肠道上皮完整性和再生能力依赖于肠道干细胞（intestinal stem cell，ISC）的增殖和分化。ISC是位于肠道隐窝中的一群具有自我更新和多向分化能力的细胞，隐窝基底柱状细胞（crypt base columnar cell，CBC）和标签保留细胞（label-retaining cell，LRC）是最经典的ISC群。近年来，随着单细胞测序和类器官等技术的进步，多种新型ISC被鉴定出来，如再生干细胞（revival stem cell）和表达成纤维细胞生长因子结合蛋白1（fibroblast growth factor binding protein 1，Fgfbp1）的干细胞等^[1-2]。这些不同类型的ISC会根据局部环境的动态变化表现出独特的转录组特征，以支持小肠强大的自我更新和再生能力。

随着“精准营养”理念的日益兴起，探索并利用营养素的作用机制以预防和治疗慢性疾病，正逐渐成为研究热点^[3]。肠道上皮作为吸收营养物质、抵御外来病原侵害、首过代谢的重要组织，其对肠道慢性和复发性疾病的抗性依赖于ISC的正常增殖和分化^[4]。尽管碳水化合物、脂肪等营养素的过量摄入及短期禁食等饮食模式都会对肠道稳态产生影响，但不同饮食要素（如饮食节律、宏观营养素组成和热量摄入量等）如何调控ISC的糖脂和能量代谢进而影响肠道稳态，其机制仍有待深入研究。

ISC位于由帕内特细胞（Paneth cell）和间充质细胞构成的肠腔空间凹陷中。该结构有效隔离了ISC与肠腔的直接接触，为其提供了相对稳定的微环境。人们通常将支持干细胞的微环境称为干细胞巢（stem cell niche）。干细胞巢对ISC的增殖和分化命运决定至关重要，ISC是保留干性还是参与细胞分化，主要由细胞所处位置和微环境所决定，而非细胞自主决定^[5]。在稳态条件下，ISC脱离干细胞巢后，其富含亮氨酸重复序列G蛋白偶联受体5（leucine-rich repeat containing G protein-coupled receptor 5，Lgr5）转录水平随之下降，并进入细胞谱系分化^[6]。

肠内营养素和肠道微生物代谢物等多种信号可通过直接和间接的方式调控干细胞巢内的微环境。帕内特细胞除了参与肠道先天免疫防御和ISC营养作用外，近年的研究显示，其能够感知外界营养的变化并通过分泌乳酸^[6]或环腺苷二磷酸核糖（cyclic adenosine diphosphate ribose，cADPR）^[7]，帮助Lgr5⁺ CBC响应外界代谢和营养物质变化。间充质细胞可分化为多种细胞类型，包括内皮细胞、神经细胞、平滑肌细胞及免疫细胞等，它通过分泌特定因子在维持隐窝微环境稳态和促进黏膜修复中发挥重要作用。如，表达血小板源性生长因子受体α（platelet-derived growth factor receptor α，PdgfRα）、叉头框蛋白L1（forkhead box L1，Foxl1）或胶质瘤相关癌基因锌指蛋白1（glioma-associated oncogene 1，Gli1）的间充质细胞均分泌Wnt信号通路蛋白和特异性顶部盘状底板反应蛋白3（roofplate-specific spondin 3，RSPO3）^[8-10]，而表达CD34的间充质细胞则分泌Wnt2b、RSPO1及骨形态发生拮抗蛋白1（gremlin 1，GREM1），共同维持微环境稳态，并有助于促进肠道炎症及损伤后的修复^[11]。表达瘦素受体的间充质细胞则能感知饮食变化，通过调节细胞群数量及分泌胰岛素样生长因子，在高脂饮食或禁食后影响ISC及祖细胞的增殖和再生能力^[12]。高脂饮食中的脂肪酸也能直接进入ISC，激活其Wnt信号通路，增强ISC的增殖能力^[1-2]。

