核桃(Juglans regia)为世界四大坚果之一，具有较高的营养价值，在中国栽植历史悠久，是丘陵山区农民致富的主要经济林树种(许新桥等，2013)。近年来国家大力发展木本油料作物，核桃的种植地域与面积快速增加(谭晓风等，2012)。随着核桃种植面积的扩大及大面积集中连片种植方式的出现，核桃病虫害危害问题也日益突出，每年病虫害造成的核桃损失就高达80万 kg(赵凯旋等，2015)。早期研究认为“核桃黑”是由一种属鳞翅目(Lepidoptera)举肢蛾科(Heliodinidae)的害虫核桃举肢蛾(Atrijuglans hetaohei)造成的。近期研究发现，“核桃黑”不仅仅是由核桃举肢蛾危害造成，而是由多种病虫害引起，其中核桃举肢蛾和属鳞翅目(Lepidoptera)螟蛾科(Pyralidae)的桃蛀螟(Dichocrocis punciferalis)是我国北方引起“核桃黑”的2种主要害虫(赵凯旋等，2015；田敏爵等，2010)。核桃举肢蛾是一种主要危害核桃的寡食性害虫，以幼虫蛀食核桃青皮乃至果仁，受害果逐渐变黑而内陷、脱落，可造成核桃减产40%~50%，危害严重时可造成核桃绝收(金骥等，1954；王祥明等，2013)。桃蛀螟是一种多食性害虫，已知桃蛀螟的寄主植物有100余种，是一种食性极杂的害虫(鹿金秋等，2010)，关于桃蛀螟对核桃的危害，深山区未见其危害，在浅山区及粮果混杂的平川区其危害形成的黑果率较高。核桃举肢蛾和桃蛀螟幼虫单独或混合串食核桃青皮或果仁，使核桃果实变黑、提早落果，严重影响核桃的产量(李随院等，2010)。

昆虫肠道微生物与昆虫食性分化和寄主的选择关系是近年来昆虫学研究的热点问题之一。植食性昆虫对自然食物的营养成分平衡有特殊的适应性，对寄主植物的消化率和转化率的决定因素在于植食性昆虫有特殊的共生菌。尽管共生菌在植食性昆虫对寄主植物专一性方面所起的作用仍然不明确，但肠道微生物和植物表面微生物可提供对植物大分子的消化和植物源毒素的解毒功能，共生菌在植食性昆虫和寄主植物选择之间扮演着重要角色(Dillon et al.，2004； Douglas，2009)，通过对昆虫肠道微生物的研究，可能找到新的害虫防治策略和方法(Broderick et al.，2004)。核桃举肢蛾和桃蛀螟幼虫在食性上差异很大，但二者共同危害核桃青皮。为深入了解2种食性迥异的蛀食性核桃害虫肠道微生物区系及其与共生菌的相关性，笔者采用变性梯度凝胶电泳(PCR-denaturing gradient gel electrophoresis，PCR-DGGE)和末端限制性片段长度多样性(terminal restriction fragment length polymorphism，T-RFLP) 相结合的技术，分析2种害虫幼虫肠道细菌的种类组成和多样性，并初步探讨细菌在不同食性类型昆虫对寄主植物选择中所扮演的角色。

1 材料与方法 1.1 核桃举肢蛾和桃蛀螟幼虫的采集

核桃举肢蛾和桃蛀螟幼虫于2013年8月中旬采集于陕西省山阳县十里铺乡郭家村西北农林科技大学山阳核桃实验示范站核桃园内(109.88° E，33.53° N)，将幼虫蛀食的核桃青果带回实验室，剖开虫果，用灭菌镊子夹出核桃青皮虫道内的核桃举肢蛾和桃蛀螟幼虫，分别置灭菌离心管中备用。

