2016, Vol. 37
2. 解放军85医院药材科, 上海 200050;
3. 第二军医大学药学院药学队, 上海 200433
2. Department of Medicine, No. 85 Hospital of PLA, Shanghai 200050, China;
3. The Pharmacy Student Team, School of Pharmacy, Second Military Medical University, Shanghai 200433, China
阿尔茨海默病(Alzheimer disease，AD)是一种中枢神经退行性疾病，通常发生于老年或老年前期，起病隐匿，进展缓慢，以记忆力减退为首发症状，逐渐累及其他认知领域，并影响日常生活和工作能力。老年斑(senile plaque，SP)和神经元纤维缠结(neurofibrillary tangle,NFT)为其主要的两大病理特征，AD患者的脑内大体可见到额、颞和顶叶的萎缩，而颞叶内侧海马旁回的萎缩最为显著[1]。该病的发病率随年龄增长而逐渐上升，且基因突变等遗传因素以及脑外伤、感染、吸烟、心理状态变化等外界因素都会增加AD的患病风险。目前针对该病的发病机制有多种学说，包括淀粉样变级联假说、tau蛋白过度磷酸化学说、神经递质功能障碍、自由基损伤学说、炎症反应等，其中血管和遗传因素在AD发病过程中发挥重要作用，但其具体作用机制并不明确，这已成为当前的研究热点。本文将结合最新文献分别阐述血管病变及遗传因素对于AD和神经退化的影响，并对可能的作用机制进行探讨。
血液是人体重要的营养供源，支持着一切生命活动，如离开血管氧供，任何生命系统都会枯竭 ，也正是因为这个原因，才有了肿瘤治疗中的“饥饿疗法”，神经系统也不例外[2]。血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor，VEGF)是一种高度特异性的生长因子，调控血管的发生与发展，然而随着研究的深入，发现其作用并不仅仅局限于血管的构建，还可能在机体的生理和病理活动中发挥重要作用[3]。
1 VEGF在AD生理和病理过程中的作用血管内皮细胞位于循环血液与血管壁内皮下组织之间，是机体代谢和内分泌器官重要的组成部分之一，其生理功能决定了血管内皮细胞参与人体多项生命活动的进行，一旦损伤或者异常，将会造成细胞因子失衡、血管活性物质生成改变、血管张力改变和大量炎性介质释放，从而引发动脉粥样硬化、血栓形成、氧化损伤、炎症反应等许多病理过程。血管新生在人体生长发育和伤口愈合中很常见，而VEGF是促进血管新生的主要因子，也是作用最强和特异性最高的血管新生调控因子。VEGF通过结合血管内皮细胞的血管内皮细胞生长因子受体1 (vascular endothelial growth factor receptor 1，VEGFR1/Flt-1)和VEGFR2(KDR/Flk-1)、淋巴内皮细胞表面的VEGFR3(Flt-4)以及最新发现的神经菌毛素受体(neuropilin)发挥生理功能，作用于血管内皮细胞时，可强烈促进其分裂、增殖、游走、迁移，从而促进血管形成，改善血管通透性[2]。VEGF也可直接作用于其他系统发挥调节作用，例如在神经系统中，VEGF可通过受体作用促进神经元的再生，对中枢神经的神经元和神经胶质细胞发挥直接的营养和保护作用，并且在神经元的迁移过程中发挥着关键性作用，可通过Flk-1信号途径对神经元发挥化学牵引作用从而引导小脑颗粒细胞迁移[3-4]。VEGF的表达受到生理病理条件下诸多因素的制约，例如缺氧条件下VEGF表达会明显增加、许多癌基因能够影响VEGF、细胞因子和炎性因子均可促进或者抑制VEGF的表达等。下面将分别通过血液系统与神经系统相关度、血管病变与AD相关度以及VEGF表达与AD相关度3个不同方面简述VEGF、血管与AD等神经退行性病变之间的关联。
1.1 神经与血管的相互作用神经和血管的分布极为相似[5]，它们都具有传入和传出通路。血管有丝状伪足，引导内皮细胞走向；神经有轴突生长锥，引导轴突生长。神经对血管的发育起到了调配作用，通过旁分泌支配血管分支和动脉分化，对血管壁和血流有调节作用；而血管则通过以VEGF为代表的生长因子给神经提供营养并且维持神经存在的微环境。一旦血管发生病变，神经也会因为环境改变而发生相应变化。美国国立神经病学与卒中研究所(National Institutes of Neurological Disorders and Stroke，NINDS)率先提出了神经血管单元(neurovascular unit，NVU)的概念，由神经元-胶质细胞-血管构成，将血管和神经的相互作用看作一个整体，更加便于研究神经系统疾病的发病机制[6]。
1.2 AD与血管性病变AD患者的局部脑血流量和脑反应性明显变化，大部分AD患者存在不同程度或不同区域的脑血流量变化，早期AD患者存在显著的脑血管反应性(cerebrovascular reactivity，CVR)降低[7]。同时，有40%～50%的AD患者易发生脑卒中，目前针对AD的治疗措施中有相当一部分与改善脑血流状态有关，说明脑部血管病变在AD发病中发挥重要作用[8]。在许多中枢神经退行性病变的临床病例中，症状尚未出现时，低VEGF引起的中枢神经组织灌注降低就已经出现，提示脑部组织低灌注很可能参与了退行性病变的发生和发展[3]。Del Bo等[9]为了研究VEGF可变性与AD风险的相关性，针对已发表的相关研究进行荟萃分析，结果显示在意大利人群中，VEGF基因启动子多态性变异增加了AD的患病风险。正常情况下，VEGF在中枢神经系统(central nervous system，CNS)的表达并不高，其主要在神经外胚层的脑室周边区表达，并且由内向外表达程度递减，呈梯度改变。但一旦发生应激损伤，神经元和胶质细胞可能会代偿性大量分泌VEGF，不但可以调节脑血管状态，而且可以保护受损神经细胞并促进其再生。而AD患者血清中VEGF含量明显低于正常人群，并与AD病程进展呈负相关；已有实验证实AD患者的免疫细胞释放的VEGF含量较正常情况偏低，并且这种免疫细胞的低VEGF释放量会对大脑血管、神经保护以及脑微血管通透性产生负面影响[10]。同时，在AD病理机制中，VEGF会与脑内β淀粉样蛋白(β-amyloid protein，Aβ)相互聚集，沉积在淀粉样蛋白斑处缓慢释放，造成病理状态下无法产生足够VEGF应对血管和神经病变[1]，提示VEGF与AD等神经退行性病变密切相关。
