肿瘤防治研究  2019, Vol. 46 Issue (2): 178-182
本刊由国家卫生和计划生育委员会主管,湖北省卫生厅、中国抗癌协会、湖北省肿瘤医院主办。
0

文章信息

脊索瘤分子调控机制的研究进展
Research Advances in Molecular Regulatory Mechanism of Chordoma
肿瘤防治研究, 2019, 46(2): 178-182
Cancer Research on Prevention and Treatment, 2019, 46(2): 178-182
http://www.zlfzyj.com/CN/10.3971/j.issn.1000-8578.2019.18.0930
收稿日期: 2018-07-10
修回日期: 2018-11-16
脊索瘤分子调控机制的研究进展
梁辰 ,    杨辰龙 ,    刘晓光     
100191 北京,北京大学第三医院骨科
摘要: 脊索瘤是起源于胚胎残余脊索组织的原发性恶性肿瘤。由于脊索瘤局部侵袭性高及化疗耐受性强,其复发率较高,预后较差。虽然相关研究发现原癌基因Brachyury等多个分子参与脊索瘤发生发展,然而其病因仍不明确。脊索瘤的治疗仍然是困扰临床医生的难题。近年来,新的分子标志物iASPP、SMARCB1及信号通路PI3K/AKT等被证实与脊索瘤的发生相关。确定关键分子及信号通路,一方面有助于深入了解脊索瘤的病因及发病机制,另一方面也为研发新的靶向药物以改善脊索瘤治疗现状奠定基础。本文从目前研究较多的关键分子、信号通路及表观遗传学等方面对脊索瘤分子调控机制的研究进展进行综述。
关键词: 脊索瘤     分子     调控机制     信号通路     表观遗传学    
Research Advances in Molecular Regulatory Mechanism of Chordoma
LIANG Chen , YANG Chenlong , LIU Xiaoguang     
Department of Orthopaedics, Peking University Third Hospital, Beijing 100191, China
Corresponding author: LIU Xiaoguang,E-mail: xgliuspine@163.com .
Abstract: Chordoma is a rare primary malignant bone tumor derived from notochord remnants. Due to its strong local invasiveness and chemotherapy resistance, chordoma has a high local recurrence rate and poor prognosis. Although previous studies identified many molecules including brachyury as the oncogenes in chordoma, the pathogenesis of chordoma remains to be fully elucidated. The treatment of chordoma is still a challenge for the surgeons. In recent year, multiple novel biomarkers such as iASPP, SMARCB1 and signaling pathways like PI3K/AKT have been reported to be related with the pathogenesis of chordoma. Identifying crucial targets and signaling pathways is helpful to understand the pathogenesis of chordoma further, and lays a solid foundation to develop new drugs to improve the therapeutic effects of chordoma on the other hand. In this paper, we aim to review the recent advances in molecular regulation mechanism of chordoma.
Key words: Chordoma     Molecule     Regulatory mechanism     Signaling pathway     Epigenetics    
0 引言

脊索瘤是起源于胚胎残余脊索组织的原发肿瘤,国外数据统计其发病率约为百万分之一,占恶性骨肿瘤的1%~4%。肖建如等曾对近十年华东地区3个大型数据库中的1 209例原发性骨肿瘤数据进行分析,结果显示脊索瘤在恶性骨肿瘤中所占比例高达9.8%。该肿瘤发病年龄在50~60岁,男性多于女性,儿童罕见。组织学上,脊索瘤分为经典型,软骨型及去分化型,以经典型为主。发生部位以中轴骨、骶骨最多,其次是颅底及脊柱其他节段[1-2]。脊索瘤为低、中度恶性肿瘤,生长缓慢,起病隐匿,症状不典型,确诊时多数肿瘤体积较大,且临近结构复杂,手术切除难度高。脊索瘤对化疗不敏感,对放疗部分敏感,目前手术切除配合放疗是治疗脊索瘤的常规手段。然而,脊索瘤术后复发率较高,中位生存期6~7年,5年生存率约为65%,10年生存率约为35%[3]。虽然肿瘤的多模式治疗发展迅速,然而脊索瘤的治疗仍是困扰临床医生的难题。既往研究表明,脊索瘤的发生发展具有复杂的调控机制。近年来,有关脊索瘤分子生物学研究逐渐深入,包括Brachyury在内的多个分子、信号通路及microRNA被相继发现,脊索瘤相关靶向治疗也取得一定进展。本文主要对脊索瘤发生发展过程中关键分子、信号通路及表观遗传学等方面的最新研究进展进行综述。

