选择大小均一、籽粒饱满的周麦22和铭贤169小麦种子，按设定剂量进行包衣处理，三唑酮包衣剂量分别为0.05、0.075、0.15、0.3、0.6和1.2 g/kg (指每千克种子所需药剂有效成分的质量，下同)，对照药剂苯醚甲环唑包衣剂量分别为0.15 g/kg(推荐剂量)和0.6 g/kg，同时设无药剂空白对照。包衣方法：将包衣100 g种子所需种衣剂加入到1 mL清水中，再与100 g小麦种子充分搅拌，在空气中晾干。 在培养皿上铺3层滤纸，用蒸馏水润湿，每皿加入13粒已包衣的周麦22或铭贤169小麦种子。于光照培养箱中(24 ℃)培养，每天观察并记录发芽的种子数，观察时间为7 d。第8天时(幼芽长度约3 cm)，截取周麦22种子所长出幼芽部分进行生化指标测定，其中呼吸速率截取幼芽根系进行测定。1.2 g/kg剂量下的处理因种子发芽率太低，部分生化指标未进行测定。每处理重复3次。本试验中铭贤169用于小麦发芽指数和种子活力指数测定，其他生理生化指标均选用周麦22种子幼苗进行测定。 分别按(1)和(2)式计算发芽指数和种子活力指数^[8]：

式中Dt为发芽日数，Gt为与Dt相对应的每天发芽种子数。

式中 S 为发芽t时间时胚根及胚轴的总长度。

称取0.2 g幼芽，加2 mL样品提取液[80％甲醇，内含1 mmol/L的抗氧化剂BHT(2,6-二叔丁基对甲苯酚)]，在冰浴下研磨成匀浆，转入10 mL试管中，再用2 mL提取液分次将研钵冲洗干净，一并转入试管中，摇匀后于4 ℃冰箱中放置4 h，在4 000 r/min下离心15 min，取上清液。沉淀中加1 mL提取液，搅匀，置4 ℃下再提取 1 h，离心，合并上清液并记录体积，弃去残渣。上清液过C₁₈固相萃取柱，将样品转入5 mL塑料离心管中，氮气吹干，用样品稀释液(0.01 mol/L的磷酸缓冲液+0.1%的Tween-20)定容至5 mL。按文献^[9]方法测定样品中的赤霉素(GAs)、细胞分裂素(CTK)和脱落酸(ABA)的质量分数。

参照文献^[10]方法进行。准确称取种子包衣处理后的小麦幼芽0.5 g于研钵中，用 20 mL 95%乙醇溶液提取，石英砂研磨成匀浆，避光过滤得叶绿素提取液。以提取溶剂为空白对照，采用紫外分光光度计测定提取液的吸光值A₆₆₃和A₆₄₅，计算出叶绿素的质量分数。

根据文献[11]方法，采用Oxygraphics氧电极测定幼根的耗氧速率：称取幼根0.2 g，剪碎，置于反应杯中，加入2 mL蒸馏水，密封状态下测定蒸馏水中的溶氧量变化。

准确称取0.2 g芽下胚轴，加5 mL蒸馏水，冰浴下研磨，于4 000 r/min离心10 min，上清液倒入10 mL容量瓶中；向残渣中加入2 mL蒸馏水，重复离心分离；合并上清液，用蒸馏水定容至10 mL，得蛋白质提取液。采用考马斯亮蓝法^[12]测定其蛋白质含量。 准确称取0.2 g幼芽于研钵中，加入5 mL蒸馏水，研磨，沸水浴加热15 min，于4 000 r/min离心10 min，取上清液，用蒸馏水定容至25 mL，采用蒽酮法^[13]测定其可溶性糖含量。

准确称取0.5 g小麦幼芽，置于研钵中，先加2 mL蒸馏水研磨成浆，再用蒸馏水洗入50 mL容量瓶中，定容后于室温放置10 min。过滤，滤液即为α-淀粉酶原液。采用文献[14]方法测定α-淀粉酶活力。

准确称取0.2 g小麦幼芽于盛有20 mL蒸馏水的烧瓶中，24 h后取出，用DDS-11A型电导仪测定水的电导率^[15]。

本试验统计分析采用SPSS 18.0软件进行。百分率数据在统计前先进行平方根反正弦变换，采用单因素方差分析统计不同处理间差异显著性，比较方法为LSD法，显著性标准为α=0.05。

三唑类化合物对小麦产生的药害或不良影响，一方面是由于化合物本身对种子或幼芽生长的抑制作用，另一方面则缘于不利的外界环境条件，如低温、干旱等。植物体在遭受逆境胁迫时，体内可用于蛋白质合成的氨基酸减少，参与蛋白质合成的部分合成酶也可能变性，使得逆境条件下植物体内蛋白质合成受到抑制，蛋白水解作用加强^[24]。如果植物体内可溶性蛋白含量增加，则有利于植物抗逆性能增加^[25]。从(图3)可以看出，随三唑酮包衣剂量的增加，小麦幼芽体内可溶性蛋白含量呈上升趋势，且均显著高于空白对照。在0.05 g/kg剂量下，幼芽体内可溶性蛋白含量为空白对照的2.8倍，在0.6 g/kg剂量下则上升到7.2倍。但相比之下，相同剂量的苯醚甲环唑处理组幼芽中可溶性蛋白含量更高，更有利于小麦幼芽的逆境生存。已有研究发现，植物体内可溶性蛋白含量的升高与三唑类化合物能促进植物体内细胞分裂素的合成有关^[26]。本研究中苯醚甲环唑和三唑酮包衣处理后小麦幼芽中细胞分裂素含量和可溶性蛋白含量均高于空白对照，与该结论相吻合。