1.3 VEGF参与AD发病过程有关VEGF参与AD病理过程的作用机制尚不明确，但是其参与神经变性的相关发现充分证明了VEGF作为AD潜在治疗手段的意义[11]。鉴于VEGF对于神经系统的作用及血管因素对神经退行性病变的影响，可以认为VEGF可能对AD治疗具有干预作用。
1.3.1 促进血管生长AD的主要症状就是大脑皮质弥漫性萎缩、海马组织损伤和学习记忆能力下降；而VEGF最重要的生理功能就是通过与Flk-1、Flt-1和NRP1受体结合促进来源于动脉、静脉、淋巴管的内皮细胞增殖、迁移和发育，同时VEGF可通过将新生血管内巨噬细胞运输到受损部位，刺激神经内血管滋养动脉的形成[12]，改善缺血组织的血液供应，为损伤神经的恢复提供氧和营养物质，保持神经微环境稳定，从而减轻海马组织的损伤。在缺血性脑损伤病例中发现，外源性的VEGF可促使皮质微血管生成，改善神经功能缺损评分[13]，因此，VEGF表达增加血管新生被认为是大脑在特殊环境诱导的代偿性缺血耐受机制。由此，促进血管新生、增加血氧供应、减轻脑部缺血损伤也可能是VEGF对神经退行性病变加以干预的方式。
1.3.2 促神经发生及抗细胞凋亡作用研究表明，在侧脑室注射血管内皮生长因子受体酪氨酸激酶抑制剂之后，大鼠海马齿状回上由短暂缺血诱导的细胞增殖和分化为成熟神经元的过程将会减弱，这表明在再灌注早期，VEGF作用于神经而非血管[14]。一方面，神经发生(neurogenesis)是包括从神经干细胞增殖并经历均衡和不均衡性分裂成为定向祖细胞，并逐渐向功能区域迁移、不断发生可塑性变化并与其他神经元建立突触联系，从而产生神经功能的完整的过程。生理条件下，脑内的一些区域，例如海马CA1区锥体层并不存在神经元新生的现象，但是在某些缺血、损伤、萎缩等病理条件下，非神经元再生区也可以发生再生，而VEGF对神经发生具有直接或间接的促进作用，在神经的生长分化中具有重要的调控作用，其可能机制主要为以下两点：(1)刺激神经干细胞(NSCs)围绕分支毛细血管形成血管龛，而VEGF在此微环境中刺激内皮细胞释放一些诱导神经元前体细胞分化的因子，间接促进神经增殖、分化；(2)作为一种有丝分裂原，通过VEGFR2直接刺激海马等神经发生区的NSCs生长、存活和分化[15]。另一方面，在神经凋亡过程中，VEGF则通过VEGFR2/Flk-1，激活PI3K/Akt信号通路，Akt可抑制caspase-9的活性，从而抑制caspase-9依赖的细胞凋亡通路，最终减少退行性病变诱导的神经凋亡。
1.3.3 对神经系统直接营养和保护作用除了作用于神经前体细胞促使神经发生以外，VEGF同样具有神经营养和神经保护作用。在大脑皮质和黑质中，VEGF可明显提高神经元存活率以及神经突分支的形成[16]。Manoonkitiwongsa等[17]研究发现，分别以低、中、高3个剂量为大脑中动脉闭塞4 h的大鼠输注VEGF，发现低、中剂量没有诱导血管生成，但是损伤区神经元存活数量明显增加；高剂量诱导血管生成，但是没有显示神经保护作用。诸多实验证明，VEGF是一种独立于血管之外的神经保护因子，直接影响施万细胞、神经祖细胞、星形胶质细胞和小胶质细胞，VEGF可以提高上述细胞的存活率，并促进神经外胚层前体细胞的迁移和增殖[18]。有关VEGF的神经保护机制，目前认为可能包括以下三方面：(1)降低氧化应激反应，这与其生理功能息息相关。VEGF可通过还原型烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸(reduced nicotinamide adenine dinucleotide phosphate，NADPH)氧化酶依赖机制来诱导锰超氧化物歧化酶(Mn superoxide dismutase，MnSOD)，清除活性氧(reactive oxygen species，ROS)，减轻氧化损伤；同时，VEGF在内皮细胞的活动状态与内皮细胞的氧化还原状态相关[19]。(2)稳定离子通道。VEGF可以通过神经元上的膜受体Flt-1灵敏地抑制海马神经元上的外向延迟整流钾电流(outward delayed rectifier potassium currents，Ik)，从而调节离子通道，维持膜电位稳定和细胞存活[20]。(3)抑制突触传递。在缺血缺氧条件下，神经元会代偿性兴奋，从而产生兴奋毒作用，使其成为神经元死亡的主要机制。当谷氨酸能传入神经被刺激时，VEGF的存在能够显著降低海马CA3区锥体细胞和齿状回颗粒细胞的反应性[21]。VEGF可能会通过抑制神经元的兴奋性降低神经兴奋毒性来发挥神经保护作用。
因此，血管因素中VEGF通过调控血管生理状态以及直接作用于神经来影响神经的退化，可能是AD发生与发展的新的重要调控因子。而血管发生、VEGF的表达以及神经的退化都是通过遗传因素来控制的，复杂的基因调控系统包括DNA、RNA以及microRNA (miRNA)的精确表达都保证了人类体内生命活动有条不紊地进行。其中，越来越多的研究发现，miRNA的表达异常与AD有明显关联。
2 miRNA对AD的调控作用miRNA是一类分布十分广泛的内源性非编码的小分子单链RNA，长度为18～25个核苷酸，由DNA转录产生，但并不翻译蛋白质，而是与其他蛋白质编码基因的mRNA反向互补，降解靶mRNA或抑制蛋白质翻译。miRNA在多种生物的不同生物系统中都起到了关键性的作用，同时也与许多疾病相关。目前主要有4种方法来鉴定miRNA，分别是直接克隆、基因组生物信息学搜索、miRNA芯片以及人工构建内含子miRNA[22]。真核生物中miRNA的潜在应用有很多，包括基因功能的分析、miRNA功效评价、基因治疗方案设计以及抗病毒疫苗和功能缺失的转基因动物建立等。随着基因组计划的完成，将来主要的挑战是对基因功能和调控的理解，而阐述miRNA介导的基因活性调控是揭示基因调控机制的第一步。目前一些已知的疾病例如癌症、神经系统失调等都涉及到miRNA调控机制，在强大数据资源支持下，利用miRNA特异性地抑制靶基因可以作为一种简单治疗手段[23]。