关键分子及信号通路的选择,主要是将肿瘤发生的经典途径与脊索瘤的自身特点相结合,选取与脊索瘤发生高度相关的分子及信号通路进行阐述。其中,由于脊索瘤起源于胚胎残余脊索组织,所以本文重点选取了与胚胎发育异常相关的基因及通路。此外,本文选取了与细胞周期相关及肿瘤干细胞相关的关键分子。最后,对表观遗传学在脊索瘤研究中的最新进展进行了阐述。

1 关键分子 1.1 胚胎相关分子

Brachyury基因,是T-box基因家族中的一员,位于6q27区域,编码转录因子Brachyury蛋白,在胚胎发育过程中调控中胚层向脊索分化。Brachyury是近年来研究较为深入的脊索瘤标志物,其在脊索瘤诊断中具有重要价值。

目前,体外研究已证实Brachyury是脊索瘤发生的关键分子。在脊索瘤细胞系中敲低Brachyury后,细胞增殖受到显著抑制,细胞向衰老表型发展。最新研究发现,Brachyury基因及其上下游信号通路参与脊索瘤的恶性形成。在颅底脊索瘤中,激活PI3K/Akt通路可上调Brachyury的基因表达,且该通路抑制剂可显著抑制脊索瘤细胞的生长[4]。Shah等[5]发现Brachyury-YAP通路在调控脊索瘤的多能性及侵袭性方面具有重要作用。在分子诊断及预测脊索瘤预后方面,虽然Brachyury是公认的标志物,但是其表达量高低与肿瘤预后的相关性仍存在争议。最新的高通量测序及基因组学研究发现,Brachyury基因拷贝数目及SNP位点与脊索瘤预后可能存在一定相关性。Kelley等[6]前期研究表明Brachyury基因拷贝数增加是家族性脊索瘤重要的易感因素,SNP位点rs1056048及rs3816300可能与脊索瘤发病相关。Wang等[7]研究了Brachyury基因3种异构体在脊索瘤及脊索组织中的表达情况,脊索瘤组织及细胞系中长异构体表达水平最高,而长/短异构体比例在脊索瘤和脊索组织中存在明显差异。异构体差异表达是否影响脊索瘤发生发展,可能成为今后研究Brachyury基因的一个方向。

目前,脊索瘤中Brachyury基因上下游分子机制相关研究仍处于初始阶段,生物信息学预测的信号通路有待于进一步验证。构建以Brachyury为中心的网络,寻找治疗脊索瘤的有效靶点,开发应用小分子抑制剂进行治疗,可能成为脊索瘤治疗的新途径。

1.2 细胞周期相关分子

1.2.1 P53及相关蛋白

P53是维持细胞正常功能的重要调控者,当出现DNA损伤时,P53基因通过调控细胞周期阻滞及凋亡发挥抑癌作用。作为研究最为广泛的抑癌基因,超过50%的肿瘤中可见P53变异。然而,脊索瘤中有关P53基因遗传变异的研究较少,而关于P53蛋白表达水平的报道也不尽相同。早期研究表明,脊索瘤中P53表达水平与预后之间无显著相关性,P53基因在脊索瘤中无变异表现。也有研究报道,P53蛋白在脊索瘤中高表达且与患者预后不良相关。Yakkioui等[8]对25例脊索瘤标本中细胞周期相关标志物进行免疫组织化学染色,P53阳性占28%,且P53表达水平与脊索瘤细胞增殖能力及患者预后不良相关。

P53蛋白在脊索瘤中的表达水平及其与预后的相关性,需要进一步加大样本量进行检测及数据分析。P53基因作为公认的抑癌基因,在脊索瘤中未有变异发生,且表达水平增高与临床预后不良相关,提示可能存在抑制P53蛋白功能的机制,从而抑制P53对脊索瘤发生发展的调控。

