2. 太原工业学院环境与安全工程系，山西 太原 030008
2. School of Environmented Science and Engineering, Taiyuan Institute of Technology, Taiyuan 030008, China
动脉粥样硬化(atherosclerosis，AS)是一种以巨噬细胞源性泡沫细胞形成为特征的慢性炎症性疾病[1]。巨噬细胞源性泡沫细胞的形成与胆固醇代谢密切相关[2]。巨噬细胞募集修饰后的氧化低密度脂蛋白(oxidized low-density lipoproteins，ox-LDL)，通过ox-LDL受体、A类清道夫受体(class A scavenger receptor，SRA)和CD36介导的内吞作用进入胞内，同时，游离胆固醇还可以通过细胞膜上的ATP结合盒转运体A1(ATP binding cassette transporter A1，ABCA1)和G1(ATP binding cassette transporter G1，ABCG1)，以及B类SR(SR-B1)进行反向胆固醇转运(reverse cholesterol transport，RCT)[3]，当巨噬细胞内胆固醇吸收与排出失衡时，脂质过度沉积，泡沫细胞形成。因此，调节巨噬细胞内的胆固醇代谢，是预防和治疗AS的有效方法。
柯里拉京(corilagin，Cor)，别名诃子次鞣素或鞣云实精，是一种多酚单宁酸类化合物，广泛存在于老鹳草、叶下珠、白三叶草、龙眼、余甘子等植物中[4]。现代药理研究表明，Cor具有抗肿瘤、抗AS、降血压、抗病毒、保肝等药理活性[5]。体外细胞实验研究发现，Cor可通过减轻氧化损伤或抑制血管平滑肌细胞增殖而有效抑制AS进程[6]。此外，Cor还可以通过抑制单核/巨噬细胞的TLR4信号通路，减少促炎细胞因子的释放，从而减少AS斑块的形成[7]。体内动物实验发现，Cor能明显减少家兔和小型猪AS斑块形成[8-9]。本课题组在前期研究中发现，余甘子总酚可以通过调控巨噬细胞胆固醇代谢发挥抗AS的作用[10]。Cor是余甘子中含量较高的水溶性鞣质[11]，其是否可通过调控巨噬细胞胆固醇代谢发挥抗AS机制尚未明确。
因此，本研究拟基于分子对接技术预测Cor调节胆固醇代谢的作用靶点，结合细胞实验及动物实验探讨Cor抗AS的活性及其机制。
1 材料与方法 1.1 Cor与胆固醇吸收、排出途径相关蛋白的分子对接在Pubchem数据库(https://Pubchem.ncbi.nlm.nih.gov)里输入化合物单体的名称或者CAS编号进行查询，并下载小分子3D结构的SDF文件，应用Chem3D对小分子3D结构进行MM2力场分析和能量最小化优化，并保存成mol2格式，再用Mgtools1.5.7进行处理，通过计算电荷、合并非极性氢处理及设置小分子能旋转的键并保存成pdbqt格式。从RCSB-PDB数据库(https://www.rcsb.org/)中获得靶点蛋白三维结构，运用Pymol软件，去除蛋白中的配体和水分子，提取蛋白受体的结构。运行Mgtools1.5.7进行加氢、计算电荷、合并非极性氢处理后保存成pdbqt格式文件。利用分子对接软件AutoDock Vina进行对接处理，通过Vina运算生成pdbqt文件。
1.2 细胞实验 1.2.1 药物与试剂Cor(E-0334)购自上海同田生物科技有限公司，经高效液相色谱法检测，纯度≥98%；辛伐他汀购自中国食品药品检定研究所；ox-LDL(YB-002)购自广东奕源生物科技有限公司；总胆固醇微量法检测试剂盒(total cholesterol kit，TC)(BC1985)和游离胆固醇微量法检测试剂盒(free cholesterol kit，FC)(BC1895)购自北京索莱宝生物有限公司；RNA提取试剂盒(9767)购自日本TaKaRa公司；逆转录试剂盒(A5001)和荧光定量试剂盒(LS2068)均购自美国Promega公司；油红O染料(00625)购自美国Sigma-Aldrich公司；噻唑蓝(MTT)(M8180)和5×蛋白上样缓冲液(P1041)均购自北京索莱宝生物有限公司；BCA蛋白浓度测定试剂盒(P0010)购自碧云天生物技术公司；CD36抗体(18836-1-AP)、SR-A抗体(24655-1-AP)、ABCG1抗体(13578-1-AP)和兔二抗(HRP)(SA00001-2)均购自武汉三鹰生物技术有限公司；ABCA1抗体(96292S)购自美国Cell Signaling Technology公司；GAPDH抗体(GB11002)购自武汉塞维尔公司；ECL化学发光检测试剂(BE6705-100)购自北京Easybio公司。其他试剂均为分析纯。
1.2.2 细胞来源与培养RAW264.7巨噬细胞株购自深圳豪地华拓生物科技有限公司，用含10%血清的DMEM高糖培养基于5% CO2，37 ℃恒温培养箱中培养(血清和DMEM培养基均采自Vivacell公司)。取对数生长期的细胞进行实验。