2.1 miRNA在神经系统中的表达miRNA在神经系统中含量丰富，表达具有高度的保守性、时序性和组织特异性，密切参与了神经系统的发育、分化、成熟以及突触可塑性等过程，是中枢神经系统各方面发展的重要的转录后调节器。miRNA表达异常对于神经系统疾病具有重大意义。miRNA主要通过2条途径对神经系统进行干预，一方面miRNA可以与靶mRNA分子互补配对直接降解或抑制mRNA翻译，进而对神经系统进行调控；另一方面神经元受到刺激进行应答时，可通过miRNA来加速某些蛋白质合成[24]。Eda等[25]为了探讨miRNA与大脑发育的相关性，采用DNA微阵列的方式和反转录定量聚合酶链反应测定正常大鼠脑发育过程中的miRNA表达谱，发现在大鼠出生后的第1周到第4周脑内miRNA的表达会发生较大变化，其中miR-29a、miR-29b、miR34a、miR-124a、miR-127、 miR-129、miR-132以及let-7的水平在脑发育过程中逐渐上升 ，而miR-18、miR-19b、miR-20a、miR-106a、miR-130a以及miR-130b的水平却逐渐下降。这种时间特异性说明了miRNA的表达对于脑发育的调控作用，同时其在小脑、延髓、下丘脑等不同组织的分布特异性和非对称性也表明miRNA在神经特定功能中可能扮演了重要角色。目前miRNA参与神经系统发育和损伤修复的调控机制并不完全清楚，但是miRNA对于胚胎发育、增殖分化、突触塑性、髓鞘发育以及神经再生都有调控作用。
2.1.1 胚胎发育在早期和晚期的胚胎神经发育中，大量分子在时间和空间上同步工作以确保生物体的发育完整性，多种信号同步参与到胚胎组织结构中，而在众多分子中，miRNA在神经系统胚胎发育中必不可少。miRNA的作用是参与调控CNS胚层形成，是外胚层系形成的主要抑制子，其调控机制尚不明确，有学者认为是miRNA可以调控胚胎分裂球对参与这种胚层形成规范的信号的回应机制[26]。Dicer酶是一种将双链RNA切割成 19～21 bp从而负责转录后水平序列特异性的诱导基因沉默的核糖核酸内切酶，Kanellopoulou等[27]研究发现，Dicer酶基因敲除后，小鼠的胚胎干细胞即失去分化潜能，说明miRNA在胚胎发育中可能与细胞全能性息息相关。Kaspi等[28]报道miR-290~295可以选择性地在小鼠胚胎干细胞(mouse embryonic stem cells，mESCs)中高表达调节自我更新，根据miR-290~295基因缺失小鼠模型显示，miR-290~295抑制靶点为Pax-6以及外胚层发育相关基因，因此Pax-6基因敲除可部分缓解miR-290~295缺失导致的胚胎发育缺陷。let-7和miR-18家族则在规范中胚层的发育中也起到了重要作用[29]。
2.1.2 神经干细胞分化神经发育过程中，神经干细胞作为一类有分裂潜能和自我更新能力的母细胞，可在多种信号综合作用下分化成具有特定功能的神经细胞。作为目前研究最多的两种miRNA，miR-124和miR-9也在神经分化中起到了重要作用。miR-124可以通过减少PTBP1的表达和增加PTBP2的表达来促进骨髓间充质干细胞(bone marrow mesenchymal stem cells，BMMSCs)中神经细胞的分化[26]。转录因子ID2是已知的神经分化强抑制剂，Annibali等[30]研究发现，miR-9和miR-103 可直接通过编码序列以及3′非翻译区编码mRNA抑制转录因子ID2的表达。
2.1.3 突触可塑性对于分化成熟、功能完备的神经元来说，轴突和树突对靶标的准确延伸是神经元发挥功能的基础，突触的反应活性是神经元发挥功能的关键，而miRNA在神经元中的表达可能有助于成人突触功能和可塑性的控制。突触相关miRNA的主要特点包括它们在突触树突状隔间局部控制mRNA翻译的能力和神经元对其自身表达及功能的调节[31]。有研究显示在海马神经元中，miR-125b和miR-132在很大程度上对树突棘形态和突触生理机能具有相反作用，其中miR-125作用于NMDA受体亚基N2A，并且在大脑内与脆性X智力低下蛋白(fragile X mental retardation protein，FMRP)特异性相关，从而影响突触可塑性[32]。
2.1.4 髓鞘形成髓磷脂(myelin)是一层包裹在轴突外具有绝缘作用的脂质，与其他生物膜的化学组成不同，其在CNS中由少突胶质细胞(oligodendrocyte，OL)组成，而OL系从祖细胞逐渐发育为少突胶质祖细胞(oligodendrocyte progenitor cells，OPCs)，进而迁移分化成为具有髓鞘的轴突的OL[33]。Lin等[34]研究表明，miR-23a的过度表达可以增加小鼠髓鞘的厚度，应用小鼠在体研究模型分析发现，miR23a可增强OL的分化和髓鞘的合成，提示miR-23a在生成和保护健康髓鞘中具有重要作用。已知多发性硬化(multiple sclerosis，MS)的关键问题就是髓鞘修复能力减弱，研究提示MS的一个标志性改变就是血细胞中miRNA分布异常，相应的miRNA具有髓鞘修复能力，而在体实验证明这种分子的缺少将导致小鼠轴突损伤[35]。另一方面，Kornfeld等[36]研究发现MS中异常的miRNA表达会破坏OPCs分化。在正常组织中，无论是早期分化还是晚期分化，只要涉及促进细胞骨架组织以及髓鞘形成过程，miR-145表达都会显著降低。然而MS患者体内miR-145表达水平异常增高，最终发现miR-145可能通过阻止肌动蛋白组织和髓磷脂基因的表达来破坏髓鞘形成及发展。总之，miRNA分别参与了髓鞘形成的重要环节，并且对相关疾病有重要影响。
2.1.5 神经再生神经再生是神经损伤修复的关键。中枢神经轴突再生故障本质即神经元轴突延伸能力丧失，往往是由于相关基因表达故障所致，而miRNA和组蛋白修饰则是基因表达最重要的表观遗传监管机构。多数哺乳动物脊髓损伤后都会导致永久性瘫痪，而Quiroz等[37]发现，蝾螈有较强的神经修复再生能力，甚至可在完全的脊髓横断中全功能恢复，造成此差异的原因可能是蝾螈具有一组保守miRNA即miR-125b，这标志着其与哺乳动物之间的跨物种差异，也体现了miRNA的促神经再生能力。亦有研究表明miR-124参与抑制小C端域磷酸酶1(small C-terminal domain phosphatase 1，SCP1)的表达从而诱导神经发生[38]。当然并非所有miRNA都具有促进神经再生能力，Liu等[39]研究发现，miR-138是一种全新的轴突再生抑制剂，其作用靶点为一种NAD依赖型组蛋白去乙酰化酶SIRT1(sirtuin type 1)，从而抑制神经再生。与此同时，神经系统也能够感应到神经损伤刺激并作出回应，抑制miR-138，促进神经再生机制，形成反馈调节回路。