1.2 基因组总DNA提取

提取DNA前，幼虫分别依次用灭菌三蒸水冲洗虫体表面，75%酒精表面消毒30 s，在PBS缓冲液(NaCl 137 mmol·L^-1，KCl 2.7 mmol·L^-1，Na₂HPO₄ 10 mmol·L^-1，KH₂PO₄2 mmol·L^-1，pH7.4)中浸泡30 s，灭菌三蒸水冲洗3遍，在体视显微镜下解剖出中肠，置于1.5 mL灭菌离心管中备用。

解剖核桃举肢蛾幼虫和桃蛀螟幼虫各20头，每10头幼虫肠道混为1个样品，共获2个核桃举肢蛾幼虫肠道样品和2个桃蛀螟幼虫肠道样品，分别标号为H1，H2，T1，T2，作为DGGE试验样品。解剖核桃举肢蛾幼虫和桃蛀螟幼虫各3头，以1头幼虫肠道为1个样品，得到3个核桃举肢蛾幼虫肠道样品和3个桃蛀螟幼虫肠道样品，分别标号为H02，H04，H05，T08，T09，T10，作为T-RFLP试验样品。解剖工作均在超净工作台上进行。

处理后的2种幼虫肠道使用DNA提取试剂盒(天根，北京)提取基因组总DNA，提取步骤按试剂盒操作说明书进行。核酸蛋白仪检测DNA浓度并存储在-20 ℃备用。

1.3 肠道细菌群落多样性的PCR-DGGE分析 1.3.1 16S rRNA V3区PCR扩增

分别以混合样品T1，T2，H1，H2提取的DNA为细菌16S rRNA V3区扩增模板，以细菌16S rRNA通用引物27F(5′-A G A G T T T G A T C C T G G C T C AG-3′)和1 492R (5′-T A C G G T T A C C T T G T T A C G A C TT-3′)进行16S rRNA 全长扩增(Muyzer et al.，1996)；以16S rRNA全长PCR产物为模板，以5′端带GC夹的上游引物341F-GC(5′-C G C C C G C C G C G C G C G G G C G G G G C G G G G G C A C G G G G G G C C T A C G G G A G G C A G C AG-3′)和下游引物534R(5′-A T T A C C G C G G C T G C T GG-3′)进行16S rRNA V3区PCR(Muyzer et al.，1996)。2次PCR扩增反应体系(50 μL)均包含4 μL dNTP(2.5 mmol·L^-1)，5 μL 10×buffer，3 μL MgCl₂(25 mmol·L^-1)，0.4 μL Taq^TMDNA聚合酶(5 U·μL^-1)(TaKaRa)，2 μL模板DNA，31.6 μL灭菌ddH₂O，引物(10 μmol·L^-1)各2 μL。反应程序均为94 ℃预变性2 min；94 ℃变性30 s，55 ℃退火45 s，72 ℃延伸60 s，共28个循环；最后72 ℃延伸7 min。得到的PCR产物用1.0%琼脂糖凝胶电泳检测，并保存于-20 ℃用于DGGE分析。

1.3.2 DGGE分析

使用DCode^TM通用突变检测系统(Bio-Rad)进行。将每个样品的40 μL PCR产物上样于浓度为8%(W/V)的含有丙烯酰胺线性变性梯度范围为35%~60%[100%的变性丙烯酰胺包括7 mol·L^-1尿素和40%甲酰胺(Muyzer et al.，1993)]的聚丙烯酰胺(丙烯酰胺/甲叉丙烯酰胺质量比37.5∶1)凝胶中。电泳运行条件为最初120 V，10 min之后80 V，11 h，60 ℃，缓冲液为1×TAE。电泳结束后将凝胶在去离子水中洗脱，然后通过银染使其显色并照相。

1.3.3 DGGE条带鉴定

标记DGGE图谱中清晰的条带后将标记条带切下，分别保存于含有50 μL灭菌三蒸水的1.5 mL灭菌离心管中。4 ℃浸泡过夜后转移至-20 ℃保存。洗脱下的DNA作为进一步扩增的模板，扩增引物为5′端不带GC夹的上游引物341F和下游引物534R，反应体系与反应程序与上述相同。PCR产物经DNA纯化回收试剂盒(天根，北京)纯化回收后与载体pMD19-T(TaKaRa，大连)连接，转化到大肠杆菌(Escherichia coli)DH5α菌株(天根，北京)中，用菌落PCR方法检测阳性克隆，每个条带随机挑取3~5个阳性克隆送测序公司(上海生物工程公司)进行测序。

