缺血再灌注损伤(ischemia/reperfusion injury，IRI)是临床上各系统均广泛涉及的病理生理过程，同时也是器官移植过程中既无法回避但又一直未能攻克的难题；这一过程主要涉及自由基损伤、钙超载、细胞应激以及天然免疫反应等。缺血、缺氧是IRI的始动因素，也是触发后续反应的关键枢纽。针对这些变化的外部条件，细胞会启动一系列非特异性全身反应对抗损伤，保护细胞和(或)通过细胞凋亡过程去除不能修复的细胞，最终恢复稳态；其中最直接的低氧性应激(hypoxia stress)近年来成为研究热点。缺氧直接作用于低氧感受器，激活低氧诱导因子(hypoxia-inducible factor，HIF)和相关的信号转导通路，引起细胞应答，提高机体缺氧耐受能力。然而HIF在IRI中的具体作用以及相关机制却尚未有定论，本文对此作一综述。

HIF是一种异源二聚体，主要由氧依赖的α亚基和组成型表达的β亚基构成。β亚基又称芳香烃受体核转运子(aryl hydrocarbon receptor nuclear translocator, ARNT), 在细胞内稳定表达。每个α亚基的氨基末端均含有碱性的螺旋-环-螺旋(basic-helix-loop-helix, bHLH)构型和Per/Amt/Sim(PAS)结构，是其形成异源二聚体并与DNA结合所必需的结构。α亚基的两个末端是感受缺氧信号的活性调控区域，C末端有一个富含脯氨酸-丝氨酸-苏氨酸(Pro/Ser/Thr)的氧依赖降解结构域(oxygen-dependent degradation domain，ODDD)。在整个羧基端存在2个反式激活结构域(transactivation domain，TAD)，即局部C端的C-TAD和局部N端的N-TAD^[1]。这些结构域都是调控缺氧诱导蛋白稳定、核定位和转录激活的调节域，其中C-TAD发挥精细调整作用，N-TAD为激活转录所必需。正常氧含量下，α亚基在体内的含量极少，半衰期低于5 min。α亚基的ODDD上2个位点的脯氨酸残基被HIF脯氨酸羟化酶(prolyl hydroxylase，PH)羟基化，这一信号招募泛素E3连接酶、抑癌因子VHL蛋白(von hippel-lindau protein，pVHL)、延伸因子B(elongin B)、延伸因子C(elongin C)、氯化铜、环指状蛋白(Ring-box-1)等相关成分形成复合体，最终被26S的蛋白酶体降解^[2]。在低氧条件下，脯氨酸羟化酶所依赖的α-酮戊二酸、Fe²⁺以及维生素C盐等辅助因子的改变，导致酶活性受抑制。α亚基C端天冬酰胺结合共激活因子p300/CBP在胞质内积累后转位入核，与β亚基形成稳定的二聚体，增加α亚基的稳定性。二聚体在核内与p300/CBP和RNA 聚合酶Ⅱ(RNA polymeraseⅡ)复合物共同结合在HIF基因的反应元件(HIF response element，HRE)上，激活血管内皮生长因子(vascular endothelial cell growth factor，VEGF)、促红细胞生成素(erythropoietin，EPO)、诱导型一氧化氮合酶 (induced nitric oxide synthase，iNOS)、葡萄糖转运体(glucosetransporter，GLUT)等约100种下游靶基因的转录，提升机体在缺氧条件下的耐受能力^[3]。

HIF具有3种同形α亚基(HIF-1α，HIF-2α，HIF-3α)和3种同形β亚基(Arnt1，Arnt2，Arnt3)。目前，仅有HIF-1α的研究较为透彻，且被认为与机体缺氧下的调节过程联系最为密切；相比之下HIF-3α则知之甚少。HIF-1α与HIF-2α的结构和功能均较为相似，二者在结构上的区别为，ODDD中脯氨酸残基位于HIF-1α的第402和564位，而HIF-2α是第405和531位；C-TAD中天冬酰胺残基位于HIF-1α的N端803位，而HIF-2α则是N端851位。

运用基因靶向干扰技术发现，HIF-1α^-/-小鼠胚胎致死；HIF-2α^-/-小鼠胚胎发育不良，偶有存活，但多伴有心肺成熟畸形，血管发育缺陷等^[4] 。虽然3种同形α亚基在蛋白结构域上十分相似，但其在机体表达的组织特异性不同。HIF-1α在各种组织中广泛表达，而HIF-2α只在心、肺、肾和小肠等少数实体或空腔脏器中特定表达。在细胞水平上的表达也存在差异，如在肾脏中，HIF-1α只表达在肾小管细胞，HIF-2α则表达在内皮细胞和成纤维细胞；在成神经细胞瘤中，与晚期转移和肿瘤侵袭性较相关的是HIF-2α^[5]。虽然二者具有共同的靶基因，如VEGF等，但调节的各自下游基因也不完全相同：如参与糖酵解通路中各种酶的转录水平的调节主要是受HIF-1α调控；肝脏中HIF-2α调控EPO的产生量，而HIF-1α则优先调节促凋亡因子Bcl-2^[6]。