2.2 AD相关miRNA家族目前对于AD相关miRNA的研究尚浅，主要集中在建立AD患者的miRNA表达谱以寻找患者脑内异常表达的miRNA。2007年，Lukiw等[40]就已经发现与正常成人大脑相比，AD患者大脑海马区域内部分miRNA丰度不同，并且随着大脑老化程度的变化而变化。此后大量相关研究证实，AD患者脑内miR-9、miR-124、miR-125、miR-128、miR-132以及miR-219表达量均有所上升，而miR-181、miR-101、miR-15、miR-29、miR-106以及miR-107等表达活性相对下降[41-43]。miRNA相关靶点也有很多，包括BACE1、ND、CFH、APP以及NAV3等。有关AD的病因方面，miRNA也分别针对不同学说对AD进行调节，例如AD患者脑内的miR-146b表达水平下降，从而减轻对Toll样受体(Toll-like receptors,TLRs)信号的翻译抑制，导致TLR信号增强而加深固有免疫的破坏，从免疫异常学说方面促发AD[44]；而另一方面，Aβ毒性学说是AD发病的另一重要机制，Patel等[45]研究发现miR-106a可以靶向表达，抑制淀粉样前体蛋白(amyloid precursor protein，APP)的翻译，而AD患者中APP的过表达可以导致Aβ的积累，加速AD进程。
2.3 miR-137在神经系统疾病中的作用机制研究miR-137是一种脑富集的miRNA，其在神经系统中的发育以及神经退化的疾病进程中的作用并未完全阐明。有研究显示miR-137在促进胚胎神经干细胞分化、抑制细胞增殖以及生殖干细胞自我更新方面均起重要作用[46-47]。一方面miR-137可以靶向抑制RTVP-1，而RTVP-1的沉默则导致生殖干细胞的自我更新以及CXCR4的表达抑制，从而促进分化，而CXCR4的过表达则反过来抵抗RTVP-1的沉默和生殖干细胞的自我更新作用。另一方面，组蛋白赖氨酸特异性脱甲基酶-1(histone lysine-specific demethylase 1，LSD1)是miR-137的下游靶标，而LSD1是核受体TLX的转录共阻遏物，TLX则是神经干细胞自我更新的重要调节器，miR-137、LSD1和TLX共同形成一个反馈调节通路，在神经发育期间控制神经干细胞的增殖和分化。 Smrt等[48]研究发现，过表达的miR-137参与了大脑和初级神经元的树突轴突发生、表型成熟以及脊柱发育异常的补救等过程，其机制主要是通过作用于靶蛋白MIB1，而MIB1是诱导神经发育的泛素连接酶，其表达可以挽救由于MIB1过表达导致的异常表型，从而构成了一个新的诱导机制，来补救神经发育异常导致的疾病。
miR-137异常对于神经发育的影响已经明确，然而有关其在神经退行性疾病中的作用机制的报道很少，Geekiyanage等[49]发现，血清中miR-137、miR-181c、miR-9、miR-29a/b以及转录后的SPT水平都与AD发病相关。大脑中的神经酰胺可直接介导Aβ生成，而Aβ则是构成AD老年斑的核心成分，因此神经酰胺水平与AD发病具有相关性。丝氨酸棕榈酰转移酶(serine palmitoyltransferase，SPT)是神经酰胺合成过程中的第1个限速酶，而SPT是一个由丝氨酸棕榈酰长链1(SPTLC1)与SPTLC2或SPTLC3构成的异源二聚体。因此，AD患者大脑中神经酰胺的水平越高，皮质中SPCLC1和SPTLC2的蛋白表达就越高。同时，miR-137的表达与SPTLC的表达是负相关的，这构成了miR-137通过影响Aβ生成来调控AD发病的过程[50]。在成人神经干细胞中，miR-137的转录以及表观遗传是通过MeCP2和Sox2直接结合5′端调控区进行负调控的，MePC2是一种甲基化的CG序列结合蛋白，Sox是一种核心转录因子，二者可协同调控miR-137。通过miR-137抑制SPTLC1可以有针对性地减少Aβ形成，从而改善AD病程。
miR-137被认为是AD发病的潜在的生物标志物[51]，其参与调控的机制尚不清楚。目前，miR-137的重要调控作用仅在神经生长发育、老化、亨廷顿舞蹈症等神经退行性疾病以及胶质细胞瘤等神经发育异常疾病中有所报道。而负调控相关基因蛋白是miRNA最常见的调控模式，miR-137参与调控AD疾病应该是多方面、多靶点的综合作用，SPT仅是miR-137作用的通路之一，而其他作用靶点有待研究。
3 小 结AD是老年人常见的神经系统变性疾病，目前对于AD的治疗均是针对AD患者大脑病理变化提出的单一治疗方案，强调早期治疗从而改善症状并希望延缓疾病发展而非治愈。因此从AD的发病机制出发，开展有目的的新型AD治疗药物研究，在基因水平上对疾病相关因素加以干预，成为当前AD药物研究和治疗的主要方向。AD病因非常复杂，当血管内皮细胞功能发生障碍时，血管收缩和舒张平衡被打破，导致内皮细胞渗透性增加、血小板聚集、白细胞粘连、炎性因子生成、缺血、缺氧，最终发展为AD。因此，对AD患者血管危险因素进行干预可能是 AD 预防及治疗的一种新途径；而另一方面，miRNA几乎参与了每一条遗传学通路，其在神经系统的遗传调控中发挥的直接或间接作用同样不可小觑。miRNA本身并不能发挥作用，其神经系统功能作用必然是通过对靶分子的负性调控发挥的。VEGF是miRNA的众多靶分子之一，很多相关研究证明miRNA既可以作为VEGF的潜在监管机构存在，同时也可以通过调控其他的血管生成因子对血管进行干预，例如miR-16可以直接作用于VEGF的mRNA，从而在翻译水平上对VEGF进行调控[52]。