干细胞是一群具有自我更新和多向分化潜能的细胞。20世纪50年代，人们就已经认识到ISC位于肠道隐窝中，但并未明确ISC特征细胞群。20世纪70年代，研究人员通过氚标记胸腺嘧啶核苷（tritiated thymidine，³H-TdR）掺入法，在+4位置（位于隐窝基底部上方第4个帕内特细胞的位置，下同）发现了一群被显著标记、周期进程缓慢的细胞，命名为LRC或称静息干细胞（quiescent stem cell）^[13]。2008年，研究人员使用细胞谱系示踪的方法，鉴定出+4位置干细胞的特异性标志物Bmi1^[14]。Bmi1基因属于多梳家族蛋白（polycomb group，PcG）基因家族，是多梳抑制复合体1（polycomb repressive complex 1，PRC1）成员，在十二指肠和空肠前段隐窝+4位置细胞中表达^[14]。在肠道受到辐射损伤或CBC消融后，原本静止的Bmi1⁺细胞可以快速增殖，分化出包括CBC在内的所有类型的上皮细胞，并占据完整的隐窝-绒毛结构^[15-16]。富亮氨酸的重复序列和免疫球蛋白样结构域1（leucine rich repeats and immunoglobulin like domains 1，Lrig1）等也被报道可以标记+4位置的干细胞^[17-19]。然而，近年来研究发现，+4位置的细胞同时表达较高水平的Lgr5和分泌细胞标记基因^[20]，这使得人们难以确认+4位置的细胞是否为独立于Lgr5⁺ CBC的干细胞群。

同一时期，Cheng等^[21-22]利用³H-TdR追踪发现隐窝基底部帕内特细胞之间还存在一群被轻度标记的快速增殖的CBC。为了寻找CBC是真正ISC的直接证据，Barker和Clevers^[23]在2007年利用Lgr5-EGFP-ires-CreERT2/Rosa26RlacZ小鼠模型进行谱系追踪实验，发现Lgr5可以特异性标记CBC，证实Lgr5⁺ CBC具有长期自我更新和分化成所有类型肠道上皮细胞的多向分化能力，且细胞周期较短，是参与肠稳态下肠上皮更新的真正ISC，并对通过DNA标签长期保留来识别干细胞的方法提出质疑。2009年，Sato等^[24]利用体外三维培养系统，成功将单个Lgr5⁺ CBC在体外培养成肠道类器官，进一步推动了ISC和其他成体干细胞研究的快速发展。此外，陆续发现的嗅觉调节素4（olfactomedin-domain 4，Olfm4）、Achaete-scute家族bHLH转录因子2（Achaete-scute family bHLH transcription factor 2，Ascl2）也常被用来鉴定CBC。然而，随着单细胞测序技术的进步，研究发现Lgr5⁺细胞并非单一细胞群，其中包括少量分泌细胞群，如Lgr5⁺帕内特细胞前体细胞（Paneth cell precursor）、成熟肠内分泌细胞（enteroendocrine cell）及肠道簇细胞（Tuft细胞）等^[25]。尽管如此，Lgr5作为CBC的标志物仍被广泛接受。

近年来，研究人员关注到一些早期分化的祖细胞如表达肠碱性磷酸酶（alkaline phosphate intestinal，Alpi）的吸收祖细胞、表达δ样蛋白1（Delta-like 1，Dll1）或无调性bHLH转录因子1（atonal bHLH transcription factor 1，Atoh1）的分泌祖细胞、表达溶菌酶（lysozyme 1，Lyz1）的帕内特细胞^[26-28]等，在ISC损伤之后可以经历去分化过程，逆行进入干细胞巢，逆分化成干细胞样细胞（stem-like cell），形成新的Lgr5⁺ CBC并参与组织修复再生。

