2. 江西中医药大学附属医院骨伤三科,江西 南昌 330006
2. the third department of Orthopedics and Traumatology, the Affiliated Hospital of Jiangxi University of Traditional Chinese Medicine, Nanchang 330006, China
痛风是由长期高尿酸血症导致的单钠尿酸盐(monosodium urate,MSU)晶体在关节腔等软组织间隙沉积引起的全身性疾病[1]。近些年,痛风发病率呈逐年升高趋势,并且痛风合并症累及广泛,如高血压、慢性肾功能不全、肥胖症、糖尿病、心肌梗死等[1]。痛风最为常见的临床表现是急性炎症发作,但在7~10 d后炎症一般会自行缓解,这可能与诸多免疫调节途径以及聚集的中性粒细胞胞外诱捕网(neutrophil extracellular traps,NETs)作用有关[2]。从早期MSU晶体沉积,到慢性痛风性关节炎期,都存在着炎症的自发缓解,对炎症缓解机制的深入研究将有利于进一步认识痛风的发病机制及病理过程,为痛风的现代中医药诊治提供新思路。
1 痛风的临床症状临床痛风的主要特征表现在机体对MSU晶体的炎症反应,大致可分为4个阶段,即无症状性高尿酸血症期、急性发作期、间隙期以及痛风石和慢性痛风关节炎期[3]。尿酸在体内是以离子形式的尿酸盐存在,当血清尿酸水平大于正常阈值时,MSU晶体开始在组织中沉积,其中高尿酸血症的病理阈值为6 g·L-1(0.36 mmol·L-1)[4]。关节内MSU晶体持续沉积引发急性炎症反应,同时伴有严重的关节疼痛、肿胀、发热、发红以及受累关节活动困难,发作时可出现轻度关节不适或刺痛的前期症状,通常在24 h内达到峰值[3]。与影响肌肉骨骼系统内其它形式的炎性疾病(如类风湿性关节炎、脊柱炎等)相比,由痛风引起的炎症会在几天后自行停止,提示机体具有某种缓解急性炎症的有效机制[5]。
患者急性痛风发作经临床药物治疗后进入间隙期,也称为恢复期[3]。这个时期,患者不会表现出特征症状。通过关节穿刺检测滑液组分,能观察到MSU晶体。若不继续进行适当的药物治疗,会再次引起痛风发作,且反复发作会变得更加频繁和严重[3]。急性炎症反复发作会进一步导致慢性炎症反应,造成关节损坏,即形成慢性痛风性关节炎,表现为慢性滑膜炎、骨质侵蚀、软骨损伤和形成慢性痛风的特征性结构——痛风石[5]。
2 痛风的自发性缓解机制 2.1 单核/巨噬细胞、中性粒细胞的吞噬作用机体固有免疫中,单核/巨噬细胞和中性粒细胞受到细胞信号转导和微环境因素的调节,其表型发生改变,进而促进机体的免疫防御,缓解炎症反应[6]。单核/巨噬细胞是免疫系统中重要的细胞组分,均具有较强的吞噬作用。在MSU晶体诱导的坏死性炎症模型中,单核细胞分化为M2型巨噬细胞时,表现出更高的吞噬能力,它受多种模式识别受体的刺激,可吞噬外来粒子和凋亡细胞,尤其是对凋亡中性粒细胞的非炎性吞噬[7]。分化过程与转化生长因子β1的分泌呈正相关,且抑制趋化因子IL-8、肿瘤坏死因子α(tumor necrosis factor α,TNF-α)等促炎介质的产生[7]。凋亡细胞不仅可被巨噬细胞吞噬而清除,也可被中性粒细胞吞噬[6]。在MSU晶体诱导的小鼠腹膜炎模型中,中性粒细胞可在补体C5a和细菌肽的刺激下释放微泡,这种胞外子体能引发对凋亡细胞的吞噬作用,进而调控炎症反应[8]。
2.2 炎症小体介导的负调控作用炎症小体/炎性小体是细胞感染或启动应激反应时,在分子水平上调控促炎细胞因子的大分子多蛋白质复合物[9]。目前已发现的炎症小体主要有5种,其中NLRP3炎症小体被研究的最为深入和广泛[9]。作为痛风炎症发作时激活IL-1β的开关,MSU晶体通过活化NLRP3炎症小体,激活效应蛋白胱冬肽酶-1(caspase-1),进而将无活性的白细胞介素-1前体(pro-IL-1β)剪切加工为成熟IL-1β[10],引起炎症反应。其中,NLRP3炎症小体的活化需要由上游NLRP3胞质蛋白和下游caspase-1前体以及衔接蛋白(apoptosis associated speck-like protein containing a CARD,ASC)所构成的三聚体激活,胱天蛋白酶募集结构域(caspase recruitment domain,CARD)和热蛋白结构域(pyrin domain,PYD)是连接该三聚体的重要部分[11]。因此,炎症小体调节免疫因子和Toll样受体(Toll-like receptors,TLRs)信号通路,调节炎症小体作用底物,对炎症负调控循环至关重要。
2.2.1 COPs和POPs仅由CARD结构域蛋白或PYD结构域蛋白组成的胞内炎症小体调节剂被称为COPs(CARD-only proteins)和POPs(PYD-only proteins),它们可调节NLRP3炎症小体活性,阻断成熟IL-1β的释放,限制炎症反应[11]。固有免疫细胞表面存在直接识别病原体某些共有特定分子结构的受体,如核苷酸结合寡聚化结构域(nucleotide binding oligomerization domain,Nod)样受体。COPs蛋白家族的Nod2-S是该受体的内源性抑制剂,一方面它与Nod2受体竞争性结合接头蛋白,使caspase-1活化受阻[12]。另一方面,在抗炎细胞因子IL-10的刺激下,Nod2-S表达上调,抑制TNF-α和IL-8等促炎介质的释放[13]。其它COPs蛋白均与caspase-1前体具有高度同源性,可阻止NLRP3炎症小体活化,限制成熟IL-1β的释放[11]。
