfusion, HOPE)的作用机制，可以分为三个方面[63]：①对于新陈代谢的影响：ATP/ADP重新装载；下调电子转运；清除代谢产物；②对于内皮细胞的影响：清除细胞表面的多糖-蛋白质复合物；上调剪切应力敏感基因(KLF、eNOS)表达；③细胞保护作用：活化细胞保护通路HIF1α、SIRT1、Nrf2、PKCε。
Dutkowski等[64]设计实验对静态冷保存10 h后的大鼠肝脏进行3 h HOPE，结果证实短时间的低温氧合机械灌注可以使因CSC导致能量耗竭的肝脏重新富集能量，并且经灌注的肝脏活力、功能完整性明显改善。de Rougemont等[65]将DCD猪肝脏热缺血60 min和6 h静态冷保存后，实验组采用HOPE灌注猪肝1 h，对照组继续CSC处理1 h，结果发现，实验组DCD猪肝细胞坏死明显减少，血小板黏附减少，血清损伤标志物水平低，胆汁分泌量增加，能够生成足量的ATP以及谷胱甘肽，实验表明静态冷保存后，短时间HOPE的效果优于静态冷保存。2014年Dutkowski等[66]报道了HOPE保存供肝的临床研究。该研究行8例DCD供肝移植，经门静脉在10 ℃、氧分压60 kPa条件下行HOPE 1-2 h，对照组行8例DBD供肝移植，CSC处理。结果显示：DCD供肝组移植术后患者肝功能、肾功能、住院天数与DBD供体组相当，在随访的8.5个月中，DCD供肝组无患者发生胆道并发症，表明HOPE可以改善DCD供肝质量。但HMP对于DCD和ECD肝脏的保存效果仍需要大量临床试验来证实。
4 展望面对众多的等待器官移植的患者，CDCD器官应用是解决我国器官短缺的重要途径，而器官质量又是CDCD器官移植面临的新问题。因此，在供体养护的不同阶段、在器官获取的不同时限，包括在体、器官获取前、器官获取时、保存时、移植前、移植术中应用分子生物学、细胞功能学、蛋白质组学、基因学等方法对CDCD器官质量和功能进行评价、维护、修复至关重要。现阶段，尚未有对CDCD器官质量和功能进行评价的统一标准，只能通过不同评价方法相结合进行综合评价。由于不同供体存在质量差异，且不同维护、修复方式对于不同器官的保护作用也各有差异，因此，针对不同质量的CDCD器官需采用不同的维护、修复方式。在充分发挥不同维护、修复方式的优势的同时，使其对CDCD器官的保护作用达到最大化。本中心已证实，ECMO的介入可以改善供体循环和氧合进而提高CDCD器官质量、改善移植预后。Lifeport的介入可以提高移植术后移植物1年、3年生存率。对CDCD器官质量进行评价、维护、修复研究是公民捐献时代面临的新问题。期望通过对不同维护、修复方式相关作用机制的研究，为CDCD器官的保护、优化、评估及临床应用提供新思路。
| [1] | Huang J, Mao Y, Millis JM. Government policy and organ transplantation in China[J]. Lancet, 2008, 372(9 654): 1937-1938. |
| [2] | Zhong Z, Ye S, Xiong Y, et al. Decreased expression of mitochondrial aldehyde dehydrogenase-2 induces liver injury via activation of the mitogen-activated protein kinase pathway[J]. Transpl Int, 2016, 29(1): 98-107. DOI: 10.1111/tri.2016.29.issue-1. |
| [3] | Massip-Salcedo M, Rosello-Catafau J, Prieto J, et al. The response of the hepatocyte to ischemia[J]. Liver Int, 2007, 27(1): 6-16. |
| [4] | Nieminen AL, Byrne AM, Herman B, et al. Mitochondrial permeability transition in hepatocytes induced by t-BuOOH: NAD (P) H and reactive oxygen species[J]. Am J Physiol, 1997, 272(4): 1286-1294. |
| [5] | Nieminen AL, Saylor AK, Tesfai SA, et al. Contribution of the mitochondrial permeability transition to lethal injury after exposure of hepatocytes to t-butylhydroperoxide[J]. Biochem J, 1995, 307: 99-106. DOI: 10.1042/bj3070099. |
| [6] | Jaeschke H. Molecular mechanisms of hepatic ischemia-reperfusion injury and preconditioning[J]. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2003, 284(1): 15-26. DOI: 10.1152/ajpgi.00342.2002. |
| [7] | Lentsch AB, Kato A, Yoshidome H, et al. Inflammatory mechanisms and therapeutic strategies for warm hepatic ischemia/reperfusion injury[J]. Hepatology, 2000, 32(2): 169-173. DOI: 10.1053/jhep.2000.9323. |
| [8] | Bilzer M, Jaeschke H, Vollmar AM, et al. Prevention of Kupffer cell-induced oxidant injury in rat liver by atrial natriuretic peptide[J]. Am J Physiol, 1999, 276(5): 1137-1144. |