临床上IRI的发生可见于机体各器官，首要表现为缺血缺氧。生物体氧调节极为精密，氧供给与需求失衡时，低氧成为应激源，刺激组织细胞启动低氧性应激反应，导致HIF表达增多，调控下游靶基因，改善缺血缺氧状态。

脑卒中是常见的脑血管意外，为脑部缺血或出血性损伤，血管再通后依旧有较多的并发症，且病死率和致残率高。Ran等^[7]给予新生大鼠和成年大鼠8%的低氧3 h预处理，之后再给予缺氧缺血24 h的手术干预，结果发现大鼠脑损伤症状减轻。其机制可能为前期适度的缺血缺氧导致HIF-1上调，进而带动下游靶基因VEGF、EPO、iNOS、GLUT1上调，使机体适应缺氧环境，从而减轻了损伤。Yan等 ^[8]研究发现异氟烷预处理可减轻脑IRI，其机制为HIF-1α上调, 激活Akt/mTOR/s6K信号通路。Du等^[9]报道将星形胶质细胞在高温下预处理6 h后再模拟IRI，结果发现在此种特殊诱导下，HIF-1α的表达量及结合活性均提高，继而导致细胞活性增高及损伤相关指标下降，损伤减轻。Li等^[10]将大脑皮层神经元细胞置于低氧下培养诱导HIF-1α的高表达，减轻了之后的IRI；但将HIF-1α基因敲除后并未降低这种保护作用，表明慢性缺氧预处理减轻IRI的机制可能是HIF-1α非依赖的。Stahr等^[11]通过酵母双杂交的方法发现了与PHD3相互作用的β转导素，将其编码基因命名为Morg1。Morg1正常表达时可激活PHD3，导致HIF-1α加速降解；而基因双敲Morg1时会导致胚胎致死。利用同源重组的方法产生Morg1^+/-杂合子，抑制Morg1的表达，结果发现与野生型相比，Morg1^+/-大鼠脑损伤减轻。其机制可能为ERK通路被激活，抑制了PHD3活性，导致HIF-1α、HIF-2α增多，下游靶基因表达增多，对缺氧的耐受增强。

心绞痛、心肌梗死等常见心血管内科疾病与心脏缺血缺氧关系密切。Date等^[12]发现，在大鼠心肌细胞IRI模型中过表达HIF-1α可增强机体对IRI的耐受能力。Kido等^[13]也发现在小鼠心肌梗死模型中，HIF-1α过表达缩小了梗死病灶的面积，改善了心功能。Jayachandran等^[14]在大鼠心肌缺血后再灌注阶段给予锐刺山楂提取物，同时激活Akt以及HIF-1α通路，结果大鼠表现为心肌肌酸激酶和梗死面积显著降低，心肌损伤减轻。同样，Si等^[15]在心肌IRI后使用黄芪甲苷Ⅳ，结果增强了HIF-1α和iNos的表达，改善了心肌缺血；而使用HIF-1α抑制剂可以逆转黄芪甲苷Ⅳ的保护作用，表明高表达HIF-1 α有利于心肌细胞存活。Shohet等^[16]研究认为，HIF-1α可能在心脏缺氧时主要调节糖代谢，并在心肌梗死后对诱导新生血管形成具有关键作用；而HIF-2α虽然在肝脏中间代谢物的调节上对HIF-1α起补充作用，但在心脏是否如此仍有待进一步实验验证。Hyvrinen等^[17]报道采用RNA沉默干扰PHD2的编码基因(PHD2是正常氧浓度下降解HIF主要的酶)，在心脏中可降低92%的PHD2的含量，且相比于野生型，干扰小鼠IRI后的心功能和冠脉血氧流量都较好，反映梗死面积的间接指标乳酸脱氢酶的含量也降低。Nanayakkara等^[18]采用染色质免疫共沉淀等方法进一步探讨HIF-1α保护心脏IRI的机制，结果发现HIF-1α可作为转录因子与线粒体蛋白frataxin启动子上的缺氧反应元件相互作用，增加frataxin的表达，有利于稳定线粒体的膜结构和促进心肌细胞的存活。