PYD蛋白是通过激活炎症小体活化途径,参与宿主防御病原体的重要信号分子,可与衔接蛋白ASC、效应蛋白组装成炎症小体[11]。POP蛋白家族与PYD结构具有高度同源性,可竞争性结合衔接蛋白ASC,阻止炎症小体形成,阻碍炎症小体介导的caspase-1的激活,以及随后的促炎细胞因子的加工和分泌[13]。此外,TLR/核因子κB(nuclear factor κB,NF-κB)信号通路是pro-IL-1β产生的重要途径,POPs能抑制NF-κB的激活,间接抑制IL-1β产生,负调控炎症反应[13]。
2.2.2 其他炎症小体调节因子Lamkanfi等[14]报道,NLRP3炎症小体活化机制与细胞自噬有关。p62是细胞自噬中一种接头蛋白,MSU晶体可募集p62,引起损伤线粒体的清除,并抑制DNA和活性氧的释放,进而激活NLRP3炎症小体活化的调节机制。CY-09是一种新型的NLRP3炎症小体抑制剂,可结合NLRP3炎症小体特定结构域,并限制其ATP酶活性,抑制炎症小体活化[15]。
2.2.3 TLRs信号通路的负调控因子TLRs通过与Toll-IL-1受体结构域相互作用识别病原体,并利用胞内接头蛋白启动天然免疫应答反应。在TLRs信号级联中,负调控因子抑制TLRs/NF-κB信号通路,干扰炎症小体作用底物pro-IL-1β的产生,pro-IL-1β的缺失阻碍了活性IL-1β的产生[2, 13]。TLRs信号介导的负调节因子主要有3类:①胞外调节剂,如TLR2和TLR4等可溶性诱饵(sTLR),其可结合TLRs信号上的胞外辅助蛋白,抑制TLRs信号,从而消退急性炎症,但其具体作用机制尚待进一步阐明[16]。此外,重组蛋白多糖PRG4可以抑制人和小鼠巨噬细胞对MSU晶体的吞噬作用,降低促炎细胞因子、sTLR4趋化因子的表达和产生,且比TLR2和TLR4对受体有更强的亲和力[17]。②跨膜蛋白调节剂,如含SH2结构域(Src homology domain,SH2)的肿瘤发生抑制蛋白,其可干扰TLRs接头蛋白与跨膜蛋白特异性结合,抑制TLRs信号[18]。③胞内调节剂,如髓样分化因子MyD88。它是除TLR3外所有TLRs信号的胞质衔接蛋白,与胞内域的Toll-IL-1受体同源结构域结合,介导抗炎因子的释放[19]。近来,有研究表明,新型胞内衔接蛋白SARM可能通过与MyD88相互作用,抑制TLRs信号[18]。
2.3 炎性细胞因子的调控作用 2.3.1 内源性IL-1受体拮抗剂炎症反应的自发消退不仅体现在炎性介质的活化,还表现在细胞因子发挥促炎活性的过程中。内源性IL-1受体拮抗剂(interleukin-1 receptor antagonist,IL-1Ra)竞争IL-1受体,阻断由MSU晶体刺激免疫细胞释放的IL-1的促炎活性[2]。Anakinra(阿那白滞素)是典型的IL-1Ra,可选择性地直接阻断IL-1R,在临床已经证实对急性痛风性关节炎有良好的抗炎作用[20]。抗炎因子IL-37是IL-1R家族的一种免疫抑制因子,能有效降低IL-1β、IL-6、TNF-α等炎性细胞因子活性,但具体调节机制尚不完全清楚[21]。此外,痛风性关节炎患者的滑液中含有较高水平的抑炎因子IL-10和可溶性TNF受体(sTNFR-Ⅰ/Ⅱ),其中sTNFR可竞争性抑制TNF-α[22]。
2.3.2 胞内介质免疫系统和炎症反应由多种细胞因子调控。由细胞因子诱导的SH2同源性蛋白质(cytokine-inducible SH2 containing protein,CIS)以及其信号传导抑制剂(suppressors of cytokine signaling,SOCS)属于细胞内蛋白家族,是细胞因子介导的天然免疫和适应性免疫的重要生理调节因子,主要通过JAK-STAT信号转导途径,抑制促炎细胞因子的活性[23]。有研究表明,痛风炎症反应的自发性缓解与CIS、SOCS表达上调有关,且当CIS、SOCS等胞内介质表达上调时,IL-1β和TNF-α表达受抑制[24]。在炎症发作时,SH2结构域与细胞因子受体的磷酸化酪氨酸残基结合,进而直接结合JAKs,抑制JAK-STAT信号通路,阻断细胞因子的级联放大作用。近年来,JAK靶向小分子抑制剂研究活跃,已用于临床试验或临床[24-25]。此外,SOCS1与MyD88所激活的下游分子辅助接头蛋白结合,间接调节TLRs信号传导途径,这是限制天然免疫反应的一种快速和选择性的机制[18]。目前,对细胞内CIS和SOCS在关节性炎症疾病中非特异性诱导的作用尚未完全揭示,需要进一步研究确认。