2019年，Ayyaz等^[1]发现肠道稳态下存在极少量的表达簇集素（clusterin，Clu）的细胞，在肠道损伤再生时受Hippo/Yes相关蛋白（Yes-associated protein，YAP）信号调控而大量扩增，将其命名为“再生干细胞”。2024年，Malagola等^[25]进一步明确，Clu⁺细胞实际是肠道损伤后存活的ISC和早期祖细胞，而非静息干细胞。Clu编码的分泌蛋白可以标记损伤后出现的再生干细胞，其特征是能够被诱导表达胚胎样转录组。在CBC受损丢失后，Clu⁺细胞能够分化补充CBC并促进肠道再生。Clu敲除可显著抑制肠道损伤后的再生能力。区别于Lgr5⁺ CBC对Wnt信号通路的依赖，Clu⁺细胞的重编程过程主要依赖TGF和Hippo/YAP信号通路，抑制这些通路会降低Clu表达并损害肠道再生^{[1, 29]}。

2024年，Capdevila等^[2]发现在隐窝峡部有一群可以被Fgfbp1特异性标记且明显区别于Lgr5⁺ISC的细胞群，称为Fgfbp1⁺上隐窝干细胞池或峡部祖细胞。Fgfbp1⁺细胞可以在小肠上皮中稳定存在，能增殖分化成Lgr5⁺ CBC和所有类型肠道上皮细胞，参与肠道上皮稳态维持和CBC消失后的再生。Fgfbp1敲除会导致小肠缩短、隐窝结构丧失及Lgr5⁺细胞的丢失。研究人员还认为，既往所谓的“+4位置细胞”实际是Fgfbp1⁺细胞和Lgr5⁺细胞之间的转换状态^[2]。

关于ISC在隐窝内的定位主要有两种观点。一种观点是Cheng等^{[21-22, 30]}在1974年提出的“干细胞区”（stem cell zone）模型：ISC位于隐窝基底部，产生的子代细胞在+5位置附近形成各群细胞分化的共同起点。另外一种是Potten等^[31]在1978年提出的+4位置干细胞模型：ISC位于隐窝基底部+4位置，前3个细胞位置被分化成熟的帕内特细胞占据；受损的ISC会被分裂出的前2~3代的过渡扩增细胞（transit amplifying cell，TA细胞）所取代，并在恢复干性的同时回到+4位置（图 1A）。然而，由于没有特异性的ISC标志物，这两种观点一直存在争议。直到2007、2008年陆续鉴定出CBC标志物Lgr5、+4位置细胞标志物Bmi1，才逐渐形成经典的Lgr5干细胞模型^[16]。

图 1 ISC再生模型示意图 Fig 1 ISC regeneration model A: +4 position stem cell model; B: Lgr5+ stem cell model; C: Upper crypt zone stem cell model. ISC: Intestinal stem cell; Lgr5: Leucine-rich repeat containing G protein-coupled receptor 5; Fgfbp1: Fibroblast growth factor binding protein 1; TA: Transit amplifying.

Lgr5干细胞模型是理解肠道稳态维持的经典模型（图 1B）。在肠稳态情况下，Lgr5⁺ CBC每24 h分裂1次，沿隐窝-绒毛轴不断向上迁移，产生TA细胞，包括分泌系祖细胞和吸收系祖细胞。TA细胞每12 h分裂1次，并在迁移过程中不断分裂和分化。在这一迁移过程中，Lgr5的表达逐渐减少，最终在祖细胞和成熟的吸收细胞、分泌细胞中沉默表达。而在肠道损伤再生过程中，缺失的Lgr5⁺ CBC可由其他类型细胞补充^{[5, 25]}。一方面，+4位置细胞可以被激活，重新进入细胞周期，成为快速增殖的干细胞群，介导肠道损伤再生；另一方面，早期分化的祖细胞，如Alpi⁺吸收祖细胞、Dll1⁺或Atoh1⁺分泌祖细胞、Lyz1⁺帕内特细胞^[26-27]等，可以逆分化形成新的Lgr5⁺ CBC（图 1B）。