1.2.3 MTT法测定细胞增殖活性收集细胞调整密度为5×108 L-1，接种到96孔板内(100 μL/孔)，24 h后，分别加入0、15、30、60、120、240、480 μmol·L-1的Cor处理细胞2 h后，加入80 mg·L-1 ox-LDL刺激。每组设置5个复孔，24 h后，更换为100 μL培养基和20 μL MTT每孔，孵育4 h后，弃上清，加入200 μL DMSO溶解10 min，在570 nm处的吸光度，计算细胞存活率。
1.2.4 油红O染色观察细胞内脂质沉积的情况收集细胞调整密度为5×108 L-1，接种到24孔板(500 μL/孔)，24 h后分为正常组(control)、模型组(model)、Cor低剂量组(Cor-L：60 μmol·L-1 Cor)、Cor中剂量组(Cor-M：120 μmol·L-1 Cor)、Cor高剂量组(Cor-H：240 μmol·L-1 Cor)，分别加入相应剂量Cor培养2 h后，除正常组外，其余各组均加入80 mg·L-1 ox-LDL进行诱导，24 h后采用油红O染色在显微镜下观察细胞内脂质积累情况，每孔加入300 μL DMSO溶解油红染料，在358 nm读取吸光度值[12]。
1.2.5 酶法测定RAW264.7巨噬细胞内胆固醇含量收集细胞调整密度为5×108 L-1，接种到24孔板(500 μL/孔)，24 h后分为正常组(control)、模型组(model)、阳性药物组(sim：10 μmol·L-1辛伐他汀)、Cor低剂量组(Cor-L：60 μmol·L-1 Cor)、Cor中剂量组(Cor-M：120 μmol·L-1 Cor)、Cor高剂量组(Cor-H：240 μmol·L-1 Cor)，分别加入相应剂量Cor和辛伐他汀培养2 h后，除正常组外，其余各组均加入80 mg·L-1 ox-LDL进行诱导，24 h后收集细胞，按试剂盒说明书操作，并计算CE/TC的比值。当CE/TC>50%时泡沫细胞形成。
1.2.6 实时聚合酶链式反应(real-time polymerase chain reaction，q-PCR)检测RAW264.7巨噬细胞胆固醇代谢相关基因的表达收集细胞调整密度为1×109 L-1，接种到6孔板(2 000 μL/孔)，24 h后按“1.2.5”项下分组、给药以及诱导，24 h后收集细胞，按TaKaRa RNA提取试剂盒说明书提取总RNA，检测CD36、SRA、ABCA1和ABCG1基因表达。引物设计如下Tab 1。
| Gene | Forward primer(5′-3′) | Reverse primer(5′-3′) |
| CD36 | CAAGCTCCTTGGCATGGTAGA | TGGATTTGCAAGCACAATATGAA |
| SRA | TTAAAGGTGATCGGGGACAAA | CAACCAGTCGAACTGTCTTAAG |
| ABCA1 | TTAAAAACCTGGATCGGAACCAA | GCATTAGCTTCAGATTTACGGGT |
| ABCG1 | CAAGACCCTTTTGAAAGGGATCTC | GCCAGAATATTCATGAGTGTGGAC |
| GAPDH | GAAGATGGTGATGGGATTTC | GAAGGTGAAGGTCGGAGT |
收集细胞调整密度为1×109L-1，接种到6孔板(2 000 μL·孔-1)，24 h后按“1.2.5”项下分组、给药以及诱导，24 h后收集细胞，按说明书提取蛋白，进行CD36、SRA、ABCA1和ABCG1蛋白含量水平检测(一抗稀释浓度为：1∶1 000；二抗稀释浓度为：1∶5 000)。
1.3 动物实验 1.3.1 材料与试剂8周龄雄性ApoE-/-小鼠48只，体质量(18.0±2.0)g，购自斯贝福(北京)生物技术有限公司，质量合格证号：110324211104241 277，许可证号：SCXK(京)2019-0010；小鼠氧化三甲胺(Trimetlylamine oxide，TMAO)酶联免疫分析试剂盒(MM-0794R1)购自中国武汉酶免公司；Movat五色套染染色液(G3700)购自北京索莱宝生物科技有限公司；10% 中性多聚甲醛(DF0128)购自北京雷根生物技术有限公司。
1.3.2 分组及给药48只ApoE-/-小鼠适应性基础饲料喂养1周后，称质量后按随机数字法分为：正常组(control)、模型组(model)、阳性药物组(Atorvastatin：10 mg·kg-1)、Cor低剂量组(Cor-L：15 mg·kg-1)、Cor中剂量组(Cor-M：30 mg·kg-1)和Cor高剂量组(Cor-H：60 mg·kg-1)6个组，除正常组以普通饲料喂养外，其余5组喂养含脂肪21%、胆固醇0.15%的高脂饲料。同时，正常组和模型组给予0.5% 羧甲基纤维素钠生理盐水溶液灌胃，其余4组按相应药物剂量灌胃8周。
1.3.3 取材及检测指标最后一次给药结束后禁食不禁水12 h后，乙醚麻醉，眼球取血，分离血清用于TMAO水平检测；打开小鼠腹腔，剥离主动脉，保存于多聚甲醛中，用于Movat染色和脂代谢相关清道夫受体CD36和SRA的免疫荧光染色。