2.4 NETs 2.4.1 聚集的NETs对急性炎症的缓解Schauer等[26]发现,急性痛风性炎症反应自发消退与聚集的NETs(aggregated NETs,aggNETs)有关,这提示中性粒细胞以更加复杂的方式参与炎症反应的调控。在急性痛风性关节炎发作早期,巨噬细胞对MSU晶体的识别和清除作用激活了中性粒细胞,活化的粒细胞释放一种呈网状结构的NETs。当大量的NETs聚集时,形成aggNETs[27]。通过小鼠气囊炎和MSU晶体诱导的足趾肿胀模型,证实MSU晶体可诱导炎症部位形成aggNETs晶体结构[26]。该研究还发现,aggNETs通过丝氨酸蛋白酶诱捕,以及降解IL-1β、IL-6、TNF-α、MCP-1等促炎细胞因子,从而缓解炎症反应[26]。
2.4.2 无症状性痛风石NETs的发现为了解中性粒细胞在慢性痛风中的作用机制指明了新的方向。有研究表明,NETs可能参与了慢性痛风中痛风石的形成,类似于慢性肉芽肿性病变[2]。在慢性痛风中,aggNETs也是活化巨噬细胞的诱发因素。活化的巨噬细胞和其他免疫细胞(如淋巴细胞)在痛风石周围形成肉芽肿样结构[28]。它是由MSU晶体嵌入核外DNA和中性粒细胞颗粒蛋白中形成的结晶核心,周围是结缔组织和单核巨噬细胞、破骨细胞、肥大细胞等炎症细胞形成的天然免疫细胞群体[29]。经过蛋白质组分分析,在痛风石中通常存在多种蛋白,如免疫球蛋白、补体因子、抗炎蛋白、促炎蛋白等。炎症介质和炎性蛋白的共同表达说明MSU晶体沉积过程中发生了炎症反应,然后产生抗炎蛋白缓解炎症[30]。目前,对慢性痛风机制的了解是有限的,通过形成aggNETs促进NETs的募集,从而影响微动态平衡,以应对炎症反应,这仅停留于理论层面上,如何在体内实施这一方案将是未来需要研究的课题。
3 展望“痛风”一词由来已久,古代痛风都好发于帝王将相和达官显贵。随着疾病诊断模式的改进,迫切需要对痛风自发缓解机制有个更为合理的解释。作为急性炎症反应激活的关键中间体,炎症小体在痛风发生、发展过程中参与的调节通路还需要继续重视,如何将机体炎症负调控因子应用到临床更是一大研究难点。NETs的发现加深了对慢性痛风发病机制的认识,但围绕痛风石异物反应的分子机制研究仍有待加强。近年来,不断有IL-1Ra药物治疗痛风的报道,然而只有Canakinumab单抗被允许作为复发性痛风的三线用药,且价格昂贵。为了增加患者对新型治疗药物选择的可能性,探明IL-1在痛风分子机制中的作用,以及优化IL-1Ra药物也是目前的研究趋势。
[1] |
Dalbeth N, Merriman T R, Stamp L K. Gout[J]. Lancet, 2016, 388(10055): 2039-52. doi:10.1016/S0140-6736(16)00346-9 |
[2] |
Desai J, Steiger S, Anders H J. Molecular pathophysiology of gout[J]. Trends Mol Med, 2017, 23(8): 756-68. doi:10.1016/j.molmed.2017.06.005 |
[3] |
Ragab G, Elshahaly M, Bardin T. Gout: an old disease in new perspective-a review[J]. J Adv Res, 2017, 8(5): 495-511. doi:10.1016/j.jare.2017.04.008 |
[4] |
Taylor W J, Fransen J, Jansen T L, et al. Study for updated gout classification criteria: identification of features to classify gout[J]. Arthritis Care Res, 2015, 67(9): 1304-15. doi:10.1002/acr.22585 |
[5] |
Scheti G, Schauer C, Hoffmann M, Herrmann M. Why does the gout attack stop? A roadmap for the immune pathogenesis of gout[J]. RMD Open, 2015, 1(Suppl 1): e000046. doi:10.1136/rmdopen-2015-000046 |
[6] |
Galli S J, Borregaard N, Wynn T A. Phenotypic and functional plasticity of cells of innate immunity: macrophages, mast cells and neutrophils[J]. Nat Immunol, 2011, 12(11): 1035-44. doi:10.1038/ni.2109 |
[7] |
Martin W J, Shaw O, Liu X, et al. Monosodium urate monohydrate crystal-recruited noninflammatory monocytes differentiate into M1-like proinflammatory macrophages in a peritoneal murine model of gout[J]. Arthritis Rheum, 2011, 63(5): 1322-32. doi:10.1002/art.30249 |
[8] |