| [9] | Jaeschke H, Woolbright BL. Current strategies to minimize hepatic ischemia-reperfusion injury by targeting reactive oxygen species[J]. Transplant Rev (Orlando), 2012, 26(2): 103-114. DOI: 10.1016/j.trre.2011.10.006. |
| [10] | Jaeschke H, Farhood A. Neutrophil and Kupffer cell-induced oxidant stress and ischemia-reperfusion injury in rat liver[J]. Am J Physiol, 1991, 260(3): 355-362. |
| [11] | Jaeschke H, Bautista AP, Spolarics Z, et al. Superoxide generation by neutrophils and Kupffer cells during in vivo reperfusion after hepatic ischemia in rats[J]. J Leukoc Biol, 1992, 52(4): 377-382. |
| [12] | Jaeschke H, Farhood A, Bautista AP, et al. Functional inactivation of neutrophils with a Mac-1 (CD11b/CD18) monoclonal antibody protects against ischemia-reperfusion injury in rat liver[J]. Hepatology, 1993, 17(5): 915-923. DOI: 10.1002/(ISSN)1527-3350. |
| [13] | Akira S, Takeda K. Toll-like receptor signalling[J]. Nature Reviews Immunology, 2004, 4(7): 499-511. DOI: 10.1038/nri1391. |
| [14] | Hoffmann JA, Kafatos FC, Janeway CA, et al. Phylogenetic perspectives in innate immunity[J]. Science, 1999, 284(5418): 1313-1318. DOI: 10.1126/science.284.5418.1313. |
| [15] | Zwacka RM, Zhang Y, Halldorson J, et al. CD4(+) T-lymphocytes mediate ischemia/reperfusion-induced inflammatory responses in mouse liver[J]. J Clin Invest, 1997, 100(2): 279-289. DOI: 10.1172/JCI119533. |
| [16] | Pascher A, Sauer IM, Walter M, et al. Donor evaluation, donor risks, donor outcome, and donor quality of life in adult-to-adult living donor liver transplantation[J]. Liver Transpl, 2002, 8(9): 829-837. DOI: 10.1053/jlts.2002.34896. |
| [17] | Marcos A, Fisher RA, Ham JM, et al. Selection and outcome of living donors for adult to adult right lobe transplantation[J]. Transplantation, 2000, 69(11): 2410-2415. DOI: 10.1097/00007890-200006150-00034. |
| [18] | 刘振生, 赵红川, 耿小平. 快速病理检查在供肝选择中的研究进展[J]. 中华器官移植杂志, 2014, 35(12): 760-762. |
| [19] | Halldorson JB, Rayhill S, Bakthavatsalam R, et al. Serum alkaline phosphatase and bilirubin are early surrogate markers for ischemic cholangiopathy and graft failure in liver transplantation from donation after circulatory death[J]. Transplant Proc, 2015, 47(2): 465-468. DOI: 10.1016/j.transproceed.2014.10.055. |
| [20] | Chung HS, Kim ES, Park JH, et al. Prediction of gross post-transplant outcomes based on the intra-operative decline in C-reactive protein in living donor liver transplantation[J]. Transplant Proc, 2015, 47(2): 431-437. DOI: 10.1016/j.transproceed.2015.01.005. |
| [21] | Beckebaum S, Iacob S, Klein CG, et al. Assessment of allograft fibrosis by transient elastography and noninvasive biomarker scoring systems in liver transplant patients[J]. Transplantation, 2010, 89(8): 983-993. DOI: 10.1097/TP.0b013e3181cc66ca. |