图 3

Fig. 3

图 3 三唑酮和苯醚甲环唑包衣处理对小麦 幼芽可溶性蛋白含量的影响 Fig.3 Effect of triadimefon and difenoconazole on the soluble protein contents in shoots grown from coated wheat seeds

可溶性糖含量变化是造成植物体内总溶质浓度变化的主要因素，种子萌发过程中需可溶性糖供应胚芽发育；此外，在逆境条件下，植物体内产生的活性氧会对植物细胞产生极大的破坏作用，而可溶性糖对消除植物体内活性氧起着关键作用；因此，植物体内可溶性糖累积和植株细胞液浓度增大有利于其抗逆性的提高^[27]。例如，小麦体内可溶性糖含量的增加可提高其对干旱和低温的适应性^[28]。由(图4)可以看出：三唑酮包衣有利于增加小麦幼芽体内的可溶性糖含量，处理组幼芽体内可溶性糖含量均显著高于空白对照，且随包衣剂量的增加呈现先增加后下降的趋势，在0.3 g/kg 剂量时达到最大值(0.082±0.004)mg/g FW。相比之下，当包衣剂量均为0.15 g/kg时，苯醚甲环唑与三唑酮处理组幼芽中可溶性糖含量差异不显著，但0.6 g/kg剂量时，苯醚甲环唑处理组幼芽中可溶性糖含量显著低于三唑酮处理。

图 4

Fig. 4

图 4 三唑酮和苯醚甲环唑包衣处理对小麦幼芽 可溶性糖含量的影响 Fig.4 Effect of triadimefon and difenoconazole on the soluble sugar contents in shoots grown from coated wheat seeds

在种子萌发过程中，为了确保足够的能量和碳骨架以供应细胞的生长, 贮藏淀粉的代谢受到多种因素的影响。在处于萌发状态的作物籽粒中, 由α-淀粉酶表达引起的淀粉水解对幼芽的形成具有重要作用，可溶性糖和环境胁迫作用对α-淀粉酶的表达具有明显的抑制作用^[29]。从图5可以看出：三唑酮和苯醚甲环唑处理小麦种子均有利于增加小麦幼芽体内α-淀粉酶的活性。在0.05～0.6 g/kg剂量范围内，各处理组α-淀粉酶的活性均显著高于空白对照，且随三唑酮剂量的增加而呈现上升趋势，在0.05 g/kg 剂量时，α-淀粉酶的活性为对照的1.9倍，在0.6 g/kg剂量时则达2.7倍，但在1.2 g/kg剂量时，三唑酮处理组α-淀粉酶活性反而比0.6 g/kg处理时显著下降(约下降55.1%)。相比之下，苯醚甲环唑处理组幼芽体内α-淀粉酶活性均显著高于空白对照，但显著低于三唑酮处理。

图 5

Fig. 5

图 5三唑酮和苯醚甲环唑包衣处理对小麦 幼芽α-淀粉酶活性的影响 Fig.5 Effect of triadimefon and difenoconazole on the activity of α-amylase in shoots grown from coated wheat seeds

2.7 对细胞膜通透性的影响

已有研究结果发现，三唑类化合物可以提高植物细胞膜的稳定性、抑制植物细胞中细胞质外渗，从而提高细胞内细胞质浓度和维持细胞渗透压的稳定性^{[21 , 22]} 。细胞膜的通透性通常用细胞的电导率进行表征，电导率高表明细胞内电解质外渗增多，细胞膜通透性增加。从图6可以看出：在0.05 g/kg剂量下，三唑酮包衣处理对小麦幼芽细胞的电导率无显著影响；但在0.075～0.6 g/kg 剂量范围内，其可以显著降低细胞的电导率，但包衣剂量与电导率变化相关性不明显。在0.15和0.6 g/kg剂量下，苯醚甲环唑处理组电导率与三唑酮处理的差异不显著。

图 6

Fig. 6

图 6 三唑酮和苯醚甲环唑包衣处理对小麦 幼芽细胞电导率的影响 Fig.6 Effect of triadimefon and difenoconazole on electrical conductivity of wheat shoot cells

3 讨论

小麦种子用三唑酮包衣后，其发芽指数、活力指数和发芽率均与三唑酮包衣剂量呈指数负相关。与空白对照相比，三唑酮包衣种子处理的幼芽中GAs含量下降和ABA含量增加，从理论上阐述了三唑酮包衣不利于小麦种子萌发和幼苗生长。三唑酮包衣可引起幼芽中叶绿素含量、幼根呼吸速率、幼芽中可溶性蛋白质含量和α-淀粉酶活性增加，从而有利于新长出幼苗抗逆性增加。相比之下，苯醚甲环唑对小麦种子萌发的抑制作用比三唑酮小，且更有利于幼芽抗逆性增加。