鼠双微基因2(mouse double murine 2, MDM2)是一种原癌蛋白,可与P53蛋白结合,抑制P53介导的反式转录激活,并通过泛素化修饰导致P53降解,抑制其功能。MDM2基因扩增可在7%的肿瘤中检测到,而在未检测出该基因扩增的肿瘤中MDM2蛋白表达明显增多[9]。有研究报道,15%的脊索瘤中存在MDM2基因扩增。在脊索瘤中,P53的表达水平降低与MDM2过表达显著相关,也提示MDM2通过抑制P53蛋白功能,促进脊索瘤的生长[10]

P53凋亡刺激蛋白(ASPP)是通过与P53蛋白家族相互作用,调控P53家族细胞凋亡诱导功能的一类蛋白。P53凋亡刺激蛋白抑制因子(inhibitor of apoptosis stimulating protein of p53, iASPP)是ASPP家族的一员,在多种肿瘤中呈过表达状态。Ma等[11]研究表明,在脊索瘤中,iASPP高表达,且表达水平与预后不良显著相关,iASPP可促进脊索瘤的增殖、侵袭,敲低iASPP表达可以增加脊索瘤对顺铂的敏感度。

在脊索瘤中,是否存在其他抑制P53功能的蛋白、MDM2影响脊索瘤生物学功能的机制及iASPP对脊索瘤的其他作用,有待于进一步深入研究。

1.2.2 CDKN2A

P16蛋白是由CDKN2A基因编码,调控细胞周期的重要蛋白。P16主要通过阻止CDK4/cyclinD1复合体形成、抑制RB蛋白磷酸化,将细胞周期阻滞于G1期。P16是一种公认的抑癌蛋白,在多种肿瘤中低表达。早期研究报道称,CDKN2A基因在70%脊索瘤中出现同源或杂合缺失,该基因失活可能在脊索瘤发生中发挥重要作用。Liu等[12]研究发现,与软骨相比,脊索瘤中P16表达明显降低,且表达水平与肿瘤的侵袭呈负相关。Choy等[13]发现脊索瘤中CDKN2A基因位点变异导致拷贝数减少,进一步提示CDKN2A与脊索瘤发生显著相关。

1.3 肿瘤干细胞相关分子

肿瘤干细胞(cancer stem cell, CSC)是具有自我更新和多向分化功能的肿瘤细胞,在肿瘤生长、侵袭、复发等方面具有重要作用。干细胞的标志物主要包括c-myc、SSEA-1、Oct4、Klf4、Sox2、Nanog等。早期研究发现干细胞标志物在脊索瘤组织及细胞系中均表达,检测肿瘤干细胞是预测脊索瘤复发及转移的重要途径。Sox9基因在胚胎发育、器官发生、软骨分化及干细胞属性等方面具有重要作用。Chen等[14]研究发现Sox9基因在脊索瘤中高表达,且表达水平与脊索瘤预后不良相关。Sox9敲低后,不仅抑制了脊索瘤的生长和侵袭,促进凋亡、导致细胞周期阻滞,还可引起干细胞标志物Nanog、c-myc的表达降低,提示Sox9可作为脊索瘤诊断及治疗的靶点。寻找影响脊索瘤中肿瘤干细胞表型的分子,通过抑制肿瘤干细胞活性治疗脊索瘤,可能成为今后研究的方向。

1.4 其他分子

SMARCB1基因又名INI1/SNF5,编码INI1蛋白,被认为是抑癌基因。该基因在非典型畸胎瘤及横纹肌肉瘤中缺失。Li等[15]研究表明,SNF5低表达与颅底脊索瘤预后不良相关。Antonelli等[16]最新报道,8例儿童脊索瘤病例中,4例出现SMARCB1/INI1表达缺失,并发现3个新致病突变位点,提示该基因与儿童脊索瘤相关。Owosho等[17]发现在去分化脊索瘤中,存在大量SMARCB1/INI1表达缺失。Cha等[18]报道了2例去分化儿童脊索瘤病例SMARCB1/INI1阴性表达,其中1例存在SMARCB1/INI1基因缺失。去分化脊索瘤罕见,主要侵犯儿童,预后较差,SMARCB1/INI1基因与去分化脊索瘤高度相关,需进一步研究该基因缺失影响去分化脊索瘤发生的具体机制,寻找治疗去分化脊索瘤的有效方法。