综上可知，血管和遗传因素在AD发病机制中的作用不可小觑，同时VEGF作为miRNA的靶点之一，满足成为miRNA调节神经系统作用通路的条件，那么，miRNA是否可能通过调控VEGF的表达影响血管的正常功能，进而导致脑细胞缺血，从而促发AD是应该思考的新问题。进一步探索研究miRNA-VEGF-AD之间可能存在的分子调控机制将极大地促进我们对于AD发病机制的了解，对发现新的AD治疗药物靶标、有目的地设计新型AD治疗药物具有重要的指导意义。
| [1] | YANG S P, BAE D G, KANG H J, GWAG B J, GHO Y S, CHAE C B. Co-accumulation of vascular endothelial growth factor with β-amyloid in the brain of patients with Alzheimer's disease[J]. Neurobiol Aging , 2004, 25 :283–290. DOI:10.1016/S0197-4580(03)00111-8 |
| [2] | SHIBUYA M. Vascular endothelial growth factor and its receptor system: physiological functions in angiogenesis and pathological roles in various diseases[J]. J Biochem , 2013, 153 :13–19. DOI:10.1093/jb/mvs136 |
| [3] | 陈文静, 李瑞玲, 徐高磊, 李雪, 崔占军, 邓锦波. 血管内皮细胞生长因子与神经系统发育及其病理学改变[J]. 解剖学杂志 , 2013, 36 :841–844. |
| [4] | RUIZ DE ALMODOVAR C, COULON C, SALIN P A, KNEVELS E, CHOUNLAMOUNTRI N, POESEN K, et al. Matrix-binding vascular endothelial growth factor (VEGF) isoforms guide granule cell migration in the cerebellum via VEGF receptor Flk1[J]. J Neurosci , 2010, 30 :15052–15066. DOI:10.1523/JNEUROSCI.0477-10.2010 |
| [5] | 何永志, 林斌. 血管内皮生长因子在神经系统中的作用[J]. 临床骨科杂志 , 2012, 15 :569–573. |
| [6] | MOSKOWITZ M A, GROTTA J C, KOROSHETZ W J. The NINDS stroke progress review group final analysis and recommendations[J]. Stroke , 2013, 44 :2343–2350. DOI:10.1161/STROKEAHA.113.001192 |
| [7] | YEZHUVATH U S, UH J, CHENG Y, MARTIN-COOK K, WEINER M, DIAZ-ARRASTIA R, et al. Forebrain-dominant deficit in cerebrovascular reactivity in Alzheimer's disease[J]. Neurobiol Aging , 2012, 33 :75–82. DOI:10.1016/j.neurobiolaging.2010.02.005 |
| [8] | SELKOE D J. Alzheimer's disease: genes, proteins, and therapy[J]. Physiol Revi , 2001, 81 :741–766. |
| [9] | DEL BO R, GHEZZI S, SCARPINI E, BRESOLIN N, COMI G P. VEGF genetic variability is associated with increased risk of developing Alzheimer's disease[J]. J Neurol Sci , 2009, 283 :66–68. DOI:10.1016/j.jns.2009.02.318 |
| [10] | SOLERTE S B, FERRARI E, CUZZONI G, LOCATELLI E, GIUSTINA A, ZAMBONI M, et al. Decreased release of the angiogenic peptide vascular endothelial growth factor in Alzheimer's disease: recovering effect with insulin and DHEA sulfate[J]. Dement Geriatr Cogn Disord , 2004, 19 :1–10. DOI:10.1159/000080963 |
| [11] | STORKEBAUM E, CARMELIET P. VEGF: a critical player in neurodegeneration[J]. J Clin Invest , 2004, 113 :14–18. DOI:10.1172/JCI20682 |
| [12] | 宋平平. 综述VEGF在外周神经损伤修复的作用[J]. 中外医疗 , 2013, 32 :191–192. |
| [13] | LARPTHAVEESARP A, FERRIERO D M, GONZALEZ F F. Growth factors for the treatment of ischemic brain injury (growth factor treatment)[J]. Brain Sci , 2015, 5 :165–177. DOI:10.3390/brainsci5020165 |