| [22] | Toniutto P, Fabris C, Bitetto D, et al. Role of AST to platelet ratio index in the detection of liver fibrosis in patients with recurrent hepatitis C after liver transplantation[J]. J Gastroenterol Hepatol, 2007, 22(11): 1904-1908. DOI: 10.1111/jgh.2007.22.issue-11. |
| [23] | Pissaia AJ, Borderie D, Bernard D, et al. APRI and FIB-4 Scores Are Useful After Liver Transplantation Independently of Etiology[J]. Transplant Proc, 2009, 41(2): 679-681. DOI: 10.1016/j.transproceed.2008.12.014. |
| [24] | Arndt R, Schmidt S, Loddenkemper C, et al. Noninvasive evaluation of renal allograft fibrosis by transient elastography--a pilot study[J]. Transpl Int, 2010, 23(9): 871-877. |
| [25] | Sun Y, Zhu Z, Langnas AN, et al. Plasma nitrite and nitrate levels as a noninvasive marker of pathology after human small bowel transplantation[J]. Transplantation, 2010, 89(3): 307-311. DOI: 10.1097/TP.0b013e3181c9b5c4. |
| [26] | Danobeitia JS, Sperger JM, Hanson MS, et al. Early activation of the inflammatory response in the liver of brain-dead non-human primates[J]. J Surg Res, 2012, 176(2): 639-648. DOI: 10.1016/j.jss.2011.10.042. |
| [27] | Sun Q, Xiang RL, Yang YL, et al. Suppressor of cytokine signaling 1 protects rat pancreatic islets from cytokine-induced apoptosis through Janus kinase/signal transducers and activators of transcription pathway[J]. Chin Med J (Engl), 2013, 126(21): 4048-4053. |
| [28] | Koda M, Sulkowska M, Wincewicz A, et al. Expression of leptin, leptin receptor, and hypoxia-inducible factor 1 alpha in human endometrial cancer[J]. Ann N Y Acad Sci, 2007, 1095: 90-98. DOI: 10.1196/annals.1397.013. |
| [29] | Bjorbaek C, El-Haschimi K, Frantz JD, et al. The role of SOCS-3 in leptin signaling and leptin resistance[J]. J Biol Chem, 1999, 274(42): 30059-30065. DOI: 10.1074/jbc.274.42.30059. |
| [30] | Howard JK, Flier JS. Attenuation of leptin and insulin signaling by SOCS proteins[J]. Trends Endocrinol Metab, 2006, 17(9): 365-371. DOI: 10.1016/j.tem.2006.09.007. |
| [31] | Jo D, Liu D, Yao S, et al. Intracellular protein therapy with SOCS3 inhibits inflammation and apoptosis[J]. Nat Med, 2005, 11(8): 892-898. DOI: 10.1038/nm1269. |
| [32] | Liu Z, Gan L, Zhou Z, et al. SOCS3 promotes inflammation and apoptosis via inhibiting JAK2/STAT3 signaling pathway in 3T3-L1 adipocyte[J]. Immunobiology, 2015, 220(8): 947-953. DOI: 10.1016/j.imbio.2015.02.004. |
| [33] | Du B, Li L, Zhong Z, et al. Brain death induces the alteration of liver protein expression profiles in rabbits[J]. International Journal of Molecular Medicine, 2014, 34(2): 578-584. |
| [34] | 李玲, 杜冰, 范晓礼, 等. 兔脑死亡状态对肝脏蛋白质表达谱的影响[J]. 中华肝胆外科杂志, 2014, 20(12): 883-888. |
| [35] | Tu Q, Xiong Y, Fan L, et al. Peroxiredoxin 6 attenuates ischemia and hypoxiainduced liver damage of braindead donors[J]. Mol Med Rep, 2016, 13(1): 753-761. |
| [36] | 陈治泉, 王彦峰, 叶啟发, 等. 肝脏常温灌注在移植器官保存中的应用[J]. 中华肝胆外科杂志, 2014, 20(7): 538-542. |