2 信号通路 2.1 受体酪氨酸激酶相关通路

受体酪氨酸激酶相关信号通路是细胞内外信号转导的重要途径,有助于维持正常细胞功能,同时也介导多种恶性肿瘤的发生发展。受体酪氨酸激酶主要包括表皮生长因子受体(epidermal growth factor receptor, EGFR)家族、血小板生长因子受体(platelet derived growth factor receptor, PDGFR-β)家族、肝细胞生长因子受体(hepatocyte growth factor receptor, HGFR)等。脊索瘤中,EGFR等多个受体酪氨酸激酶表达增高,PI3K/Akt/mTOR等多条信号通路处于激活状态,与脊索瘤发生关系密切。

EGFR是调控细胞生长分化的重要跨膜受体蛋白,与肿瘤的不良预后、化疗及放疗耐受等紧密相关。EGFR是脊索瘤中激活最为显著的受体酪氨酸激酶,早期研究发现EGFR促进脊索瘤发生发展,应用EGFR抑制剂治疗脊索瘤的部分药物已进入Ⅱ期临床试验,但是长期疗效有待进一步观察。Scheipl等[19]在3株脊索瘤细胞系中进行了1 097个化合物疗效的筛选,其中EGFR抑制剂sapitinib疗效最为显著。Magnaghi等[20]研究了EGFR抑制剂对肿瘤细胞增殖的抑制作用,发现阿法替尼是唯一对所有脊索瘤细胞系均具有明显抑癌作用的EGFR抑制剂,为阿法替尼进入临床试验提供了理论依据。Tosuner等[21]研究发现,编码HGFR的c-MET基因与脊索瘤复发相关,可作为判断预后的标志物。

PI3K/Akt/mTOR通路是受体酪氨酸激酶相关的重要通路,该通路的激活与肿瘤发生相关,抑癌蛋白PTEN是该通路的负向调控者。Chen等[22]探讨了骶骨脊索瘤中PTEN和mTOR的表达水平与预后的相关性,发现两者表达与肿瘤的局部侵袭相关,可作为脊索瘤治疗的潜在靶点。Wu等[23]对颅底脊索瘤骨侵袭的蛋白质组学研究表明,PTEN与骨侵袭的程度相关,PI3K/Akt/mTOR通路也与骨侵袭相关。

Hu等[24]研究发现另一条重要的受体酪氨酸激酶通路FGFR/MEK/ERK可以与Brachyury作用,预测该通路可以作为治疗脊索瘤的新靶点。总的来说,虽然与脊索瘤相关受体酪氨酸激酶较多,但是针对脊索瘤治疗的有效靶点仍然欠缺,构建RTKs与Brachyury等分子之间的信号网络,研发针对多个靶点及通路的复合药物,可能成为改善脊索瘤化疗耐受的重要方式。

2.2 Sonic Hedgehog(SHH)通路

Hedgehog基因最早是在果蝇中发现的,因其突变导致果蝇胚胎覆盖尖齿,形似刺猬而得名。Hedgehog家族主要包括:SHH、Desert Hedgehog和Indian Hedgehog。Hedgehog通路不仅在人胚胎发生中起重要作用,而且在多种肿瘤中激活,然而在脊索瘤中相关研究较少。SHH是Hedgehog家族中研究最为广泛的分子,被认为参与椎体的发育[3]。SHH是SHH通路的启动子,SHH与其受体PTCH1结合后,解除了PTCH1对蛋白的抑制,激活下游效应分子Gli1、Gli2、Gli3等[25]。Cates等[26]研究发现,在一组28例脊索瘤标本中,96%存在SHH高表达,82%存在PTCH1受体的阳性表达,而PTCH1受体正是SHH的下游分子。在脊索瘤中,尚缺乏SHH通路其他下游分子,如SMO、Gli1、GLli2、Gli3等的研究,SHH是否能够成为脊索瘤的治疗靶点,还有待于进一步探讨。

2.3 Wnt通路

大量研究表明,Wnt通路参与多种肿瘤的发生发展。β-cantenin是Wnt通路中的关键分子,其在胞核内积聚是肿瘤细胞发生的重要表现。个体发育过程中,Wnt通路在维持脊索功能中具有重要作用,通过干扰β-cantenin阻断Wnt通路后,脊索功能发生障碍。有关细胞黏附分子在脊索瘤中表达的研究发现,β-cantenin与脊索瘤的组织结构形成及维持相关,可能作为脊索瘤诊断的标志物。早期针对细胞黏附分子的1项16例脊索瘤研究发现,37.5%存在β-cantenin膜表达。Chen等[27]的最新研究发现,在脊索瘤中microRNA185-5p可以通过Wnt信号通路发挥作用。以上研究结果提示,Wnt通路可能在脊索瘤发生发展中扮演重要角色,需深入研究Wnt通路中关键分子的表达水平及调控作用。