| [14] | ZHANG Z G, ZHANG L, TSANG W, SOLTANIAN-ZADEH H, MORRIS D, ZHANG R, et al. Correlation of VEGF and angiopoietin expression with disruption of blood-brain barrier and angiogenesis after focal cerebral ischemia[J]. J Cereb Blood Flow Metab , 2002, 22 :379–392. |
| [15] | 董漪, 董强. 血管内皮生长因子与卒中及神经系统退行性疾病[J]. 中国卒中杂志 , 2009, 4 :152–158. |
| [16] | ROSENSTEIN J M, KRUM J M, RUHRBERG C. VEGF in the nervous system[J]. Organogenesis , 2010, 6 :107–114. DOI:10.4161/org.6.2.11687 |
| [17] | MANOONKITIWONGSA P S, SCHULTZ R L, MCCREERY D B, WHITTER E F, LYDEN P D. Neuroprotection of ischemic brain by vascular endothelial growth factor is critically dependent on proper dosage and may be compromised by angiogenesis[J]. J Cereb Blood Flow Metab , 2004, 24 :693–702. |
| [18] | NOWACKA M M, OBUCHOWICZ E. Vascular endothelial growth factor (VEGF) and its role in the central nervous system: a new element in the neurotrophic hypothesis of antidepressant drug action[J]. Neuropeptides , 2012, 46 :1–10. DOI:10.1016/j.npep.2011.05.005 |
| [19] | USHIO-FUKAI M. VEGF signaling through NADPH oxidase-derived ROS[J]. Antioxid Redox Signal , 2007, 9 :731–739. DOI:10.1089/ars.2007.1556 |
| [20] | SUN G C, MA Y Y. Vascular endothelial growth factor modulates voltage-gated Na+ channel properties and depresses action potential firing in cultured rat hippocampal neurons[J]. Biol Pharm Bull , 2013, 36 :548–555. DOI:10.1248/bpb.b12-00841 |
| [21] | MCCLOSKEY D P, CROLL S D, SCHARFMAN H E. Depression of synaptic transmission by vascular endothelial growth factor in adult rat hippocampus and evidence for increased efficacy after chronic seizures[J]. J Neurosci , 2005, 25 :8889–8897. DOI:10.1523/JNEUROSCI.2577-05.2005 |
| [22] | BEREZIKOV E, CUPPEN E, PLASTERK R H. Approaches to microRNA discovery[J]. Nat Genet , 2006, 38 :S2–S7. DOI:10.1038/ng1794 |
| [23] | HENRY J C, AZEVEDO-POULY A C, Schmittgen T D. MicroRNA replacement therapy for cancer[J]. Pharm Res , 2011, 28 :3030–3042. DOI:10.1007/s11095-011-0548-9 |
| [24] | 徐瑞, 赵吉清. MicroRNA在神经元发育和可塑性中的作用[J]. 重庆医学 , 2010, 39 :2379–2381. |
| [25] | EDA A, TAKAHASHI M, FUKUSHIMA T, HOHJOH H. Alteration of microRNA expression in the process of mouse brain growth[J]. Gene , 2011, 485 :46–52. DOI:10.1016/j.gene.2011.05.034 |
| [26] | ZHAO Y, JIANG H, LIU X W, XIANG L B, ZHOU D P, CHEN J T. MiR-124 promotes bone marrow mesenchymal stem cells differentiation into neurogenic cells for accelerating recovery in the spinal cord injury[J]. Tissue Cell , 2015, 47 :140–146. DOI:10.1016/j.tice.2015.01.007 |
| [27] | KANELLOPOULOU C, MULJO S A, KUNG A L, GANESAN S, DRAPKIN R, JENUWEIN T, et al. Dicer-deficient mouse embryonic stem cells are defective in differentiation and centromeric silencing[J]. Genes Dev , 2005, 19 :489–501. DOI:10.1101/gad.1248505 |