| [37] | 李明霞, 彭贵主, 叶啟发, 等. 常温机械灌注在心脏死亡捐献供肝保存中的作用[J]. 中华肝胆外科杂志, 2015, 21(12): 859-862. |
| [38] | Op DDS, Karimian N, Sutton ME, et al. Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers[J]. Am J Transplant, 2013, 13(5): 1327-1335. DOI: 10.1111/ajt.12187. |
| [39] | 范晓礼, 胡龙, 陈治泉, 等. 在体体外膜肺氧合辅助再循环对猪心脏死亡后肝脏的保护作用[J]. 中华器官移植杂志, 2014, 35(7): 426-430. |
| [40] | Schon MR, Kollmar O, Wolf S, et al. Liver transplantation after organ preservation with normothermic extracorporeal perfusion[J]. Ann Surg, 2001, 233(1): 114-123. DOI: 10.1097/00000658-200101000-00017. |
| [41] | Nagrath D, Xu H, Tanimura Y, et al. Metabolic preconditioning of donor organs: defatting fatty livers by normothermic perfusion ex vivo[J]. Metab Eng, 2009, 11(4-5): 274-283. DOI: 10.1016/j.ymben.2009.05.005. |
| [42] | Banan B, Chung H, Xiao Z, et al. Normothermic extracorporeal liver perfusion for donation after cardiac death (DCD) livers[J]. Surgery, 2015, 158(6): 1642-1650. DOI: 10.1016/j.surg.2015.07.016. |
| [43] | 向开敏, 禹华旭, 袁金忠, 等. 自体猪血体外常温持续灌流离体肝脏的可行性分析[J]. 南方医科大学学报, 2014, 34(2): 223-227. |
| [44] | Butler AJ, Rees MA, Wight DG, et al. Successful extracorporeal porcine liver perfusion for 72 hr[J]. Transplantation, 2002, 73(8): 1212-1218. DOI: 10.1097/00007890-200204270-00005. |
| [45] | Liu Q, Nassar A, Farias K, et al. Sanguineous normothermic machine perfusion improves hemodynamics and biliary epithelial regeneration in donation after cardiac death porcine livers[J]. Liver Transpl, 2014, 20(8): 987-999. DOI: 10.1002/lt.v20.8. |
| [46] | Tolboom H, Pouw RE, Izamis ML, et al. Recovery of warm ischemic rat liver grafts by normothermic extracorporeal perfusion[J]. Transplantation, 2009, 87(2): 170-177. DOI: 10.1097/TP.0b013e318192df6b. |
| [47] | Sutton ME, Op DDS, Karimian N, et al. Criteria for viability assessment of discarded human donor livers during ex vivo normothermic machine perfusion[J]. PLoS One, 2014, 9(11): e110642. DOI: 10.1371/journal.pone.0110642. |
| [48] | 范晓礼, 王彦峰, 胡龙, 等. 体外膜肺氧合辅助公民逝世后器官捐献供者的维护与器官获取[J]. 中华器官移植杂志, 2014, 35(9): 537-541. |
| [49] | de Rougemont O, Lehmann K, Clavien PA. Preconditioning, organ preservation, and postconditioning to prevent ischemia-reperfusion injury to the liver[J]. Liver Transpl, 2009, 15(10): 1172-1182. DOI: 10.1002/lt.v15:10. |
| [50] | Vogel T, Brockmann JG, Friend PJ. Ex-vivo normothermic liver perfusion: an update[J]. Curr Opin Organ Transplant, 2010, 15(2): 167-172. DOI: 10.1097/MOT.0b013e328337349d. |
| [51] | Monbaliu D, Brassil J. Machine perfusion of the liver: past, present and future[J]. Curr Opin Organ Transplant, 2010, 15(2): 160-166. DOI: 10.1097/MOT.0b013e328337342b. |
| [52] | Fu Z, Ye Q, Zhang Y, et al. Hypothermic machine rerfusion reduced inflammatory reaction by downregulating the expression of matrix metalloproteinase 9 in a reperfusion model of donation after cardiac death[J]. Artif Organs, 2016. |