3 表观遗传学

表观遗传学是指在不改变基因序列的基础上,通过DNA甲基化及非编码RNA等修饰改变基因表达的过程。近年来,表观遗传学研究是肿瘤学研究的热点领域。

3.1 DNA甲基化

DNA甲基化是不改变DNA序列,通过甲基化进行DNA化学修饰。目前研究表明,特定基因的DNA甲基化及去甲基化与肿瘤发生具有密切关系。早期研究发现,20余个甲基化及去甲基化的基因可能与脊索瘤发生相关。Marucci等[28]探讨了颅底脊索瘤中DNA修复蛋白O6-甲基鸟嘌呤DNA甲基转移酶(O-6-methylguanine-DNA methyltransferase, MDMT)的甲基化状态,发现在复发脊索瘤中MDMT基因启动子存在甲基化。Alholle等[29]对复发及未复发的脊索瘤进行全基因组甲基化分析,初步确定了一系列与脊索瘤有关的甲基化位点。了解脊索瘤中基因甲基化水平,有助于深入理解脊索瘤的发生机制,挖掘肿瘤相关的分子标志物。

3.2 非编码RNA

非编码RNA(noncoding RNA, ncRNA)主要包括微小RNA(microRNA)、环状RNA(circular RNA, cirRNA)、长链非编码RNA(long non-coding RNA, lncRNA)等。越来越多的研究表明,非编码RNA参与肿瘤生物学功能的调控。目前,与脊索瘤相关的非编码RNA研究集中在microRNA。microRNA是一类非编码小RNA,通过与目的基因序列特异性结合参与转录后基因表达的调控。miR-1是最早被发现的、在脊索瘤组织、细胞系中下调最为显著的microRNA,其表达增高可抑制脊索瘤细胞生长。随后,Osaka等[30]研究证实,miR-1通过下调slug表达抑制脊索瘤的增殖、转移及侵袭。Zhang等[31]发现miR-608可靶向调控EGFR、Bcl-xL。miR-34a可靶向调控MET,抑制脊索瘤的增殖和侵袭,促进脊索瘤的凋亡。microRNA中,与脊索瘤预后及肿瘤发生相关的还有miR-185-5p、miR-219-5p、miR-1237-3p、miR-155等[27, 32-34]。总的来说,虽然脊索瘤相关microRNA研究层出不穷,然而一方面鲜有相同的差异microRNA报道,另一方面针对microRNA调控脊索瘤关键分子的功能研究尚缺乏,差异microRNA作用有待进一步研究证实。除此之外,lncRNA、cirRNA等非编码RNA是目前肿瘤领域的热点话题,而在脊索瘤中尚无相关研究,今后可以通过高通量测序筛选肿瘤及对照组间差异lncRNA及cirRNA,建立其调控上下游分子的交互信号网络,探讨其影响脊索瘤生物学功能的机制。

4 问题与展望

近年来,有关脊索瘤分子调控机制的研究取得了一定进展,为脊索瘤的体内外研究奠定了基础。虽然多个潜在的治疗靶点及关键通路相继被发现,但脊索瘤的有效治疗仍任重道远。探讨lncRNA及cirRNA等非编码RNA在脊索瘤中的作用、寻找影响肿瘤干细胞表型的分子,进一步构建脊索瘤发生发展的调控网络,是改善目前脊索瘤诊治困难的重要途径。总体上,我们对脊索瘤的病因及发病机制了解甚微,且治疗脊索瘤困难重重,深入研究脊索瘤的发病机制,研发新的治疗方法,是未来研究的一个重要方向。

