2. 南京中医药大学 江苏省中医药防治肿瘤协同创新中心,江苏 南京 210023
2. Jiangsu Collaborative Innovation Center of Traditional Chinese Medicine (TCM) Prevention and Treatment of Tumor, Nanjing University of Chinese Medicine, Nanjing 210023, China
肿瘤转移是癌症患者死亡的主要原因,转移性肿瘤细胞广泛分布以及强侵略性,降低了癌症治疗的有效性。因此,肿瘤转移仍是当今科学研究的重心。转移的肿瘤细胞成功浸润远端器官并成瘤,伴随一系列复杂分子生物学的改变。而进入循环系统的肿瘤细胞最终形成转移灶,是一个艰难且低效的过程,它不仅取决于肿瘤细胞脱离原发灶转移到远端器官的能力,还受到靶器官微环境的影响。研究表明[1],肿瘤在尚未发生转移之前,首先诱导远处待转移器官中微环境发生适应性的改变,以营造一个适宜转移的肿瘤细胞在此处定植、生长,并形成继发转移灶的环境,这个支持性微环境称为“转移前微环境”(pre-metastatic niches,PMNs)。本文就目前对原发性肿瘤驱动特异性器官中PMNs形成的主要过程及机制进行再探讨,并探索可能的临床意义,以期通过逆转PMNs的形成来治疗转移性肿瘤。
1 PMNs的亲器官性PMNs的提出意味着肿瘤转移并不是一个简单随机的过程,而是具有目的性的。特定的肿瘤细胞总是倾向于转移到特定的组织器官,表现为肿瘤转移的亲器官性[1]。不同类型的肿瘤细胞可以分泌特定的细胞因子,通过靶向性干预PMNs,使PMNs发生分子和细胞水平的器质性改变,从而为肿瘤细胞的定植提供适宜的环境,促进肿瘤靶向性转移。
肺、肝、骨、脑是最常见的肿瘤转移靶器官。研究发现,皮肤黑色素瘤高表达迟现抗原4(very late activation antigen 4,VLA-4),通过与肺血管内皮细胞上过量表达的血管细胞黏附分子1特异性结合,使肿瘤细胞优先选择肺作为转移的部位[2]。肠癌细胞通过分泌血小板衍生生长因子(platelet derived growth factor,PDGF)等细胞因子,引起肝星状细胞的活化,继而肝星状细胞通过分泌趋化因子受体2(C-C chemokine receptor type 2,CCR2),与肿瘤细胞分泌的趋化因子配体2(chemokine C-C motif ligand 2,CCL2)结合,促进选择性肝转移[3]。乳腺癌以溶骨性病症为主,成骨细胞分泌的趋化因子配体12(C-X-C motif chemokine ligand 12,CXCL12)结合乳腺癌细胞表面趋化因子受体4(C-X-C chemokine receptor type 4,CXCR4),从而诱导乳腺癌细胞定向转移[4]。黑色素瘤脑转移中,星形胶质细胞可在肿瘤细胞刺激下产生白介素23(interleukin 23,IL-23),从而刺激肿瘤细胞中基质金属蛋白酶2(matrix metalloproteinase 2,MMP-2)水平上调,有利于PMNs的形成,进而促进肿瘤细胞增殖[5]。
2 PMNs形成的机制肿瘤衍生的分泌因子(tumor-derived secreted factors,TDSFs)、肿瘤细胞外泌体(extracellular vesicles,EVs)和骨髓来源细胞(bone marrow-derived cells,BMDCs)是PMNs形成的3个关键因素。具体而言,原发性肿瘤的TDSFs、EVs诱导BMDCs到达待转移靶器官,事先营造一个利于肿瘤转移的炎性微环境,继而有利于肿瘤细胞在PMNs的定植、存活和增殖。