Lgr5干细胞模型作为经典模型，其调控机制已被广泛研究，其中Wnt和Notch信号通路在该模型中起着关键的调控作用。Wnt信号通路是调控ISC增殖活性的关键信号，与肠道肿瘤的发生发展密切相关。在隐窝基底部，帕内特细胞和间充质细胞通过分泌Wnt3a、Wnt6和Wnt9b等Wnt通路的配体，维持CBC的高Wnt信号微环境。研究表明，在肠道发育阶段抑制Wnt信号，如异位表达分泌型糖蛋白Dickkopf 1（DKK1)，会抑制ISC增殖，导致绒毛隐窝结构缺失和分泌细胞分化减少^[32]；相反，通过注射RSPO1激活Wnt信号可以促进小肠和结肠增长，并增加隐窝中增殖细胞及Lgr5⁺ CBC数量^[33]。Notch信号通路主要调节ISC增殖与分化命运，在肠道再生中尤为重要。CBC的Notch受体（Notch1和Notch2）与帕内特细胞分泌的配体（DLL1和DLL4）相互作用，维持CBC的增殖能力^[34]。抑制Notch信号通路会减少CBC数量并促进细胞凋亡，同时降低类器官形成的能力，但也会使祖细胞增多并提前分化为特定分泌细胞^[34–36]。在肠道损伤再生过程中，Notch通路的激活是必需的，但其激活机制并不十分清楚。Taniguchi等^[37]发现，在炎症性肠病中，Hippo信号通路的关键转录共激活蛋白YAP与Notch信号通路相互激活，促进增殖细胞群的扩增，有助于改善肠道的屏障功能。尽管如此，Notch通路的激活机制及其与其他信号的交互在损伤修复中的具体作用仍需进一步研究。

2024年，Capdevila等^[2]提出了一个新的ISC稳态和再生模型（图 1C）。Fgfbp1⁺细胞位于隐窝+4到+13区域，与Lgr5⁺ CBC共同构成肠道的双干细胞池。Fgfbp1⁺细胞具有沿着隐窝-绒毛双向分化的特点，除了可以产生所有类型的上皮细胞，还可以向下产生Lgr5⁺ CBC。这与Azkanaz等^[5]2022年观察到的由Wnt信号驱动的细胞逆行运动（Wnt-driven retrograde cell movement）现象一致，即一些远离隐窝基底部的ISC可以向下迁移成为Lgr5⁺ CBC。此外，研究人员设计了一套干性潜能的评价指标，发现具有最高干性潜能评分的Fgfbp1⁺细胞并不在具有高Wnt信号的隐窝基底部。这与传统观点并不完全一致，表明尽管Wnt信号通路对激活ISC的正常功能至关重要，但ISC干性潜能的维持可能还需要其他信号通路的协同调控^{[2, 25]}。

高脂饮食是指脂肪供能占总能量摄入30%~70%的饮食模式。长期高脂饮食可导致肥胖，并与2型糖尿病、高胆固醇血症及癌症等疾病密切相关。成年小鼠高脂饮食喂养2个月^[38]或9~14个月^[39]都能增加ISC数量。一方面，高脂饮食中的脂肪酸通过激活过氧化物酶体增殖物激活受体δ（peroxisome proliferator-activated receptor δ，PPARδ）^[39]和糖原合酶激酶3β（glycogen synthase kinase 3β，GSK-3β）磷酸化^[38]，促进Wnt通路中的β-联蛋白（β-catenin）入核，激活下游靶基因。被β-catenin激活的靶蛋白中包括了Notch信号配体JAG1和JAG2，表明Notch信号通路可能参与了高脂饮食促进ISC增殖的机制^[39]。另一方面，脂肪酸可通过增强CBC和祖细胞的脂肪酸氧化过程促进其增殖，而抑制肉碱棕榈酰基转移酶1（carnitine palmityl transferase 1，CPT1）逆转高脂饮食导致的CBC增殖能力增强^[40]。