作者贡献

梁辰:负责文章的撰写及修改; 杨辰龙:负责初稿的修改; 刘晓光:负责确立文章的主题、基本框架、文章的审阅修改

参考文献
[1] Walcott BP, Nahed BV, Mohyeldin A, et al. Chordoma: current concepts, management, and future directions[J]. Lancet Oncol, 2012, 13(2): e69–76. DOI:10.1016/S1470-2045(11)70337-0
[2] Zhou Z, Wang X, Wu Z, et al. Epidemiological characteristics of primary spinal osseous tumors in Eastern China[J]. World J Surg Oncol, 2017, 15(1): 73. DOI:10.1186/s12957-017-1136-1
[3] Yakkioui Y, van Overbeeke JJ, Santegoeds R, et al. Chordoma: the entity[J]. Biochim Biophys Acta, 2014, 1846(2): 655–69.
[4] Otani R, Mukasa A, Shin M, et al. Brachyury gene copy number gain and activation of the PI3K/Akt pathway: association with upregulation of oncogenic Brachyury expression in skull base chordoma[J]. J Neurosurg, 2018, 128(5): 1428–37.
[5] Shah SR, David JM, Tippens ND, et al. Brachyury-YAP Regulatory Axis Drives Stemness and Growth in Cancer[J]. Cell Rep, 2017, 21(2): 495–507. DOI:10.1016/j.celrep.2017.09.057
[6] Kelley MJ, Shi J, Ballew B, et al. Characterization of T gene sequence variants and germline duplications in familial and sporadic chordoma[J]. Hum Genet, 2014, 133(10): 1289–97. DOI:10.1007/s00439-014-1463-z
[7] Wang K, Hu Q, Wang L, et al. T gene isoform expression pattern is significantly different between chordomas and notochords[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2015, 467(2): 261–7. DOI:10.1016/j.bbrc.2015.09.178
[8] Yakkioui Y, Temel Y, Creytens D, et al. A comparison of cell-cycle markers in skull base and sacral chordomas[J]. World Neurosurg, 2014, 82(1-2): e311–8. DOI:10.1016/j.wneu.2013.01.131
[9] Mendoza M, Mandani G, Momand J. The MDM2 gene family[J]. Biomol Concepts, 2014, 5(1): 9–19.
[10] Naka T, Boltze C, Kuester D, et al. Alterations of G1-S checkpoint in chordoma: the prognostic impact of p53 overexpression[J]. Cancer, 2005, 104(6): 1255–63. DOI:10.1002/(ISSN)1097-0142
[11] Ma Y, Zhu B, Liu X, et al. iASPP overexpression is associated with clinical outcome in spinal chordoma and influences cellular proliferation, invasion, and sensitivity to cisplatin in vitro[J]. Oncotarget, 2017, 8(40): 68365–80.
[12] Liu JQ, Zhang QH, Wang ZL. Clinicopathological significance of p16, cyclin D1, Rb and MIB-1 levels in skull base chordoma and chondrosarcoma[J]. World J Otorhinolaryngol Head Neck Surg, 2015, 1(1): 50–6. DOI:10.1016/j.wjorl.2015.09.005
[13] Choy E, MacConaill LE, Cote GM, et al. Genotyping cancer-associated genes in chordoma identifies mutations in oncogenes and areas of chromosomal loss involving CDKN2A, PTEN, and SMARCB1[J]. PLoS One, 2014, 9(7): e101283. DOI:10.1371/journal.pone.0101283
[14] Chen H, Garbutt CC, Spentzos D, et al. Expression and Therapeutic Potential of SOX9 in Chordoma[J]. Clin Cancer Res, 2017, 23(17): 5176–86. DOI:10.1158/1078-0432.CCR-17-0177
[15] Li M, Zhai Y, Bai J, et al. SNF5 as a prognostic factor in skull base chordoma[J]. J Neurooncol, 2018, 137(1): 139–46. DOI:10.1007/s11060-017-2706-3
[16] Antonelli M, Raso A, Mascelli S, et al. SMARCB1/INI1 Involvement in Pediatric Chordoma: A Mutational and Immunohistochemical Analysis[J]. Am J Surg Pathol, 2017, 41(1): 56–61. DOI:10.1097/PAS.0000000000000741
[17] Owosho AA, Zhang L, Rosenblum MK, et al. High sensitivity of FISH analysis in detecting homozygous SMARCB1 deletions in poorly differentiated chordoma: a clinicopathologic and molecular study of nine cases[J]. Genes Chromosomes Cancer, 2018, 57(2): 89–95. DOI:10.1002/gcc.v57.2