| [53] | Zhang Y, Fu Z, Zhong Z, et al. Hypothermic Machine Perfusion Decreases Renal Cell Apoptosis During Ischemia/Reperfusion Injury via the Ezrin/AKT Pathway[J]. Artif Organs, 2016, 40(2): 129-135. DOI: 10.1111/aor.2016.40.issue-2. |
| [54] | Jochmans I, Moers C, Smits JM, et al. Machine perfusion versus cold storage for the preservation of kidneys donated after cardiac death: a multicenter, randomized, controlled trial[J]. Ann Surg, 2010, 252(5): 756-764. DOI: 10.1097/SLA.0b013e3181ffc256. |
| [55] | Graham JA, Guarrera JV. "Resuscitation" of marginal liver allografts for transplantation with machine perfusion technology[J]. Journal of Hepatology, 2014, 61(2): 418-431. DOI: 10.1016/j.jhep.2014.04.019. |
| [56] | Moers C, Smits JM, Maathuis MH, et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation[J]. N Engl J Med, 2009, 360(1): 7-19. DOI: 10.1056/NEJMoa0802289. |
| [57] | 钟自彪, 叶啟发, 范林, 等. 应用机械灌注保存心脏死亡器官捐献供肾的效果分析[J]. 中华移植杂志:电子版, 2013, 7(1): 1-5. |
| [58] | Zibiao Z, Qifa Y, Yanfeng W. Hypothermic Machine perfusion improves kidney viability through a melioration of Vasospasm and edema of podocytes and renal tubular epithelial cells: American Transplant Congress, 2015[C]. |
| [59] | Guarrera JV, Henry SD, Samstein B, et al. Hypothermic machine preservation in human liver transplantation: the first clinical series[J]. Am J Transplant, 2010, 10(2): 372-381. DOI: 10.1111/ajt.2010.10.issue-2. |
| [60] | Guarrera JV. Assist devices: machine preservation of extended criteria donors[J]. Liver Transpl, 2012, 18: 31-33. DOI: 10.1002/lt.v18.2s. |
| [61] | Henry SD, Nachber E, Tulipan J, et al. Hypothermic machine preservation reduces molecular markers of ischemia/reperfusion injury in human liver transplantation[J]. Am J Transplant, 2012, 12(9): 2477-2486. DOI: 10.1111/ajt.2012.12.issue-9. |
| [62] | Vekemans K, Liu Q, Brassil J, et al. Influence of flow and addition of oxygen during porcine liver hypothermic machine perfusion[J]. Transplant Proc, 2007, 39(8): 2647-2651. DOI: 10.1016/j.transproceed.2007.08.007. |
| [63] | Schlegel A, Kron P, Dutkowski P. Hypothermic machine perfusion in liver transplantation[J]. Curr Opin Organ Transplant, 2016. |
| [64] | Dutkowski P, Graf R, Clavien PA. Rescue of the cold preserved rat liver by hypothermic oxygenated machine perfusion[J]. Am J Transplant, 2006, 6(5): 903-912. |
| [65] | de Rougemont O, Breitenstein S, Leskosek B, et al. One hour hypothermic oxygenated perfusion (HOPE) protects nonviable liver allografts donated after cardiac death[J]. Ann Surg, 2009, 250(5): 674-683. DOI: 10.1097/SLA.0b013e3181bcb1ee. |
| [66] | Dutkowski P, Schlegel A, de Oliveira M, et al. HOPE for human liver grafts obtained from donors after cardiac death[J]. J Hepatol, 2014, 60(4): 765-772. DOI: 10.1016/j.jhep.2013.11.023. |