Cumpelik A, Ankli B, Zecher D, et al. Neutrophil microvesicles resolve gout by inhibiting C5a-mediated priming of the inflammasome[J]. Ann Rheum Dis, 2016, 75(6): 1236-45. doi:10.1136/annrheumdis-2015-207338 |
[9] |
Schroder K, Tschopp J. The inflammasomes[J]. Cell, 2010, 140(6): 821-32. doi:10.1016/j.cell.2010.01.040 |
[10] |
Mangan M S J, Olhava E J, Roush W R, et al. Targeting the NLRP3 inflammasome in inflammatory diseases[J]. Nat Rev Drug Discov, 2018, 17(8): 588-606. doi:10.1038/nrd.2018.97 |
[11] |
Indramohan M, Stehlik C, Dorfleutner A. COPs and POPs patrol inflammasome activation[J]. J Mol Bio, 2018, 430(2): 153-73. |
[12] |
Pedraza-Alva G, Pérez-Martínez L, Valdez-Hernández L, et al. Negative regulation of the inflammasome: keeping inflammation under control[J]. Immunol Rev, 2015, 265(1): 231-57. doi:10.1111/imr.12294 |
[13] |
Ratsimandresy R A, Chu L H, Khare S, et al. The PYRIN domain-only protein POP2 inhibits inflammasome priming and activation[J]. Nat Commun, 2017, 8: 15556. doi:10.1038/ncomms15556 |
[14] |
Lamkanfi M, Dixit V M. A new lead to NLRP3 inhibition[J]. J Exp Med, 2017, 214(11): 3147-49. doi:10.1084/jem.20171848 |
[15] |
Jiang H, He H, Chen Y, et al. Identification of a selective and direct NLRP3 inhibitor to treat inflammatory disorders[J]. J Exp Med, 2017, 214(11): 3219-38. doi:10.1084/jem.20171419 |
[16] |
Qadri M, Jay G D, Zhang L X, et al. Recombinant human proteoglycan-4 reduces phagocytosis of urate crystals and downstream nuclear factor kappa B and inflammasome activation and production of cytokines and chemokines in human and murine macrophages[J]. Arthritis Res Ther, 2018, 20(1): 192. doi:10.1186/s13075-018-1693-x |
[17] |
Luo L, Wall A A, Tong S J, et al. TLR crosstalk activates LRP1 to recruit Rab8a and PI3Kγ for suppression of inflammatory responses[J]. Cell Rep, 2018, 24(11): 3033-44. doi:10.1016/j.celrep.2018.08.028 |
[18] |
Carlsson E, Ding J L, Byrne B. SARM modulates MyD88-mediated TLR activation through BB-loop dependent TIR-TIR interactions[J]. Bba-mol Cell Res, 2016, 1863(2): 244-53. |
[19] |
Yong Y H, Wang P, Jia R M, et al. SOCS3 control the activity of NF-κB induced by HSP70 via degradation of MyD88-adapter-like protein(Mal) in IPEC-J2 cells[J]. Int J Hyper thermia, 2018, 36(1): 151-9. |