[18] Cha YJ, Hong CK, Kim DS, et al. Poorly differentiated chordoma with loss of SMARCB1/INI1 expression in pediatric patients: A report of two cases and review of the literature[J]. Neuropathology, 2018, 38(1): 47–53.
[19] Scheipl S, Barnard M, Cottone L, et al. EGFR inhibitors identified as a potential treatment for chordoma in a focused compound screen[J]. J Pathol, 2016, 239(3): 320–34. DOI:10.1002/path.4729
[20] Magnaghi P, Salom B, Cozzi L, et al. Afatinib is a new therapeutic approach in chordoma with a unique ability to target EGFR and Brachyury[J]. Mol Cancer Ther, 2018, 17(3): 603–13. DOI:10.1158/1535-7163.MCT-17-0324
[21] Tosuner Z, Bozkurt SU, Kilic T, et al. The Role of EGFR, Hepatocyte Growth Factor Receptor (c-Met), c-ErbB2(HER2-neu) and Clinicopathological Parameters in the Pathogenesis and Prognosis of Chordoma[J]. Turk Patoloji Derg, 2017, 33(2): 112–20.
[22] Chen K, Mo J, Zhou M, et al. Expression of PTEN and mTOR in sacral chordoma and association with poor prognosis[J]. Med Oncol, 2014, 31(4): 886. DOI:10.1007/s12032-014-0886-7
[23] Wu Z, Wang L, Guo Z, et al. Experimental study on differences in clivus chordoma bone invasion: an iTRAQ-based quantitative proteomic analysis[J]. PLoS One, 2015, 10(3): e119523.
[24] Hu Y, Mintz A, Shah SR, et al. The FGFR/MEK/ERK/brachyury pathway is critical for chordoma cell growth and survival[J]. Carcinogenesis, 2014, 35(7): 1491–9. DOI:10.1093/carcin/bgu014
[25] Choudhry Z, Rikani AA, Choudhry AM, et al. Sonic hedgehog signalling pathway: a complex network[J]. Ann Neurosci, 2014, 21(1): 28–31.
[26] Cates JM, Itani DM, Coffin CM, et al. The sonic hedgehog pathway in chordoid tumours[J]. Histopathology, 2010, 56(7): 978–9. DOI:10.1111/his.2010.56.issue-7
[27] Chen K, Chen H, Zhang K, et al. MicroRNA profiling and bioinformatics analyses reveal the potential roles of microRNAs in chordoma[J]. Oncol Lett, 2017, 14(5): 5533–9.
[28] Marucci G, Morandi L, Mazzatenta D, et al. MGMT promoter methylation status in clival chordoma[J]. J Neurooncol, 2014, 118(2): 271–6. DOI:10.1007/s11060-014-1445-y
[29] Alholle A, Brini AT, Bauer J, et al. Genome-wide DNA methylation profiling of recurrent and non-recurrent chordomas[J]. Epigenetics, 2015, 10(3): 213–20. DOI:10.1080/15592294.2015.1006497
[30] Osaka E, Yang X, Shen JK, et al. MicroRNA-1(miR-1) inhibits chordoma cell migration and invasion by targeting slug[J]. J Orthop Res, 2014, 32(8): 1075–82. DOI:10.1002/jor.v32.8
[31] Zhang Y, Schiff D, Park D, et al. MicroRNA-608 and microRNA-34a regulate chordoma malignancy by targeting EGFR, Bcl-xL and MET[J]. PLoS One, 2014, 9(3): e91546. DOI:10.1371/journal.pone.0091546
[32] Wei W, Zhang Q, Wang Z, et al. miR-219-5p inhibits proliferation and clonogenicity in chordoma cells and is associated with tumor recurrence[J]. Oncol Lett, 2016, 12(6): 4568–76. DOI:10.3892/ol.2016.5222
[33] Zou MX, Huang W, Wang XB, et al. Reduced expression of miRNA-1237-3p associated with poor survival of spinal chordoma patients[J]. Eur Spine J, 2015, 24(8): 1738–46. DOI:10.1007/s00586-015-3927-9
[34] Osaka E, Kelly AD, Spentzos D, et al. MicroRNA-155 expression is independently predictive of outcome in chordoma[J]. Oncotarget, 2015, 6(11): 9125–39.