2. 湖北科技学院 临床医学院，湖北 咸宁 437100
2. Hubei University of Science and Technology, Clinic Medical College, Xianning, Hubei 437100, China
近年来，由于人口的增长和老龄化，心脏疾病的发病率不断升高，防治心脏疾病已经成为国家社会共同面对的巨大问题。全球每年死于心脏疾病人数约350万人。心脏疾病是美国的十大死因之首[1]。心肌病是心脏疾病的一种，给社会和个人带来了极大的健康威胁和经济负担，因此，寻找防治心肌病治疗的靶点和途径刻不容缓。现发现很多因素参与心肌病发生、发展，目前认为RNA结合基序蛋白20(RNA-binding motif protein 20，RBM 20)与心肌病密切相连。本文主要围绕近年来RBM 20调控机制的研究进行综述。
1 RBM 20的结构与功能RBM 20由14个外显子组成，编码具有原型RNA识别基序1(RRM-1)的RNA结合基序蛋白20，在横纹肌尤其是心肌中高度表达[2]。RBM 20蛋白含有其他剪接因子常见的典型结构域，包括富含脯氨酸、谷氨酸的结构域，原型核糖核酸识别基序(prototypical ribonucleic acid recognition motif，RRM)，富含精氨酸/丝氨酸的结构域(arginine/serine-rich domain，RS)和U1锌指结构域。其中，RRM和RS是两个高度保守的功能结构域，对于蛋白质的核保留是必需的[3]。日益认为RBM 20结构的变化与心脏疾病密切相关。RBM 20中鉴定出第1个突变涉及肌联蛋白(Titin)的选择性剪接。近几年，陆续发现多种基因突变，突变热点发生在RRM和RS结构域：V535I、R634Q、R634W、S635A、R636C、R636H、R636S、S637G、P638L，以及突变热点外的富含谷氨酸结构域：E913K以及位于外显子9的R716Q。RBM 20突变可能导致RBM 20蛋白错误折叠，并干扰其与目标RNA序列结合的能力，也可能干扰RBM 20的核定位[4-5]。
选择性剪接在心脏适应性反应中起主要作用，剪接因子序列的改变或突变导致的基因产物的错误剪接，是多种人类遗传疾病的根本原因。研究表明，RBM 20对RNA剪接体的形成和选择性剪接起调控作用。剪接体是在剪接过程中从转录前体信使RNA(RNA precursors，pre-mRNAs)中去除内含子的核糖核蛋白复合物。RBM 20直接调节心脏依赖的RNA加工转录因子，影响下游基因的表达模式，从而导致心脏疾病[6]。RNA测序表明，RBM 20选择性剪接与心肌病、离子稳态和肌节生物学密切相关的31个基因具有关联性。最近的一项研究表明，在大鼠心脏组织中，有18个基因直接与RBM 20结合，并受RBM 20选择性剪接，在这些基因中，RBM 20对Titin、钙/钙调蛋白调节激酶Ⅱδ(Ca2+/calmodulin-dependent kinase Ⅱδ，CaMKⅡδ)、钙离子通道基因CACNA1C、横纹肌LIM域结合蛋白3(LIM-domain-binding protein 3，LDB 3)、阿诺碱受体2(ryanodine receptor 2，RyR 2)进行保守的差异剪接[7]。RBM 20的选择性剪接功能与心肌病的发生、发展密切相关。
2 RBM 20与心肌病扩张型心肌病(dilated cardiomyopathy，DCM)是一种以左心室扩大和收缩功能降低为特征的常见病症，具有高渗透性、侵袭性，不可避免地导致心力衰竭。2009年，人们首次发现，家族性DCM患者的RBM 20 RS结构域发生突变，因为RBM 20在心肌中高度表达，并且编码调控前信使RNA的剪接体，因此认为其与人类心肌病密切相关[8]。现已发现，RBM 20是DCM中突变频率最高的基因之一，RBM 20突变会导致DCM、进行性心力衰竭和猝死，在高达3%的特发性DCM患者、5%的确诊或疑似家族性病例和超过13%的有心源性猝死病史的患者中，都发现了RBM 20突变。随后的研究发现，RBM 20基因敲除的大鼠和具有RBM 20突变的人都患有心肌纤维化、心律失常和猝死，这说明RBM 20参与DCM的发生过程。动物实验表明，RBM 20敲除会导致DCM。基因敲除大鼠生理表现为最大心输出量降低，骨骼肌功能下降，左心室电镜观察到肌原纤维排列异常，脂褐素沉积[9]。此外，细胞水平上也验证了RBM 20的功能。在RBM 20敲除的小鼠的心肌细胞中，RBM 20突变会导致Titin向更有弹性的亚型转变，RBM 20缺陷导致肌节组织紊乱和肌浆网中离子转运受损，最终导致DCM。多能干细胞中的RBM 20突变或RBM 20敲除重现了DCM患者的分子缺陷，与健康组相比，RBM 20突变多能干细胞组表现出α-辅肌动蛋白的异常分布、钙处理紊乱以及N2B亚型的表达水平降低[10-11]。