1.4 统计学分析数据均采用SPSS 26.0分析，用x±s表示，使用Imagepro Plus 6.0软件进行图像定量分析。多组间比较用F检验，两组间比较用t检验。
2 结果 2.1 分子对接结果如Fig 1所示，Cor与CD36(PDB：5LGD)靶点蛋白对接能量为-8.8 kcal·mol-1，分子对接结果显示配体能够通过ASN118、SER269、LYS231等氢键与蛋白受体进行分子-蛋白质相互作用；与SRA(PDB：4NZ7)靶点蛋白对接能量为-9.5 kcal·mol-1，分子对接结果显示配体能够通过TYR201氢键与蛋白受体进行分子-蛋白质相互作用；与PPARγ(PDB：4HEE)靶点蛋白对接能量为-8.4 kcal·mol-1，分子对接结果显示配体能够通过GLY343氢键与蛋白受体进行分子-蛋白质相互作用；与ABCG1(PDB：7OZ1)靶点蛋白对接能量为-8.3 kcal·mol-1，分子对接结果显示配体能够通过HIS274、GLN275、THR244氢键与蛋白受体进行分子-蛋白质相互作用。
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| Fig 1 Molecular docking results of Cor on proteins related to cholesterol absorption and excretion pathways A: CD36 molecule docking results; B: SRA molecule docking results; C: PPAR γ molecule docking results; D: ABCG1 molecule docking results |
使用MTT法检测Cor对ox-LDL诱导的RAW264.7巨噬细胞源性泡沫细胞活性的影响，如Fig 2所示，Cor干预24 h后，480 μmol·L-1 Cor明显降低细胞存活率(P＜0.01)，15-240 μmol·L-1 Cor对细胞存活率无明显影响，可选择60、120和240 μmol·L-1作为处理细胞的安全浓度。
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| Fig 2 Effect of Cor on activity of ox-LDL-induced RAW264.7 macrophage-derived foam cells (x±s, n=3) **P < 0.01 vs 0 μmol·L-1 |
用油红O染色检测Cor对ox-LDL诱导的RAW264.7巨噬细胞源性泡沫细胞内脂质沉积的影响，如Fig 3A所示，与正常组相比，模型组细胞可观察到红色脂滴明显增加，细胞部分分化；与模型组相比，Cor(120、240 μmol·L-1)明显抑制了细胞内脂滴的增加，减轻细胞分化程度。如Fig 3B所示，用异丙醇将细胞内染料洗下，在358 nm波长处检测其吸光值，对脂质含量进行定量后发现，模型组吸光值最高，Cor(120、240 μmol·L-1)吸光值呈梯度递减。
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| Fig 3 Effect of Cor on lipid deposition in ox-LDL-induced RAW264.7 macrophage-derived foam cells (x±s, n=3) A: Cell oil red O staining results (×400); B: Cell oil red O staining results were determined by enzyme-plate spectrophotometer; C: TC; D: FC; E: CE/TC. ##P < 0.01 vs control group; *P < 0.05, **P < 0.01 vs Model group |
使用酶联免疫法检测Cor对ox-LDL诱导的RAW264.7巨噬细胞源性泡沫细胞内胆固醇含量，如Fig 3C所示，模型组细胞内TC含量明显升高(P＜0.01)；如Fig 3D所示，FC含量无明显变化；如Fig 3E所示，模型组中CE/TC＞50%，表明RAW264.7巨噬细胞源性泡沫细胞建模成功。与模型组相比，阳性药物组明显降低了TC的含量(P＜0.01)，CE/TC＜50%，并且明显抑制了巨噬细胞的泡沫化(P＜0.01)，与模型组相比，Cor(60、120和240 μmol·L-1)均明显降低细胞内的TC的含量(P＜0.01)，Cor(60、120和240 μmol·L-1)中CE/TC均＜50%，表明Cor(60、120和240 μmol·L-1)均可明显抑制巨噬细胞的泡沫化(P＜0.01)。