肝脏IRI常见于外伤、休克、肝脏肿物切除以及肝移植手术等。近来研究表明线粒体渗透性转变(mitochondrial permeability transition，MPT)在肝脏IRI中起到重要作用，能直接导致线粒体去极化、ATP合成障碍、细胞色素C释放增多^[19]。Zhong等^[20]观察发现，在肝脏IRI模型中应用PHD抑制剂EDHB，HIF-1α和血红素加氧酶1(HO-1)显著增加，MPT减少，导致线粒体去极化降低，丙氨酸氨基转移酶(alanine aminotransferase，ALT)释放减少。Kasuno等^[21]研究证实一氧化氮(NO)通过激活PI3K-Akt通路抑制PHD活性并上调HIF-1α，从而减轻IRI。Guo等^[22]也发现使用NO抑制剂左旋-N-位硝基精氨酸甲酯(N-nitro-L-arginine methylester，L-NAME)会终止NO的保护作用，进一步表明此过程是经过Akt-eNOS-NO-HIF通路实现的。此外，Guo等^[23]同时发现，在肝缺血后再灌注阶段加入人参皂苷Rb1上调NO、NOS以及HIF-1α的表达，可导致氧自由基清除增多，减轻肝IRI。而Guo等^[24]的一项2例临床研究和38例基础研究的荟萃分析也可得出相似结论，表明稳定HIF-1α的表达水平可减轻IRI，提升存活率。

肾脏的IRI常导致急性肾损伤，表现为广泛的肾小管坏死。Sutton等^[25]研究发现，采用瞬时的p53抑制剂可升高位于近端小管、集合管以及髓攀升支粗段HIF-1α的表达量，减轻肾损伤。Yang等^[26]报道给予大鼠28 d、每天15 h的间断缺氧，诱导缺氧耐受，可以增加HIF-1α的mRNA和蛋白的表达量，进而增强HIF-1α依赖的抗凋亡基因Bcl-2的表达、减少胞质中的促凋亡基因Bax和线粒体中的细胞色素C的转位，导致肾IRI程度明显减轻。HIF-1α在缺血缺氧的状态下可抑制凋亡，其致瘤倾向也有不少报道^{[27 , 28]}。Wang等^[29]通过PHD抑制剂增加HIF-1α的表达，结果使血管紧张素Ⅱ(angiotensin Ⅱ，ANG Ⅱ)的表达上调，进而增加胶原Ⅰ/Ⅲ的沉积和上调金属蛋白酶类组织抑制剂-1(tissue inhibitor of metalloproteinases 1，TIMP-1)的表达, 后者有较强的抗凋亡作用，最终导致肾脏纤维化。既往研究认为HIF-1α在肾脏IRI中起保护作用，但2007年Kojima等^[30]发现，基因敲除HIF-2α后，HIF-1α保持不变，但肾脏IRI更为严重。由此推断HIF-2α可能降低氧化应激，从而减少自由基对肾的损伤，发挥肾脏保护作用。然而，Schietke等^[31]报道解除pVHL的抑制作用后，HIF-2α增多，并参与肾纤维化、多囊肾和肾肿瘤形成。Yu等^[32]对此进一步阐释，认为早期使用PHD抑制剂会选择性地激活HIF-1α，导致纤维化相关基因结缔组织生长因子(connective tissue growth factor，CTGF)和磷酸化的Smad3表达增多，引起肾功能恶化，促使肾纤维化；晚期则主要激活HIF-2α，上调EPO和VEGF的表达，减轻慢性肾损伤。近年大量研究提示在肾脏急慢性损伤中，HIF-2α以保护作用为主。Kapitsinou等^[33]研究证实去激活HIF-2α后，肾损伤相关的标志物表达增多，其中血管细胞黏附分子-1(vascular cell adhesion molecule 1，VCAM-1)和极晚期抗原-4(very late antigen 4，VLA-4)均参与此过程。Zheng等^[34]通过利用HIF-2α基因敲除鼠模型，证实了七氟烷预处理可以增强HIF-2α的表达，减轻肾IRI。Zhang等^[35]发现短暂输尿管阻断可减轻肾IRI，这一过程主要是通过激活HIF-2α实现的。He等^[36]采用脂多糖(lipopolysaccharide，LPS)预处理减轻肾IRI损伤，其分子机制主要是内皮细胞HIF-2α升高激活NOS，导致NO合成增多，改善了再灌注后的肾微循环。

较早研究认为HIF-1α在IRI中起主要的作用，但新的证据表明HIF-2α在此过程中也发挥了重要作用。既往相关研究表明在缺血缺氧早期，机体启动代偿机制，HIF-1α、HIF-2α的表达增加，激活下游EPO、VEGF、GLUT1等靶基因转录表达，引起红细胞大量增殖、血管生成增多以及糖酵解途径增强，促进机体适应缺血缺氧的环境；若持续一定程度后缺血缺氧情况仍不能缓解，则激活核转录因子(NF-κB)转位入核，上调炎症因子以及凋亡相关基因的表达，引发凋亡，启动固有免疫，从而清除不能修复的细胞。此时HIF的持续表达将转而对机体产生有害作用。然而HIF在IRI中的具体机制与通路现在仍莫衷一是，无论是在基础还是临床方面，都有待进一步深入的研究，以期最终能寻找到特异性的药物作用靶点，从而指导临床实践。