心肌病的终末阶段会发生心力衰竭，射血分数保留型心衰(heart failure with preserved ejection fraction，HFpEF)是一种以心室充盈功能受损为特征的复杂临床综合征，左心室僵硬度增加是HFpEF的重要特征。左心室僵硬程度由细胞外基质(extracellular matrix，ECM)和心肌细胞调节，而Titin调控ECM和心肌细胞的被动刚度。实验表明，通过调节RBM 20表达水平来调节Titin剪接，有利于心脏在心衰时保持射血分数。在Titin N2B亚型敲除小鼠中，RBM 20活性降低了50%，维持了心脏充盈舒张，改善了心脏萎缩，一定程度上恢复了与脂肪酸代谢以及横纹肌发育相关的基因表达[12]。在RBM 20等位基因RRM敲除的小鼠模型心脏中，顺应性的Titin亚型大量表达，于3周时达到最大表达量，舒张功能改善，最终导致左室顺应性增加，改善了左心室僵硬程度[13]。
3 RBM 20作用的调控机制 3.1 RBM 20与Titin肌节是横纹肌肌原纤维中最小的收缩单元，Titin是肌节中的第3类丰富蛋白，决定了横纹肌的结构和弹性，与人类心脏病密切相关。Titin可在横纹肌中产生数百万种亚型，心脏Titin主要产生两种主要亚型：短而僵硬的N2B亚型，以及更长、更有弹性的N2BA亚型[14]。根据发育阶段和物种的不同，这两种亚型之间的转换提供可变的被动刚度，以满足生理需求。心肌被动刚度的增加，可以防止舒张期间压力增加而导致的心室过度充盈。研究发现，Titin亚型的转变与心肌顺应性的变化、心脏疾病的发生密切相关。在一些心脏疾病中，Titin亚型比值发生变化。在健康人的左心室中，N2BA与N2B亚型的表达比约为30 :70，在收缩性心力衰竭的心脏中发现N2BA与N2B的比例增加，而舒张性心力衰竭N2BA与N2B比例下降。在RBM 20缺失的大小鼠模型中，N2BA/N2B发生变化，并且开始转换以更大分子质量的N2BA-G亚型存在，这说明RBM 20抑制Titin选择性剪接[6]。
RBM 20通过调控Titin pre-mRNA的剪接，抑制Titin的表达。RBM 20与Titin pre-mRNA中含有UCUU的RNA元件结合，并抑制结合区域中内含子的去除，除RNA元件的剩余pre-mRNA将被剪接并保留在细胞核中，等待进一步处理[7]。在人和大鼠中，Titin的错误剪接广泛存在，RBM 20缺乏时Titin表达增多。
RBM 20介导的Titin剪接是剂量依赖性的。在野生型大鼠心肌中，主要表达较小的N2B亚型; 在RBM 20敲除杂合大鼠中，高表达中等大小的N2BA; 在RBM 20敲除纯合大鼠中，表达大亚型N2BA-G。此外，研究表明，胰岛素和甲状腺激素可以通过激活磷脂肌醇3-激酶/蛋白激酶B/哺乳动物雷帕霉素靶蛋白(phosphatidylinositol 3-kinase/protein kinase B/mammalian target of repamycin，PI3K/Akt/mTOR)信号通路，增加RBM 20表达，进而Titin亚型发生改变，降低了N2BA/N2B的比值; 相反，抑制PI3K或mTOR激酶，可明显降低剪接因子RBM 20的蛋白表达[15-16]。
有趣的是，RBM 20在由Titin基因形成的环状RNA(Circular RNA，CircRNA)的过程中起着重要作用。CircRNA是一种非编码RNA分子，心脏中约26%与外显子跳跃有关的CircRNA来源于Titin，Titin通过选择性剪接产生CircRNA。研究表明，在RBM 20敲除心脏中，有38个差异表达的CircRNA，其中12个来自Titin基因。这说明RBM 20参与Titin基因形成的CircRNA，但是现有实验表明，RBM 20并不是心脏CircRNA形成的整体调节因子。目前关于CircRNA的研究尚少，还需进一步探索[17]。
3.2 RBM 20与RyR 2阿诺碱受体参与心脏兴奋-收缩偶联的过程，是重要的Ca2+释放通道，发挥维持细胞的兴奋性的重要作用。RyR 2亚型主要在心肌和平滑肌细胞中表达。RyR 2由4个单体组成，每个单体结合1个调节蛋白FK 506结合蛋白12.6 (FK 506 binding protein 12.6，FKBP 12.6)，FKBP 12.6和RyR 2结合，调节Ca2+释放通道的开放[18]。