2.2.3 Cor对ox-LDL诱导的RAW264.7巨噬细胞源性泡沫细胞内胆固醇代谢相关基因表达的影响采用RT-qPCR检测促进胆固醇代谢相关基因表达。如Fig 4所示，与正常组相比，模型组CD36和SRA的基因表达明显升高(P＜0.01)，对ABCA1和ABCG1的基因表达无明显影响。与模型组相比，阳性药明显降低了CD36和SRA的基因表达(P＜0.01或P＜0.05)，对ABCA1和ABCG1的基因表达影响不明显。与模型组相比，Cor(60、120和240 μmol·L-1)明显下调了CD36的基因表达(P＜0.01)，Cor(60 μmol·L-1)对SRA的基因表达影响不明显，Cor(120、240 μmol·L-1)明显下调了SRA的基因表达(P＜0.01)，Cor(60、120 μmol·L-1)对ABCA1和ABCG1的基因表达影响不明显，Cor(240 μmol·L-1)明显上调了ABCA1和ABCG1的基因表达(P＜0.01)。
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| Fig 4 Effects of Cor on expression of cholesterol metabolism-related genes in ox-LDL-induced RAW264.7 macrophage-derived foam cells (x±s, n=3) s A: Intracellular CD36 gene expression level; B: Intracellular SRA gene expression level; C: Intracellular ABCA1 gene expression level; D: Iintracellular ABCG1 gene expression level. ##P < 0.01 vs control group; *P < 0.05, **P < 0.01 vs model group. |
采用Western blot检测促进胆固醇代谢相关的蛋白表达。如Fig 5所示，与正常组相比，模型组SRA的蛋白表达明显升高(P＜0.05)，ABCA1和ABCG1的蛋白表达明显降低(P＜0.05)，CD36蛋白表达无明显变化。与模型组相比，阳性药明显降低了SRA的蛋白表达(P＜0.05)，CD36、ABCA1、ABCG1的蛋白表达无明显变化。与模型组相比，Cor(120、240 μmol·L-1)明显下调了SRA的蛋白表达(P＜0.05或P＜0.01)，Cor(240 μmol·L-1)明显上调了ABCA1和ABCG1的蛋白表达(P＜0.05)。
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| Fig 5 Effects of Cor on expression of cholesterol metabolism-related proteins in ox-LDL-induced RAW264.7 macrophage-derived foam cells (x±s, n=3) A: Expression level of intracellular CD36, SRA1, ABCA1 and ABCG1 protein; B: The intracellular CD36 protein levels were quantified. #P < 0.05 vs control group; *P < 0.05, **P < 0.01 vs model group. |
如Fig 6所示，正常组主动脉根部血管结构完整，未见明显病变；模型组内膜明显增厚且有大量的泡沫细胞堆积，血管结构被破坏，说明造模成功；阳性药物组与Cor给药组主动脉根部内膜和血管结构均有不同程度改善，泡沫细胞减少。
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| Fig 6 Effect of Cor on ApoE-/- mice aortic root (x±s, n=8) |
如Fig 7所示，与正常组相比，模型组小鼠血清中的TMAO含量明显升高(P＜0.01)，与模型组相比，阳性药明显降低了小鼠血清中的TMAO含量(P＜0.01)，Cor(30、60 mg·kg-1)明显降低了小鼠血清中的TMAO含量(P＜0.05或P＜0.01)。
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| Fig 7 Effect of Cor on serum TMAO level in ApoE-/- mice (x±s, n=8) ##P < 0.01 vs Control group; *P < 0.05, **P < 0.01 vs model group. |
如Fig 8所示，与模型组相比，阳性药物组主动脉根部斑块中CD36表达水平均明显下调(P＜0.01)，SRA表达水平不明显，Cor(15、30和60 mg·kg-1)都明显降低了主动脉根部斑块中CD36、SRA的蛋白表达水平(P＜0.05或P＜0.01)。