使用软件ChromasPro 1.5和Lasergene 7对测序结果进行扫描校对、拼接和去载体。将整理好的序列在NCBI数据库(http://www.ncbi.nlm.nih.govPBLAST)中进行比对，下载具有较高序列相似性的序列，将得到的序列用ClustalX 2.1进行比对(Larkin et al.，2007)，使用MEGA 5.05采用最大似然法构建系统发育树(Tamura et al.，2011)。并将整理好的核桃举肢蛾和桃蛀螟幼虫肠道细菌序列提交到NCBI数据库，序列号为(KP994306-KP994316，KR017865-KR017873)。

1.3.4 DGGE条带分析

使用Quantity One软件(Bio-Rad)进行DGGE条带分析。首先尽量减少背景的影响，其次进行条带检测和参数调整，然后使含有最多条带的泳道进行自动匹配，公差设定在4%，其他泳道手动匹配，最后输出全部泳道的峰值密度。为了鉴定主要细菌类群并确定它们在核桃举肢蛾和桃蛀螟幼虫肠道内变化情况，将DGGE图谱中输出的数据进行多样性指数计算，根据下面的公式计算香侬-维纳指数(H′)、丰富度(S)和均匀度指数(E′)：

$\begin{align} & {{H}^{\prime }}=\sum\limits_{i=1}^{s}{\left( {{N}_{i}}/N \right)}\ln \left( {{N}_{i}}/N \right), \\ & {{E}^{\prime }}={{H}^{\prime }}/\ln S, \\ \end{align}$

 式中，S为1个泳道的条带数，N_i为1个泳道内第i个条带的峰值密度，N为1个泳道内所有条带的总峰值密度(Galand et al.，2003)。

1.3.5 运算分类单元(operational taxonomic unit，OTUs)

将用于构建系统发育树的序列生成FASTA文件，计算距离矩阵，然后用MOTHUR(Version 1.29.0)软件运算其矩阵差异，通常小于0.03的被定义为同一个物种单元(Schloss et al.，2005)。通过MOTHUR软件计算Chao I多样性指数可以估量物种丰富度的绝对值(Chao et al.，2003)，而稀释度曲线的方法用于展示样品间OTU多样性差异(Colwell et al.，2004；Gotelli et al.，2001)。采用数据分析制图软件SigmaPlot(Version 10.1)绘制稀释度曲线。

1.4 肠道细菌群落多样性T-RFLP测定 1.4.1 16S rRNA扩增

分别以样品H02，H04，H05，T08，T09，T10提取的DNA为模板，以5′端FAM荧光标记的16S rRNA上游引物8F (5′-6-FAM-A G A G T T T G A T C M T G G C T C AG-3′)及下游引物1 492R (5′-G G T T A C C T T G T T A C G A C TT-3′)(Tipayno et al.，2012)进行扩增。反应体系(50 μL)包含4 μL dNTP(2.5 mmol·L^-1)，5 μL 10×buffer，3 μL MgCl₂(25 mmol·L^-1)，0.4 μL Taq^TMDNA聚合酶(5 U·μl^-1)(TaKaRa)，2 μL模板DNA，31.6 μL灭菌ddH₂O，引物(10 μmol·L^-1)各2 μL。PCR扩增条件为：94 ℃预变性2 min；94 ℃变性30 s，55 ℃退火45 s，72 ℃延伸60 s，共28个循环；最后72 ℃延伸7 min。PCR产物经1%琼脂糖凝胶电泳检测，DNA纯化回收试剂盒(天根，北京)纯化回收备用，具体步骤按照说明书进行。