心肌RyR 2的激活和失活受钙调素(calmodulin，CAM)、蛋白激酶A(protein kinase A，PKA)、CAMKII调节，同时FKBP 12、FKBP 12.6等也参与RyR2的调控。在CAM存在下，Ca2+激活PKA后，PKA磷酸化RyR 2，磷酸化的RyR 2与调节蛋白FKBP 12.6解离，钙离子通道开放; RyR 2的磷酸被磷酸酶水解下来，使RyR 2重新与FKBP 12.6结合，此时通道关闭。RyR 2的磷酸化程度决定RyR 2的功能状态，RyR 2的活性调节需要适当的磷酸化，但是过度的磷酸化会影响通道的正常功能。在心力衰竭的过程中，RyR 2的结构和功能发生了改变，影响了心脏的舒缩功能[7, 19]。有研究结果表明，在RBM 20敲除大鼠和RBM 20突变人中，RyR 2中1个24 bp外显子表达升高，这说明RyR 2的24 bp外显子受RBM 20表达量高低的调节。也有初步研究表明，RBM 20突变的人诱导多能干细胞来源的心肌细胞中，RyR 2表达升高[6]。RyR 2的突变与心律失常性右室心动过速和猝死有关，心律失常和猝死都是RBM 20相关DCM的表征。最近的研究表明，RyR 2功能缺陷不仅与心律失常有关，还与心肌病有关。但是RBM 20调节RyR 2的机制尚未明确，仍需进一步研究。
3.3 RBM 20与PI3K/Akt/mTOR信号通路PI3K/Akt/mTOR信号通路参与细胞的生长、增殖、分化等多种活动。生长因子激活PI3K，然后质膜上产生第二信使三磷酸磷脂酰肌醇(phosphatidylinositol 3, 4, 5-trisphosphate，PIP3)，PIP3促使Akt活化。活化的Akt磷酸化激活下游靶蛋白mTOR，进而诱导细胞的生命活动[20]。PI3K/Akt/mTOR信号通路参与心肌病。PI3K/Akt/mTOR信号通路的激活，可以减少心肌细胞凋亡程度，对缺血/再灌注损伤大鼠心肌具有保护作用; PI3K/Akt/mTOR信号通路的激活调节下游靶的表达，减少急性心肌梗死的损伤; 在心肌肥大动物模型中，PI3K/Akt/mTOR信号通路被激活; PI3K/Akt/mTOR信号通路的激活参与心肌细胞过氧化损伤过程。
外部刺激导致的错误剪接可能改变N2B和N2BA的比值，从而损害心脏收缩功能。实验表明，RBM 20是胰岛素激活的PI3K/Akt信号通路的下游底物，RBM 20是该通路下游连接胰岛素与Titin剪接的重要蛋白。细胞水平上，胰岛素或甲状腺激素通过激活PI3K/Akt/mTOR信号通路，增加RBM 20表达，进而增加N2B亚型的表达，而RBM 20敲除后，外部刺激不会改变N2B的表达; 在细胞和糖尿病动物水平上，PI3K或mTOR激酶的抑制明显降低了剪接因子RBM 20的蛋白质水平[15]，观察到N2B亚型表达减少，而RBM20敲除后，未观察到N2B亚型表达的变化。RBM20与PI3K/Akt/mTOR信号通路的研究较少，仍需进一步探索。
3.4 RBM 20与LDB 3/CaMKIIδ/CACNA1CLDB 3又称Cypher基因，其编码蛋白Cypher主要在横纹肌中表达，位于肌小节的Z线上。LDB 3在收缩的机械应力下，保持着Z线的结构完整性，在肌细胞的结构和功能上起着重要作用[21]。对于LDB 3，外显子4与外显子5、6互相排斥，RBM 20通过使外显子4、5、6同时表达，而调控LDB 3的组织特异性剪接。缺乏RBM 20时，外显子4不表达，而外显子5和6表达。在RBM 20敲除大鼠和RBM 20突变的个体的左心室组织中，外显子4的表达下调[22]。
CaMKⅡδ是参与心脏中钙处理、基因转录和信号转导过程的关键酶，是通过对其底物受磷蛋白(phospholamban，PLB)、RyR和L型Ca2+通道(L-type Ca2+ channels，LTCC)的磷酸化，进行兴奋-收缩偶联的调节剂。大多表现为4种亚型：δ-A、δ-B、δ-C、δ-9。健康成人心脏中，表达最多的亚型是δ-B和δ-C，但是RBM 20的缺失，诱导向更大的δ-A和δ-9亚型转变。研究表明，RBM 20突变导致的CaMKⅡδ剪接受损是引起心肌病的重要原因之一。在体外，心脏发育期间敲除RBM 20，可检测到RBM 20缺乏的心肌细胞在分化后表现出病理性CaMKⅡδ[23]。CaMKIIδ的异常剪接可以影响钙稳态，并增加RBM 20突变个体猝死的风险。实验证明，在RBM 20敲除小鼠心肌细胞中，CaMKIIδ剪接异常，Ca2+处理受到严重扰乱，LTCC活性明显升高，导致L型Ca2+电流增加，收缩期Ca2+增加，肌浆网(sarcoplasmic reticulum，SR)Ca2+增加。LTCC是RBM 20敲除心肌细胞中Ca2+超载的潜在原因[24]，用LTCC拮抗剂维拉帕米阻断L型Ca2+电流可完全抑制SR自发性Ca2+释放，表明L型Ca2+电流密度升高可增加Ca2+内流，进而导致RBM 20敲除细胞内的SR Ca2+超载。
CACNA1C不同亚型的表达与心律失常有关。RBM 20突变引起CACNA1C改变，进而影响钙离子稳态，增高RBM 20突变体猝死的风险[25]。