[20] |
Thueringer J T, Doll N K, Gertner E. Anakinra for the treatment of acute severe gout in critically ill patients[J]. Semin Arthritis Rheu, 2015, 45(1): 81-5. |
[21] |
Zeng M, Dang W, Chen B, et al. IL-37 inhibits the production of pro-inflammatory cytokines in MSU crystal-induced inflammatory response[J]. Clin Rheumatol, 2016, 35(9): 2251-8. doi:10.1007/s10067-015-3109-5 |
[22] |
Chen Y H, Hsieh S C, Chen W Y, et al. Spontaneous resolution of acute gouty arthritis is associated with rapid induction of the anti-inflammatory factors TGFβ1, IL-10 and soluble TNF receptors and the intracellular cytokine negative regulators CIS and SOCS3[J]. Ann Rheum Dis, 2011, 70(9): 1655-63. doi:10.1136/ard.2010.145821 |
[23] |
Yoshimura A, Ito M, Chikuma S, et al. Negative regulation of cytokine signaling in immunity[J]. Cold Spring Harb Perspect Biol, 2018, 10(7): a028571. doi:10.1101/cshperspect.a028571 |
[24] |
Malemud C. Negative regulators of JAK/STAT signaling in rheumatoid arthritis and osteoarthritis[J]. Int J Mol Sci, 2017, 18(3): 484-93. doi:10.3390/ijms18030484 |
[25] |
张玲玲, 魏伟. 治疗自身免疫病药物研究进展[J]. 中国药理学通报, 2019, 35(2): 149-56. Zhang L L, Wei W. Advance in drug treatment of autoimmune diseases[J]. Chin Pharmacol Bull, 2019, 35(2): 149-56. doi:10.3969/j.issn.1001-1978.2019.02.001 |
[26] |
Schauer C, Janko C, Munoz L E, et al. Aggregated neutrophil extracellular traps limit inflammation by degrading cytokines and chemokines[J]. Nat Med, 2014, 20(5): 511-7. doi:10.1038/nm.3547 |
[27] |
Maueröder C, Kienhöfer D, Hahn J, et al. How neutrophil extracellular traps orchestrate the local immune response in gout[J]. J Mol Med(Berl), 2015, 93(7): 727-34. |
[28] |
Hilhorst M, Shirai T, Berry G, et al. T cell-macrophage interactions and granuloma formation in vasculitis[J]. Front Immunol, 2014, 5: 432. |
[29] |
Li Y H, Cao X, Zhao Y, et al. Neutrophil Extracellular Traps formation and aggregation orchestrate induction and resolution of sterile crystal-mediated inflammation[J]. Front Immunol, 2018, 9: 1559. doi:10.3389/fimmu.2018.01559 |
[30] |
Dalbeth N, Pool B, Gamble G D, et al. Cellular characterization of the gouty tophus: a quantitative analysis[J]. Arthritis & Rheumatism, 2014, 62(5): 1549-56. |