1.4.2 纯化产物的酶切及测序分析

纯化的PCR产物以AluⅠ、AfaⅠ、HhaⅠ(TaKaRa，大连)3种限制性内切酶分别进行酶切。限制性内切酶酶切反应体系(10 μL)根据各个酶的说明书进行，37 ℃消化4 h。酶切产物经1%琼脂糖凝胶电泳检测后送测序公司(上海生物工程公司)进行测序分析。

1.4.3 多样性指数分析

根据STR分析得到的数据，仅采用片段长度在50～500 bp内的T-RF数值计算样品的香侬-维纳指数(H′)、丰富度(S)和均匀度指数(E′)(Fierer et al.，2003；Tipayno et al.，2012)：

$\begin{align} & {{H}^{\prime }}=\sum\limits_{i=1}^{s}{{{P}_{i}}}\ln {{P}_{i}}, \\ & {{E}^{\prime }}={{H}^{\prime }}/\ln S\circ \\ \end{align}$

 式中，P_i表示第i个T-RFs的面积占总T-RFs面积的比例，S为测得的T-RFs个数。

1.4.4 主成分分析和聚类分析

分析前舍去小于50 bp和大于500 bp的片段。对于细菌，由于相对数量过小的限制性末端片段(T-RFs)不会对群落的特性产生明显的影响，故在本分析中舍去了相对数量小于1%的T-RFs，然后分别计算图谱中每一个峰的峰面积与所有峰总面积的比值，将每个T-RF所占的百分比作为权重导入SPSS16.0软件，聚类方法选择组间平均距离法，距离选择平方欧氏距离做出聚类分析图。利用SPSS16.0软件，进行主成分分析，首先用FACTOR命令，用PC(主成分法)提取因子，得到因子载荷阵A，然后根据关系，求出特征向量，最后建立主成分模型(李雪琴等，2012)。

2 结果与分析 2.1 2种昆虫肠道细菌群落多样性PCR-DGGE分析 2.1.1 细菌群落结构多样性分析

对2种食性不同的核桃害虫肠道细菌16S rRNA V3区进行PCR扩增，构建肠道菌群DGGE图谱。图谱分析表明，2种昆虫幼虫肠道间条带的数量、亮度和位置均存在差异，DGGE图谱可以较好地反映2种昆虫幼虫肠道菌群组成结构的异同(图 1)。图中共有22个条带(F1-F10，P1-P12)较为明显且可以鉴别，其中桃蛀螟幼虫可鉴别条带为10条，核桃举肢蛾为12条。条带P6，P8在核桃举肢蛾样品(H1，H2)中占主导地位，条带F1，F3，F4，F5，F10在桃蛀螟样品(T1，T2)中占主导地位。基于2种昆虫幼虫肠道菌群DGGE示意图，利用BIO-RAD Quantity One 4.3.1进一步分析核桃举肢蛾和桃蛀螟幼虫肠道的相似性，结果表明，2种不同昆虫样品中DGGE条带数量、密度和细菌组成各不相同。

香侬-维纳指数(H′)与细菌群落的多样性呈正相关(Hu et al.，2013)，因此基于DGGE条带信息的峰值密度可计算细菌多样性指数，进而估算微生物群落的多样性。通过对2种不同昆虫样品DGGE图谱中输出的数据计算多样性指数，结果表明，4个样品中H1的H′值(2.873±0.109)、E′值(0.994±0.038)、S值(18)最高，T2的H′值(2.461±0.029)、E′值(0.990±0.012)和S值(12)最低(表 1)。T检验表明，2种昆虫幼虫间多样性差异不显著(P>0.05)，同种昆虫不同幼虫之间的差异也不显著(P>0.05)。

根据分析序列矩阵数据，核桃举肢蛾样品所有40个不同序列被划分为7个OTUs_0.03，桃蛀螟样品所有27个不同序列被划分为4个OTUs_0.03(图 2)。表明核桃举肢蛾样品的细菌的多样性较丰富，该结果与通过DGGE条带峰值密度计算出的香侬-维纳指数(H′)的结果一致。