4 结语随着基因测序技术的发展，人们发现剪接因子调控基因的表达。RBM 20参与心脏关键基因的剪接，与心肌病密切相关，RBM 20调控Titin亚型转换，被认为是导致心肌病的重要原因。但是由于RBM 20如何调节Titin剪接的机制尚不清楚，所以针对RBM 20治疗心肌病的研究还处于理论阶段。探寻是否有其他调节因子参与RBM 20调控Titin剪接过程，RBM 20与Titin pre-mRNA的结合位点，以及是否可以通过抑制RBM 20调节Titin亚型改善心肌损伤，都将成为治疗心肌病的新靶点和新手段。RBM 20调控多种与心脏疾病密切相关的基因，但其机制未明，仍需进一步探索。
| [1] |
Benjamin E J, Virani S S, Callaway C W, et al. Heart disease and stroke statistics-2018 update: a report from the American Heart Association[J]. Circulation, 2018, 137(12): e67-e492. |
| [2] |
Arrell D K. Delineating RBM20 regulation of alternative splicing in dilated cardiomyopathy[J]. Circ Cardiovasc Genet, 2014, 7(5): 732-3. doi:10.1161/CIRCGENETICS.114.000879 |
| [3] |
Weeland C J, van den Hoogenhof M M, Beqqali A, et al. Insights into alternative splicing of sarcomeric genes in the heart[J]. J Mol Cell Cardiol, 2015, 81: 107-13. doi:10.1016/j.yjmcc.2015.02.008 |
| [4] |
Murayama R, Kimura-Asami M, Togo-Ohno M, et al. Phosphorylation of the RSRSP stretch is critical for splicing regulation by RNA-Binding Motif Protein 20(RBM20) through nuclear localization[J]. Sci Rep, 2018, 8(1): 8970. doi:10.1038/s41598-018-26624-w |
| [5] |
Streckfuss-Bomeke K, Tiburcy M, Fomin A, et al. Severe DCM phenotype of patient harboring RBM20 mutation S635A can be modeled by patient-specific induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes[J]. J Mol Cell Cardiol, 2017, 113: 9-21. doi:10.1016/j.yjmcc.2017.09.008 |
| [6] |
Guo W, Zhu C, Yin Z, et al. Splicing factor RBM20 regulates transcriptional network of Titin associated and calcium handling genes in the heart[J]. Int J Biol Sci, 2018, 14(4): 369-80. doi:10.7150/ijbs.24117 |
| [7] |
Maatz H, Jens M, Liss M, et al. RNA-binding protein RBM20 represses splicing to orchestrate cardiac pre-mRNA processing[J]. J Clin Invest, 2014, 124(8): 3419-30. doi:10.1172/JCI74523 |
| [8] |
Sedaghat-Hamedani F, Haas J, Zhu F, et al. Clinical genetics and outcome of left ventricular non-compaction cardiomyopathy[J]. Eur Heart J, 2017, 38(46): 3449-60. doi:10.1093/eurheartj/ehx545 |
| [9] |