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| Fig 8 Effect of Cor on immunofluorescence staining of atherosclerotic plaques in ApoE-/- mice (x±s, n=8) A: Immunofluorescence staining of CD36 within the plaque; B: Immunofluorescence staining of SRA within the plaque; C: Quantification of CD36 immunofluorescence staining within the plaques; D: Quantification of SRA immunofluorescence staining within the plaques. *P < 0.05, **P < 0.01 vs model group. |
动脉壁膜内巨噬细胞中的脂质过度沉积，是引起AS病变的重要原因之一。脂质的沉积与胆固醇的吸收和排出异常密切相关。研究表明，巨噬细胞内75%~90%胆固醇的吸收受SRA和CD36调控[13]，胆固醇的排出依赖于ATP驱动泵调控。ABCA1和ABCG1作为一类常见的ATP驱动泵的ABC超家族，被认为是该过程最关键的调节蛋白，两者相互配合共同完成巨噬细胞胆固醇的RCT过程[14]。同时还发现，缺乏ABCA1和ABCG1蛋白的小鼠，主动脉AS病变加重，其斑块内巨噬细胞中有过量胆固醇蓄积[15]。表明调控胆固醇代谢，是预防和治疗AS的重要途径。目前，临床现有的他汀类药物，虽然可以明显降低体内胆固醇水平，但与贝特类药物联用时会引起严重的不良反应[16]。因此，寻找可以调节胆固醇代谢的天然小分子化合物，具有重要的临床意义。
本研究基于课题组前期发现的余甘子总酚可通过调节巨噬细胞胆固醇代谢来发挥抗AS作用，应用分子对接技术筛选其中可能具有调节胆固醇代谢的活性成分，初步推测余甘子总酚中含量较高Cor为候选分子，采用细胞模型进行筛选与评价，并结合动物模型进行了活性评价和作用机制探讨。
Pymol软件是以对接能量的高低来判断结合程度的，能量值越小，与有效化合物结合的亲和力越大，Cor与清道夫受体SRA和CD36以及PPARγ和ABCG1蛋白对接能量值均低于-8 kcal·mol-1，表明该药对的调节胆固醇代谢的蛋白有很好的结合性，可调控胆固醇的吸收与排出机制。本课题组进一步用ox-LDL诱导RAW264.7巨噬细胞进行研究，结果显示，Cor可以减少巨噬细胞内的脂滴生成，在抑制巨噬细胞泡沫化的同时，降低了巨噬细胞内的胆固醇含量，提示Cor可以通过调节巨噬细胞胆固醇代谢来抑制泡沫细胞的形成。为了解Cor调节巨噬细胞胆固醇代谢的机制，本研究结合分子对接结果，从基因和蛋白层面进行了研究，实验结果表明，Cor中、高剂量(120、240 μmol·L-1)明显下调了清道夫受体SRA在巨噬细胞中的基因和蛋白表达；Cor对另一个清道夫受体CD36仅基因层面明显下调其表达，蛋白层面对其调控不明显，基因与蛋白结果不一致，推测CD36在翻译转录过程中受到干扰，从而导致其表达结果有差异。广泛存在于人单核细胞中PPARγ是参与调控胆固醇外排受体ABCA1表达的重要核受体之一[17]。研究结果发现，Cor低、中剂量(60、120 μmol·L-1)均不调控ABCA1和ABCG1在巨噬细胞中的基因表达，但下调了蛋白表达，基因与蛋白结果不一致，推测ABCA1和ABCG1在翻译转录过程中受到干扰，从而导致其表达结果有差异。Cor高剂量(240 μmol·L-1)明显升高了ABCA1和ABCG1在巨噬细胞中的基因和蛋白表达，推测Cor高剂量促进胆固醇排出相关蛋白ABCA1和ABCG1的表达，基因与蛋白结果一致，提示Cor不仅可以抑制胆固醇的吸收，高剂量组还可以促进胆固醇的排出。为明确Cor对胆固醇吸收抑制的影响，本研究采用高脂饮食诱导的ApoE-/-小鼠AS模型来研究Cor对斑块内SRA和CD36的影响。Movat染色结果发现，高脂饮食诱导8周的ApoE-/-小鼠，与正常组相比较，模型组主动脉根部出现了明显的泡沫细胞堆积及斑块，提示ApoE-/-小鼠AS模型构建成功；给予Cor中、高剂量(30、60 mg·kg-1)治疗后的小鼠主动脉根部泡沫细胞以及斑块明显减少，提示Cor有较好的抗AS作用。现代药理研究表明，TMAO可激活巨噬细胞SR-A1和CD36受体的表达，刺激对ox-LDL的摄取来促进泡沫细胞的形成[18]。本实验检测小鼠血清中的TMAO含量水平后，发现给予Cor中、高剂量(30、60 mg·kg-1)治疗后的小鼠TMAO含量水平明显下降，提示Cor可通过调节胆固醇吸收发挥抗AS作用。进一步对小鼠主动脉根部进行免疫荧光染色，发现Cor呈剂量依赖性明显下调了清道夫受体SRA和CD36表达水平，提示Cor可通过抑制胆固醇吸收，发挥抗AS作用。
综上所述，Cor能够通过抑制巨噬细胞胆固醇吸收，同时又促进巨噬细胞胆固醇排出来调节胆固醇代谢，从而抑制巨噬细胞泡沫化，减少AS斑块形成。
| [1] |