2.1.2 系统发育分析和优势菌属

采用PCR-DGGE条带测序方法进行2种昆虫肠道细菌系统遗传分析，2种昆虫肠道样品DGGE图谱共有22个条带克隆测序成功，在GenBank中与其最相似的序列整合，以最大似然法构建核桃举肢蛾和桃蛀螟幼虫肠道细菌菌群系统发育树(图 3)。核桃举肢蛾幼虫肠道中，72.5%的菌株属变形菌门(Proteobacteria)，12.5%的菌株属于厚壁菌门(Firmicutes)，15.0%的菌株属于拟杆菌菌门(Bacteroidetes)。桃蛀螟幼虫肠道中，37.0%的菌株属于变形菌门(Proteobacteria)，63.0%的菌株属于厚壁菌门(Firmicutes)，未检测到拟杆菌门(Bacteroidetes)细菌。

经测序后，核桃举肢蛾幼虫肠道2个样品中有40个克隆子测序成功，桃蛀螟幼虫肠道2个样品中有27个克隆子测序成功。根据DGGE条带种属鉴定结果计算2种昆虫样品细菌群落结构的单个菌属组成分别占其总细菌群落组成的百分比(图 4)。

由图 4可知，沃尔巴克氏体属(Wolbachia)是核桃举肢蛾幼虫肠道中的优势细菌，所占百分比为40.0%，肠球菌属 (Enterococcus)是桃蛀螟幼虫肠道中的优势细菌，所占百分比为62.9%。2种昆虫幼虫肠道细菌结构的主要差别在于其优势菌群不相同，并且核桃举肢蛾幼虫肠道中含有肠杆菌属(Enterobacter)的细菌，而在PCR-DGGE方法检测中桃蛀螟幼虫肠道中未检测到肠杆菌属的细菌及拟杆菌门的不可培养细菌。

2.2 2种昆虫肠道细菌群落多样性T-RFLP分析

经多种限制性内切酶进行预试验后，其中3种限制性内切酶AluⅠ、HhaⅠ、AfaⅠ酶切获得较为理想的结果。选择上述3种酶进行酶切，2种幼虫肠道样品的T-RFs的数量分别如表 2所示，AluⅠ酶产生的T-RFs数目大于HhaⅠ和AfaⅠ酶产生的T-RFs数，所以本试验中采用产生T-RFs数较多的AluⅠ酶的结果进行细菌的数据统计分析。

2.2.1 多样性指数分析和优势菌群

表 3显示，H04具有最高的H′值和E′值。T09具有最低的H′值，T08具有最低的E′值。总之，核桃举肢蛾幼虫肠道细菌菌群H′值、E′值和S值普遍高于桃蛀螟幼虫肠道细菌菌群，与PCR-DGGE结果一致。

2种昆虫肠道细菌种类平均相对丰度分析显示，2种幼虫肠道细菌群落结构差异较明显，但同一昆虫不同个体肠道样品间具有相似的细菌群落结构(图 5)。在桃蛀螟样品中，共有14个T-RFs，所占比例超过15.0%的T-RFs只有76 bp，在核桃举肢蛾样品中，共有24个T-RFs，所占比例超过15.0%的T-RFs有72，122，126 bp。图 5表明76 bp T-RFs在所有桃蛀螟样品细菌菌群结构中占81.0%，是桃蛀螟幼虫肠道优势菌群；122 bp T-RFs在H04，H05这2个核桃举肢蛾样品细菌菌群结构中占44.0%，是核桃举肢蛾幼虫肠道优势菌群。72 bp T-RFs在H02中所占比例为72.0%，为该肠道样品菌群中的优势细菌，但在H04，H05中都没有分布，可能是样品个体间差异产生。