Beraldi R, Li X, Martinez F A, et al. Rbm20-deficient cardiogenesis reveals early disruption of RNA processing and sarcomere remodeling establishing a developmental etiology for dilated cardiomyopathy[J]. Hum Mol Genet, 2014, 23(14): 3779-91. doi:10.1093/hmg/ddu091 |
| [10] |
Rexiati M, Sun M, Guo W. Muscle-specific Mis-splicing and heart disease exemplified by RBM20[J]. Genes(Basel), 2018, 9(1). pii: E18. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/29304022
|
| [11] |
Streckfuss-Bomeke K, Tiburcy M, Fomin A, et al. Severe DCM phenotype of patient harboring RBM20 mutation S635A can be modeled by patient-specific induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes[J]. J Mol Cell Cardiol, 2017, 113: 9-21. doi:10.1016/j.yjmcc.2017.09.008 |
| [12] |
Hinze F, Dieterich C, Radke M H, et al. Reducing RBM20 activity improves diastolic dysfunction and cardiac atrophy[J]. J Mol Med(Berl), 2016, 94(12): 1349-58. |
| [13] |
Methawasin M, Strom J G, Slater R E, et al. Experimentally increasing the compliance of Titin through RNA binding motif-20(RBM20) inhibition improves diastolic function in a mouse model of heart failure with preserved ejection fraction[J]. Circulation, 2016, 134(15): 1085-99. doi:10.1161/CIRCULATIONAHA.116.023003 |
| [14] |
Guo W, Sun M. RBM20, a potential target for treatment of cardiomyopathy via titin isoform switching[J]. Biophys Rev, 2018, 10(1): 15-25. |
| [15] |
Zhu C, Yin Z, Tan B, et al. Insulin regulates titin pre-mRNA splicing through the PI3K-Akt-mTOR kinase axis in a RBM20-dependent manner[J]. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis, 2017, 1863(9): 2363-71. doi:10.1016/j.bbadis.2017.06.023 |
| [16] |
Kruger M, Babicz K, von Frieling-Salewsky M, et al. Insulin signaling regulates cardiac titin properties in heart development and diabetic cardiomyopathy[J]. J Mol Cell Cardiol, 2010, 48(5): 910-6. doi:10.1016/j.yjmcc.2010.02.012 |
| [17] |
Aufiero S, van den Hoogenhof M, Reckman Y J, et al. Cardiac circRNAs arise mainly from constitutive exons rather than alternatively spliced exons[J]. RNA, 2018, 24(6): 815-27. doi:10.1261/rna.064394.117 |
| [18] |