Lee-Rueckert M, Lappalainen J, Kovanen P T, et al. Lipid-Laden macrophages and inflammation in atherosclerosis and cancer: an integrative view[J]. Front Cardiovasc Med, 2022, 9: 777822. doi:10.3389/fcvm.2022.777822 |
| [2] |
Barvitenko N, Ashrafuzzaman M, Lawen A, et al. Endothelial cell plasma membrane biomechanics mediates rffects of pro-inflammatory factors on endothelial mechanosensors: vicious circle formation in atherogenic inflammation[J]. Membranes (Basel), 2022, 12(2): 205. doi:10.3390/membranes12020205 |
| [3] |
Lin Y T, Jian D Y, Kwok C F, et al. Visfatin promotes foam cell formation by dysregulating CD36, SRA, ABCA1, and ABCG1 expression in RAW264.7 macrophages[J]. Shock, 2016, 45(4): 460-8. doi:10.1097/SHK.0000000000000529 |
| [4] |
陈一燕, 陈崇宏. 柯里拉京对叔丁基过氧化氢损伤N9细胞的保护作用[J]. 中药药理与临床, 2011, 27(1): 16-8. Chen Y Y, Chen C H. Protective effects of corilagin against tert-butyl hydroperoxide-induced cytotoxicity in N9 cells[J]. Pharmacol Clin Chin Mater Med, 2011, 27(1): 16-8. |
| [5] |
Gupta A, Singh A K, Kumar R, et al. Corilagin in cancer: a critical Evaluation of anticancer activities and molecular mechanisms[J]. Molecules, 2019, 24(18): 3399. doi:10.3390/molecules24183399 |
| [6] |
Duan W, Yu Y, Zhang L. Antiatherogenic effects of phyllanthus emblica associated with corilagin and its analogue[J]. Yakugaku Zasshi, 2005, 125(7): 587-91. doi:10.1248/yakushi.125.587 |
| [7] |
Li Y, Wang Y, Chen Y, et al. Corilagin ameliorates atherosclerosis in peripheral artery disease via the Toll-like receptor-4 signaling pathway in vitro and in vivo[J]. Front Immunol, 2020, 11: 1611. doi:10.3389/fimmu.2020.01611 |
| [8] |
刘韬, 吴希军, 朱万芸, 等. Corilagin对家兔动脉粥样硬化斑块及ox-LDL损伤的血管内皮细胞TLR4表达的影响[J]. 昆明医科大学学报, 2020, 41(10): 15-20. Liu T, Wu X J, Zhu W Y, et al. Effects of Corilagin on the expression of TLR4 in atherosclerotic plaques of rabbits and ox-LDL-injured HUVEc[J]. J Kunming Med Univ, 2020, 41(10): 15-20. |
| [9] |
Tao Y, Zhang L, Yang R, et al. Corilagin ameliorates atherosclerosis by regulating MMP-1, -2, and-9 expression in vitro and in vivo[J]. Eur J Pharmacol, 2021, 906: 174200. doi:10.1016/j.ejphar.2021.174200 |
| [10] |