2.2.2 聚类分析和主成分分析

把基于T-RFLP微生物群落结构分析的样品谱图进行预处理后，采用SPSS16.0进行分析，结果如图 6所示。以相似性90%为标准，6个样品聚为3类：类群1由3个桃蛀螟幼虫肠道细菌样品组成，类群2由H02和H04组成，类群3由H05构成。从聚类的结果可知，幼虫肠道细菌样品以昆虫的种类而进行分群并类，昆虫种类对细菌群落结构影响较为明显，可能与不同昆虫种类肠道特定共生菌结构组成有关，细菌群落变异可能是环境条件变异的综合反应。聚类结果显示桃蛀螟幼虫肠道细菌3个样品归并为一类，与此相比，核桃举肢蛾幼虫肠道菌群个体间差异明显。

PCA主成分分析结果与聚类分析相似，6个样品组成3组。细菌群落筛选出的30个T-RFs反应的信息累计方差达到90%，表明原始数据矩阵可以较好地反映基于片段的源解析。2种昆虫肠道细菌PC1、PC2得分如图 7所示，样品被分成3部分，基于PCA的得分，T08，T09，T10在第1象限，H04，H05在第2象限，H02在第4象限。T09 PC1得分最高(0.993 972)，H05 PC2得分最高(0.946 953)。

3 讨论

昆虫与植物之间长期的协同进化使植食性昆虫形成了许多适应对策，如选择性取食、消化系统特化、食性专化、效率速率的进化等(但建国，1991)。植食性昆虫的食性和营养在昆虫与植物间的关系中处于最为重要的地位(钦俊德，1962)。昆虫肠道微生物，包括寄生与共生关系都与昆虫的营养与代谢等有着密切的联系，并且在漫长的进化过程中在宿主体内形成特定的寄居区系，甚至在一定程度上昆虫肠道微生物群落结构决定了其肠道的生态功能(Hooper et al.，2001；McFall-Ngai，1998)。

2 种昆虫肠道细菌的PCR-DGGE和T-RFLP的多样性分析结果基本保持一致。根据PCR-DGGE图谱的峰值密度计算可知，核桃举肢蛾肠道细菌群落香侬-维纳指数、均匀度指数和丰富度均高于桃蛀螟，与T-RFLP的多样性分析结果相同。核桃举肢蛾为寡食性昆虫，相对于多食性昆虫桃蛀螟，核桃举肢蛾幼可以从其肠道细菌群落的多样性中获益。研究表明某些肠道细菌通过合成昆虫天然食物中缺乏而其生长发育又所必需的营养物质来帮助改善营养质量，这些营养物质包括必需氨基酸、B族维生素、氮源和甾醇类物质等(Bridges，1981；Douglas，2009；Gibson et al.，2010；Janson et al.，2008；Miao et al.，2003)。

基于16S rRNA V3区基因序列的PCR-DGGE分析，2种核桃害虫分别获得12个和10个可测条带，并经克隆测序后，2种昆虫体内的细菌菌群包含变形菌门4个属的微生物，分别是沃尔巴克氏体属、肠杆菌属、根瘤菌属和假单胞菌属，厚壁菌门的肠球菌属，以及拟杆菌门的不可培养细菌。2种昆虫幼虫肠道细菌菌群存在差异，桃蛀螟幼虫肠道没有肠杆菌属细菌及拟杆菌门不可培养细菌，且2种昆虫幼虫肠道细菌优势菌群明显不同。核桃举肢蛾幼虫肠道2个样品中共获得40个克隆子，其中沃尔巴克氏体属的克隆子有16个，占总数的40.0%；桃蛀螟幼虫肠道2个样品中共获得27个克隆子，属于肠球菌属的克隆子有17个，占总数的62.9%。推测这2种细菌分别是2种昆虫的主要优势菌群。