2.1 PMNs与TDSFsTDSFs在肿瘤PMNs形成中起关键作用。肿瘤细胞到达靶器官之前,会释放出若干因子,某些因子会直接作用于靶器官,使微环境发生改变,以适宜转移瘤细胞存活和增殖;而某些因子在到达靶器官后,会诱导靶器官的间质细胞释放一些细胞因子,以引导肿瘤细胞定植。研究发现[6],原发肿瘤细胞肿瘤坏死因子α(tumor necrosis factor α,TNF-α)、转化生长因子β(transforming growth factor β,TGF-β)、血管内皮生长因子A(vascular endothelial growth factor A, VEGF-A)能够特异性地诱导肺部炎性蛋白S100A8和S100A9的高表达,紧接着Toll样受体4(Toll-like receptor 4,TLR4)信号通路被异常激活,产生炎性应答,在肺部形成炎性微环境,从而利于肿瘤细胞的转移与定植。中枢神经系统中,肿瘤细胞通过分泌巨噬细胞迁移抑制因子、IL-8以及纤溶酶原激活物抑制因子1,激活星形胶质细胞,分泌IL-6、TNF-α,从而参与肿瘤血管的构建,引导肿瘤细胞转移到靶器官[7]。此外,在PMNs形成过程中,发挥重要作用的另一肿瘤衍生因子是CCL2。CCL2是趋化因子CC亚家族重要的一员,在许多原发性肿瘤中,CCL2过表达与患者预后差存在相关性。研究显示[8],转移性结肠癌细胞释放的趋化因子CCL2与血管壁内皮细胞相结合,并激活相应的受体CCR2,增强血管内皮细胞的渗透性,促进肿瘤细胞转移。神经胶质细胞分泌的外泌体携带的miRNA通过下调肿瘤细胞内抑癌基因PTEN的表达,促进肿瘤细胞分泌CCL2,进一步募集髓细胞至脑部,形成利于肿瘤细胞转移至脑部的微环境[9]。乳腺癌细胞分泌的CCL2,一方面通过增强破骨细胞分化功能,有效促进骨转移,另一方面通过促进巨噬细胞的浸润,调节肺部早期PMNs的形成[10]。
2.2 PMNs与肿瘤细胞EVsEVs是由多种类型活细胞分泌的纳米级囊泡小体,含多种生物活性物质,这些生物活性物质可在细胞间穿梭,并介导细胞间的物质转运与信息交流,进而影响细胞的生理功能。EVs被证明可以决定肿瘤转移的器官趋向性,并且参与肿瘤PMNs的形成。研究发现,Lewis肺癌细胞分泌的EVs中的RNA,通过NF-κB和MAPK途径,激活肺泡Ⅱ型上皮细胞TLR3,募集中性粒细胞在肺组织中形成PMNs,促进肿瘤细胞在肺部的定植和转移[11]。胰腺癌细胞来源的EVs通过诱导肝脏Kupffer细胞释放TGF-β,产生肝星状细胞的纤连蛋白,促进肝脏募集巨噬细胞以及中性粒细胞,为肝转移提供了有利的PMNs[12]。另有研究表明,胰腺癌细胞EVs携带的miR-494、miR-542-3p能够抑制淋巴结中基质细胞钙黏蛋白的连接,上调基质金属蛋白酶类的表达,从而建立淋巴结转移所需要的微环境,促进肿瘤细胞淋巴结转移[13]。
2.3 PMNs与BMDCs在多种TDSFs的作用下,BMDCs动员入血,并作用于远端靶器官,于肿瘤细胞达到之前,在靶器官局部形成适宜肿瘤生长的PMNs。髓源性抑制细胞(myeloid-derived suppressor cells,MDSCs)通过改变荷瘤机体靶器官的宿主炎性反应或是免疫微环境,如降低自然杀伤细胞(natural killer cell,NK)的细胞活性、促进肿瘤细胞上皮间质转化等,促进PMNs的形成,以利于游离肿瘤细胞在靶器官黏附、生存和增殖。