高糖饮食是指60%~70%的能量来源于果糖、葡萄糖或蔗糖的饮食模式。果糖与葡萄糖同属六碳糖，并与胃肠道肿瘤、炎症性肠病的发生和进展密切相关^[41]。尽管学者通过体外实验发现葡萄糖可以促进小鼠肠隐窝细胞增殖^[42]，但是在小鼠体内实验中，普食+高葡萄糖饮水（13%葡萄糖溶液）喂养4周会减少CBC数量，并促进分泌细胞的分化^[43]。在机制上，葡萄糖可以降低ISC中的β-羟基丁酸水平，进而抑制Notch信号通路^[43]。已知小肠上皮细胞是果糖代谢的关键部位，然而有关果糖对ISC稳态的影响尚不清楚。2021年，Taylor等^[44]报道普食+高蔗糖饮水（25%蔗糖溶液，其中葡萄糖与果糖溶液的比例为45∶55）或普食+高果糖饮水（25%果糖溶液）喂养4周，都可以促进肠绒毛增长。进一步的机制研究发现，果糖代谢可以消耗大量ATP产生大量果糖-1-磷酸，促进脂肪酸合成，并诱导低氧诱导因子（hypoxia-inducible factor 1，HIF1）的表达，提高缺氧环境下肠上皮细胞的存活率，促进小肠腺瘤和结肠肿瘤的进展^[44-45]。

生酮饮食最早是指一种高脂、低碳水的饮食方式，具有生成大量酮体、降低胰岛素水平、以脂肪酸代谢替代糖代谢的特点。用生酮饮食喂养成年小鼠4~6周，能够使ISC产生大量β-羟基丁酸，抑制组蛋白脱乙酰酶（histone deacetylase，HDAC）的活性，减少其对Notch信号通路的抑制作用，从而增强小肠中的Notch信号，促使CBC和祖细胞数量增加^[43]。而在饮食中添加外源性酮体喂养成年小鼠2周后，可以通过抑制哺乳动物雷帕霉素靶蛋白（mammalian target of rapamycin，mTOR）信号通路，促进酮体合成的关键酶羟甲基戊二酰辅酶A合酶2（hydroxymethylglutaryl-CoA synthase 2，HMGCS2）的表达，促进肠分泌细胞分化^[46]。

禁食（fasting）是指12 h至3周不等的不摄入食物的行为。12~24 h的短期禁食是目前的常用策略，能够帮助细胞清理代谢废物和不健康细胞，改善生命质量。研究表明，禁食24 h并不会影响ISC和祖细胞的数量，但会促进ISC从血液中摄取脂肪酸，激活PPARδ信号通路，增强脂肪酸氧化，促进ISC的类器官形成和再生能力^[47]，这种促增殖效应不会增加肿瘤发生风险；而恢复进食后，可通过激活PI3K-AKT-mTORC1信号通路促进干细胞增殖，这种增殖能力的增强会增加肿瘤发生风险^[48]。当禁食超过48 h，脂肪酸氧化过程会受到抑制，ISC的数量显著减少，增殖和再生能力下降^{[12, 47]}。

限制饮食（calorie restriction）是在不减少营养摄入的基础上，减少40%能量摄入的饮食策略。限制饮食能够通过帕内特细胞促进ISC增殖，但却会抑制肠上皮细胞分化和成熟，导致绒毛缩短、祖细胞减少；在机制上，成年小鼠4~28周的限制饮食会抑制帕内特细胞中的mTORC1通路，并增加骨髓基质细胞抗原1（bone marrow stromal cell antigen 1，Bst1）基因的表达，将烟酰胺腺嘌呤二核苷酸（nicotinamide adenine dinucleotide，NAD）转化为环腺苷二磷酸核糖（cyclic ADP ribose，cADPR）^[7]。cADPR由帕内特细胞分泌，能够激活CBC中的Ca²⁺信号通路。Ca²⁺的释放进一步激活Ca²⁺/钙调蛋白依赖性蛋白激酶激酶（calcium/calmodulin-dependent protein kinase kinase，CAMKK），后者促进AMP活化的蛋白质激酶（AMP-activated protein kinase，AMPK）磷酸化和NAD依赖性去乙酰化酶sirtuin 1（SIRT1）磷酸化，进而使mTORC1通路下游的核糖体蛋白S6激酶1（ribosome protein subunit 6 kinase 1，S6K1）磷酸化，最终促进蛋白质合成和CBC增殖^[49]。

mTORC1信号通路是细胞感知能量营养状态、调控细胞代谢与生长的关键信号通路。mTORC1通过磷酸化S6K1促进核糖体蛋白S6磷酸化，推动蛋白质合成。mTORC1在ISC和帕内特细胞中均有表达，并且在mTRC1激活后，帕内特细胞通过分泌cADPR调节ISC的增殖^[49]。