Walweel K, Molenaar P, Imtiaz M S, et al. Ryanodine receptor modification and regulation by intracellular Ca2+ and Mg2+ in healthy and failing human hearts[J]. J Mol Cell Cardiol, 2017, 104: 53-62. doi:10.1016/j.yjmcc.2017.01.016 |
| [19] |
Reilly-O′Donnell B, Robertson G B, Karumbi A, et al. Dysregulated Zn2+ homeostasis impairs cardiac type-2 ryanodine receptor and mitsugumin 23 functions, leading to sarcoplasmic reticulum Ca2+ leakage[J]. J Biol Chem, 2017, 292(32): 13361-73. doi:10.1074/jbc.M117.781708 |
| [20] |
孙晓慧, 王燕, 牟艳玲. 2型糖尿病大鼠心肌PI3K/Akt/mTOR信号通路的改变及Sirt1的调控机制研究[J]. 中国药理学通报, 2017, 33(6): 793-8. Sun X H, Wang Y, Mou Y L. Changes of myocardial PI3K/Akt/mTOR signaling pathway and regulation mechanism of Sirt1 in type 2 diabetic rats[J]. Chin Pharmacol Bull, 2017, 33(6): 793-8. doi:10.3969/j.issn.1001-1978.2017.06.011 |
| [21] |
Mu Y, Jing R, Peter A K, et al. Cypher and Enigma homolog protein are essential for cardiac development and embryonic survival[J]. J Am Heart Assoc, 2015, 4(7). pii: e001930. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4599425/
|
| [22] |
Guo W, Schafer S, Greaser M L, et al. RBM20, a gene for hereditary cardiomyopathy, regulates titin splicing[J]. Nat Med, 2012, 18(5): 766-73. doi:10.1038/nm.2693 |
| [23] |
Liu Z, Cai H, Zhu H, et al. Protein kinase RNA-like endoplasmic reticulum kinase (PERK)/calcineurin signaling is a novel pathway regulating intracellular calcium accumulation which might be involved in ventricular arrhythmias in diabetic cardiomyopathy[J]. Cell Signal, 2014, 26(12): 2591-600. doi:10.1016/j.cellsig.2014.08.015 |
| [24] |
van den Hoogenhof M, Beqqali A, Amin A S, et al. RBM20 mutations induce an arrhythmogenic dilated cardiomyopathy related to disturbed calcium handling[J]. Circulation, 2018, 138(13): 1330-42. doi:10.1161/CIRCULATIONAHA.117.031947 |
| [25] |
Wyles S P, Li X, Hrstka S C, et al. Modeling structural and functional deficiencies of RBM20 familial dilated cardiomyopathy using human induced pluripotent stem cells[J]. Hum Mol Genet, 2016, 25(2): 254-65. doi:10.1093/hmg/ddv468 |