鳞翅目昆虫是昆虫中一个较大的类群，但对于其肠道细菌的研究较少(Broderick et al.，2004)，其中研究最多的是家蚕(Bombyx mori)，多数研究都表明家蚕肠道主要菌群有肠球菌属、葡萄球菌属(Staphylococcus)、肠杆菌属和芽孢杆菌属(Bacillus)(相辉等，2007)。在这些主要菌群中，研究最多的是肠球菌属(Broderick et al.，2004；相辉等，2007)，该菌在鳞翅目昆虫肠道中普遍存在，经常存在于高pH(8~9)的环境中，它可以通过代谢使周围环境pH降低(Manero et al.，1999)。对蝗虫肠道中的肠球菌研究时发现，该属很多种类能够产生乙酸盐，并推测大量乙酸盐的积累是蝗虫肠道pH低的主要原因(Mead et al.，1988)。该菌可能对寄主昆虫有利，比如一些鳞翅目的微生物毒素，如苏云金芽孢杆菌(Bacillus thuringiensis)在碱性环境下有活性，最适pH为7.5，肠球菌可能通过降低肠道pH值来保护昆虫免受Bt毒素的侵染(Broderick et al.，2004)。

本试验中所鉴定出的细菌在已有研究的鳞翅目昆虫肠道中都有发现，初步判断它们都是2种幼虫肠道的常驻细菌。笔者参照其他昆虫的研究结果对本试验中鉴定出的肠道细菌的功能加以探讨。

沃尔巴克氏体属在2种昆虫体内稳定存在。Herting等(1924)在尖音库蚊(Culex piriens)的生殖组织里首次发现了该共生 菌，该菌可以通过诱导胞质不亲和(Girin et al.，1995)、诱导孤雌生殖(Stouthamer et al.，1990)、诱导雌性化(Rousset et al.，1992)和杀雄(Hurst et al.，1996)等来对宿主的生殖进行调控。本研究中，沃尔巴克氏体属细菌可能是对宿主起促进作用，有研究表明该属细菌 对宿主适合度的促进作用主要表现在增强宿主的生殖力，包括雌性的繁殖力和雄性的生育力(杨克冬等，2008)。肠杆菌属细菌只存在于核桃举肢蛾幼虫肠道中。肠杆菌是一个大家族，包括许多与动物和植物相关的细菌，其成员广泛存在于动物包括人类和昆虫肠道细菌群落中，它能够在维生素的生物合成、信息素的产生和植物化合物的降解中起到促进作用(Breznak，1982；Xu et al.，2003)。白蚁肠道中肠杆菌属的细菌很常见，寄主昆虫的营养物质可由肠杆菌属细菌固定大气中的氮而获得(Eutick et al.，1978)，肠杆菌在寄主昆虫的固氮方面起到重要作用；而肠杆菌属细菌在核桃举肢蛾幼虫肠道中的作用还不清楚，有待进一步研究。假单胞菌属是微生物的重要类群，是一类化能异养的兼性厌氧菌，在自然界分布广泛，在水体、土壤、植物组织和动物体内都有发现。假单胞菌属细菌包含许多致病菌，这些致病菌可以侵染人体、植物和动物等(Young，1970； Kodama et al.，1985；Brodey et al.，1991)，同时也有研究发现一些假单胞菌属细菌具有纤维素降解活性(Kodama et al.，1985；Meyers et al.，1984；Millward-Sadler et al.，1995；Sindhu et al.，2001)，并且它可以通过糖酵解和戊糖磷酸化途径降解碳水化合物(Prescott et al.，2002)，所以假单胞菌可能参与了为寄主提供能量的过程。

4 结论

尽管2种昆虫肠道细菌群落成分相对简单，但阐明各种细菌在2种昆虫幼虫生物学和维护肠道内物种组成中的作用及与食性的关系仍然是个难题。本研究利用PCR-DGGE和T-RFLP的技术初步分析了共同危害核桃青果皮的不同食性昆虫核桃举肢蛾和桃蛀螟幼虫肠道内细菌群落结构及多样性，在此基础上进一步探讨了核桃举肢蛾幼虫与桃蛀螟幼虫肠道优势菌及其动态变化，为深入了解昆虫的选择性取食、寄主-寄生、共生微生物之间复杂的关系提供了重要信息。