线粒体作为能量代谢的中心，在调控干细胞的增殖和分化中发挥重要作用。尽管细胞的能量代谢通常受到微环境的影响，但近年来的研究发现，ISC中的能量代谢变化也能直接调控其增殖和分化命运。首先，线粒体可通过影响糖酵解和非氧化代谢程序来调节ISC的增殖与分化。ISC具有丰富的线粒体和较高的能量代谢活性，同时也具备强大的糖酵解能力。敲除己糖激酶2限制糖酵解，会同时抑制糖酵解和有氧氧化，降低ISC的能量利用，抑制ISC的类器官形成能力，并促进其向分泌细胞的分化，该过程可以通过额外补充乳酸得到逆转^[50]；敲除丙酮酸载体限制丙酮酸进入线粒体参与三羧酸循环，会导致脂肪酸氧化基因的转录增强，促使ISC增殖，而不影响其分化命运决定^[51]。其次，线粒体还可通过产生活性氧（reactive oxygen species，ROS）调节ISC的增殖和分化。肠上皮细胞中的ROS主要来自于线粒体呼吸、NADPH氧化酶（NADPH oxidase，NOX）/双氧化酶（dual oxidase，DUOX）系统及肠道微生物等内源性途径，也可以通过食物和药物等外源性途径累积^[52]。ROS会破坏肠道屏障，致使肠道通透性增加，促进胃十二指肠溃疡、炎症性肠病和胃肠道恶性肿瘤的发生、发展。ROS还能调节对氧化还原敏感的信号通路，如ROS的升高会促进p38通路的激活，加快肠上皮细胞的早期分化。最后，线粒体还可通过其融合与分裂，直接影响ISC的增殖与分化。研究表明，阻断叉头框蛋白O（forkhead box O，FoxO）或Notch通路会促进肠道隐窝细胞中线粒体的分裂，抑制ISC的增殖，并诱导杯状细胞和帕内特细胞的分化^[53]。

肠道的再生过程主要依赖存活的干细胞和祖细胞，峡部祖细胞的谱系示踪研究进一步凸显了祖细胞在肠道稳态中的重要地位，但祖细胞参与肠道再生的机制还需要进一步探索^[2]。ISC定植于由帕内特细胞和间充质细胞等构成的微环境中, 其增殖和命运决定受Wnt、Notch等信号通路和营养感应网络的协同调控。目前，以ISC为基础的再生医学在治疗肠道疾病方面尚处于早期发展阶段，加快对ISC生物学特性的研究将有望推动肠道再生医学的发展。

饮食研究聚焦于解析调节组织稳态的营养因子，探讨肠道慢性疾病中基因与环境因素之间的相互作用，为肠道慢性疾病的精准营养预防和治疗提供理论依据和饮食干预策略。营养素不仅通过mTOR等经典营养感受器调控ISC增殖和分化，也可通过Wnt、Notch信号通路发挥调节作用。短期禁食有利于激发ISC活性，而长期禁食会使ISC活性受损。长期摄入含有大量葡萄糖、果糖、脂质的现代加工食物，会诱导ISC代谢紊乱、线粒体功能障碍，影响其增殖、谱系分化和存活能力，最终破坏肠道黏膜稳态，增加肠道腺瘤等肠道疾病风险。目前，关于饮食对ISC的影响及调控作用的研究仍不够充分，所研究的营养素种类还比较有限，且缺少营养素之间相互作用效应的深入探索。此外，饮食介导的肠上皮与其他器官之间的交互作用机制仍有待进一步研究。