| [28] | KASPI H, CHAPNIK E, LEVY M, BECK G, HORNSTEIN E, SOEN Y. Brief report: miR-290-295 regulate embryonic stem cell differentiation propensities by repressing Pax6[J]. Stem Cells , 2013, 31 :2266–2272. DOI:10.1002/stem.1465 |
| [29] | COLAS A R, MCKEITHAN W L, CUNNINGHAM T J, BUSHWAY P J, GARMIRE L X, DUESTER G, et al. Whole-genome microRNA screening identifies let-7 and miR-18 as regulators of germ layer formation during early embryogenesis[J]. Genes Dev , 2012, 26 :2567–2579. DOI:10.1101/gad.200758.112 |
| [30] | ANNIBALI D, GIOIA U, SAVINO M, LANEVE P, CAFFARELLI E, NASI S. A new module in neural differentiation control: two microRNAs upregulated by retinoic acid, miR-9 and -103, target the differentiation inhibitor ID2[J/OL]. PLoS One, 2012, 7: e40269. doi: 10.1371/journal. pone. 0040269 |
| [31] | Schratt G. MicroRNAs at the synapse[J]. Nat Rev Neurosci , 2009, 10 :842–849. DOI:10.1038/nrn2763 |
| [32] | EDBAUER D, NEILSON J R, FOSTER K A, WANG C F, SEEBURG D P, BATTERTON M N, et al. Regulation of synaptic structure and function by FMRP-associated microRNAs miR-125b and miR-132[J]. Neuron , 2010, 65 :373–384. DOI:10.1016/j.neuron.2010.01.005 |
| [33] | 曹婷, 杨丽君, 崔红. 微小RNA在神经系统及髓鞘发生的调节作用[J]. 首都医科大学学报 , 2012, 33 :414–418. |
| [34] | LIN S T, HUANG Y, ZHANG L, HENG M Y, PTÁČ EK L J, FU Y H, et al. MicroRNA-23a promotes myelination in the central nervous system[J]. Proc Natl Acad Sci USA , 2013, 110 :17468–17473. DOI:10.1073/pnas.1317182110 |
| [35] | JUNKER A, HOHLFELD R, MEINL E. The emerging role of microRNAs in multiple sclerosis[J]. Nat Rev Neurol , 2011, 7 :56–59. DOI:10.1038/nrneurol.2010.179 |
| [36] | KORNFELD S F. MiR-145 plays a role in oligodendrocyte differentiation by regulating cytoskeleton- and myelin-related gene expression[D]. Ottawa: University of Ottawa, 2014. |
| [37] | QUIROZ J F D, TSAI E, COYLE M, SEHM T, ECHEVERRI K. Precise control of miR-125b levels is required to create a regeneration-permissive environment after spinal cord injury: a cross-species comparison between salamander and rat[J]. Dis Model Mech , 2014, 7 :601–611. DOI:10.1242/dmm.014837 |
| [38] | VISVANATHAN J, LEE S, LEE B, LEE J W, LEE S K. The microRNA miR-124 antagonizes the anti-neural REST/SCP1 pathway during embryonic CNS development[J]. Genes Dev , 2007, 21 :744–749. DOI:10.1101/gad.1519107 |
| [39] | LIU C M, WANG R Y, JIAO Z X, ZHANG B Y, ZHOU F Q. MicroRNA-138 and SIRT1 form a mutual negative feedback loop to regulate mammalian axon regeneration[J]. Genes Dev , 2013, 27 :1473–1483. DOI:10.1101/gad.209619.112 |
| [40] | LUKIW W J. Micro-RNA speciation in fetal, adult and Alzheimer's disease hippocampus[J]. Neuroreport , 2007, 18 :297–300. DOI:10.1097/WNR.0b013e3280148e8b |