孟达, 邓欣, 饶高雄, 等. 余甘子总酚对RAW264.7巨噬细胞源泡沫细胞胆固醇代谢的影响研究[J]. 中药药理与临床, 2022, 38(1): 77-81. Meng D, Deng X, Rao G X, et al. Effects of total phenols of PHYLLANTHI FRUCTUS on cholesterol metabolism of RAW264.7 macrophage-derived foam cells[J]. Pharmacol Clin Chin Mater Med, 2022, 38(1): 77-81. |
| [11] |
尹可欢, 罗晓敏, 丁翼, 等. 余甘子及其活性成分肝保护作用及机制的研究进展[J]. 中草药, 2022, 53(1): 295-307. Yin K H, Lou X M, Ding Y, et al. Research progress on hepatoprotective effect and mechanism of Phyllanthus emblica and its active components[J]. Chin Tradit Herb Drugs, 2022, 53(1): 295-307. |
| [12] |
王洋, 姜允嘉, 成钟, 等. 腺苷酸基琥珀酸活化AMPK抑制肝细胞内脂质蓄积的作用机制[J]. 中国医药生物技术, 2020, 15(3): 240-8. Wang Y, Jiang Y J, Cheng Z, et al. Adenylosuccinate, a metabolite in purine salvage pathway, binds to AMP-activated protein kinase (AMPK) γ subunit and enhances the metabolic efficiency of lipid[J]. Chin Med Biotech, 2020, 15(3): 240-8. doi:10.3969/j.issn.1673-713X.2020.03.004 |
| [13] |
Moore K J, Sheedy F J, Fisher E A. Macrophages in atherosclerosis: a dynamic balance[J]. Nat Rev Immunol, 2013, 13(10): 709-21. |
| [14] |
杨安宁, 王磊, 周龙霞, 等. ABCA1、ACAT1 DNA甲基化在Hcy致THP-1单核源性泡沫细胞胆固醇流出中作用研究[J]. 中国药理学通报, 2014, 30(3): 340-4. Yang A N, Wang L, Zhou L X, et al. Effects of Hcy on cholesterol efflux of THP-1 monocyte-derived foam cells and mechanism of ABCA1 and ACAT1 DNA methylation regulation[J]. Chin Pharmacol Bull, 2014, 30(3): 340-4. |
| [15] |
Westerterp M, Tsuchiya K, Tattersall I W, et al. Deficiency of ATP-binding cassette transporters A1 and G1 in endothelial cells accelerates atherosclerosis in mice[J]. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2016, 36(7): 1328-37. |
| [16] |
王寅州. 分析他汀类药与其他药物联用时所致不良反应的特点及合理用药措施[J]. 中国医药指南, 2021, 19(29): 31-3. Wang Y Z. Analyze the characteristics and rational drug use measures of adverse reactions caused by statin combined with other drugs[J]. Guide China Med, 2021, 19(29): 31-3. |
| [17] |
唐尚书, 唐朝克. ABCA1调控与动脉粥样硬化[J]. 生理科学进展, 2022, 53(1): 7-13. Tang S S, Tang C K. Regulation of ABCA1 and atherosclerosis[J]. Prog Phy Sci, 2022, 53(1): 7-13. |
| [18] |
李轶男, 裴汉军. 氧化三甲胺促进动脉粥样硬化的研究进展[J]. 心血管病学进展, 2022, 43(6): 542-6. Li Y N, Pei H J. Trimethylamine NO-xide promoting atherosclerosis[J]. Adv Cardiovasc Dis, 2022, 43(6): 542-6. |