| [41] | SETHI P, LUKIW W J. Micro-RNA abundance and stability in human brain: specific alterations in Alzheimer's disease temporal lobe neocortex[J]. Neurosci Lett , 2009, 459 :100–104. DOI:10.1016/j.neulet.2009.04.052 |
| [42] | 朱浩, 赵中. MicroRNA与阿尔茨海默病[J]. 国际神经病学神经外科学杂志 , 2013, 40 :462–466. |
| [43] | SATOH J. MicroRNAs and their therapeutic potential for human diseases: aberrant microRNA expression in Alzheimer's disease brains[J]. J Pharmacol Sci , 2010, 114 :269–275. DOI:10.1254/jphs.10R11FM |
| [44] | COGSWELL J P, WARD J, TAYLOR I A, WATERS M, SHI Y, CANNON B, et al. Identification of miRNA changes in Alzheimer's disease brain and CSF yields putative biomarkers and insights into disease pathways[J]. J Alzheimers Dis , 2008, 14 :27–41. |
| [45] | PATEL N, HOANG D, MILLER N, ANSALONI S, HUANG Q, ROGERS J T, et al. MicroRNAs can regulate human APP levels[J]. Mol Neurodegener , 2008, 3 :470. |
| [46] | BIER A, GILADI N, KRONFELD N, LEE H K, CAZACU S, FINNISS S, et al. MicroRNA-137 is downregulated in glioblastoma and inhibits the stemness of glioma stem cells by targeting RTVP-1[J]. Oncotarget , 2013, 4 :665–676. DOI:10.18632/oncotarget |
| [47] | SUN G Q, YE P, MURAI K, LANG M F, LI S, ZHANG H, et al. miR-137 forms a regulatory loop with nuclear receptor TLX and LSD1 in neural stem cells[J]. Nat Commun , 2011, 2 :529. DOI:10.1038/ncomms1532 |
| [48] | SMRT R D, SZULWACH K E, PFEIFFER R L, LI X, GUO W, PATHANIA M, et al. MicroRNA miR-137 regulates neuronal maturation by targeting ubiquitin ligase mind Bomb-1[J]. Stem cells , 2010, 28 :1060–1070. DOI:10.1002/stem.431 |
| [49] | GEEKIYANAGE H, UPADHYE A, CHAN C. Inhibition of serine palmitoyltransferase reduces Aβ and tau hyperphosphorylation in a murine model: a safe therapeutic strategy for Alzheimer's disease[J]. Neurobiol Aging , 2013, 34 :2037–2051. DOI:10.1016/j.neurobiolaging.2013.02.001 |
| [50] | GEEKIYANAGE H, CHAN C. MicroRNA-137/181c regulates serine palmitoyltransferase and in turn amyloid β, novel targets in sporadic Alzheimer's disease[J]. J Neurosci , 2011, 31 :14820–14830. DOI:10.1523/JNEUROSCI.3883-11.2011 |
| [51] | GEEKIYANAGE H, JICHA G A, NELSON P T, CHAN C. Blood serum miRNA: non-invasive biomarkers for Alzheimer's disease[J]. Exp Neurol , 2012, 235 :491–496. DOI:10.1016/j.expneurol.2011.11.026 |
| [52] | DEJEAN E, RENALIER M H, FOISSEAU M, AGIRRE X, JOSEPH N, DE PAIVA G R, et al. Hypoxia-microRNA-16 downregulation induces VEGF expression in anaplastic lymphoma kinase (ALK)-positive anaplastic large-cell lymphomas[J]. Leukemia , 2011, 25 :1882–1890. DOI:10.1038/leu.2011.168 |