MDSCs作为构成BMDCs的重要亚群,在PMNs构建中发挥了不可替代的作用。研究表明[14],在小鼠Lewis肺癌模型中,表达VEGFR1的BMDCs归巢到特异的转移前位点,同时高表达整联蛋白a4β1,特异性地与靶器官纤维连接蛋白表位结合,不但在靶器官中高度聚集,为弥散的肿瘤细胞提供了强有力的“停泊位点”,而且能够特异性诱导肺实质内炎性蛋白S100A8/A9和铃蟾多样性肽8的表达,进一步诱导MDSCs迁移,共同构建PMNs。此外,肿瘤细胞中神经鞘氨醇-1-磷酸化受体-1(sphingosine-1-phosphate receptor 1,S1PR1)-信号传导及转录激活因子3(signal transducers and activators of transcription 3,STAT3)表达上调可产生一系列生物活性因子,进一步激活转移前器官中多种细胞的S1PR1-STAT3信号通路,促进PMNs中MDSCs持续扩增,从而利于PMNs的形成[15]。
3 PMNs的演变过程PMNs的形成并不是一蹴而就的,血管渗漏及通透性增强,基质细胞的激活,细胞外基质(extracellular matrix,ECM)的重塑,免疫细胞的募集,促进PMNs的发生与发展。
3.1 血管渗漏及通透性增强血管发生渗漏、通透性增强是PMNs形成初始阶段的重要标志。由于肿瘤组织内微血管基质不完善,如血管壁缺乏平滑肌支持、血管壁薄、易通透,使得肿瘤细胞衍生的因子以及蛋白酶类易渗漏至血管内皮细胞间隙,促使肿瘤细胞内渗,增强其转移能力。
研究表明,肿瘤分泌因子如VEGFA和血管生成素样蛋白4(angiopoietin-like protein 4,ANGPTL4),通过激活黏着斑激酶,破坏内皮细胞接触,增强肺微血管的通透性,促进肿瘤转移[16]。此外,乳腺癌细胞表达的表皮生长因子受体、表皮调节素、环氧合酶2、MMP-1和MMP-2相互协同,增加血管通透性,使循环肿瘤细胞(circulating tumor cell,CTC)外渗,以促进肺转移[17]。MMP家族中的另一个成员MMP-9也密切参与调节PMNs中的血管完整性,近来一些研究表明,肿瘤细胞到达靶器官之前,CD11b+/Gr-1+髓系细胞可通过分泌MMP-9等因子,减少周细胞覆盖,破坏血管内皮的VE-钙黏蛋白连接,造成血管的高渗透性[18]。由于肿瘤细胞移出血管,并和髓系细胞以及活化的血小板聚集成团,从而为PMNs的形成和肿瘤细胞的靶向性转移提供了有利条件。
3.2 基质细胞激活血管内皮细胞结构功能的异常只是PMNs进化过程中的一个改变,其他基质细胞,如肿瘤相关巨噬细胞(tumor-associated macrophages,TAMs)、肿瘤相关成纤维细胞(cancer-associated fibroblasts,CAFs)等也会被激活,从而有利于PMNs的建立。
肿瘤细胞以及肿瘤相关间质细胞释放CCL2、CCL3、CCL4、CCL5、CXCL12、CXCL8等趋化因子,以及VEGF、内皮素2、PDGF等细胞因子,可促进TAMs的募集[19]。这些刺激因子相互协作,诱导TAMs到达肿瘤周围的基质区域,随后TAMs穿透基底膜,到达周围正常的组织基质,提高肿瘤细胞的侵袭性,进一步加剧PMNs的形成。另外,肿瘤细胞通过分泌TGF-β和PDGF等细胞因子,激活组织内正常的成纤维细胞,使之成为CAFs,继而原位肿瘤细胞、CAFs分泌的细胞因子,以及同ECM重塑相关的蛋白,共同构建以炎症细胞为主要成分的PMNs[20]。另外,肿瘤来源的EVs能够诱导基质细胞中特定的S100蛋白家族表达上调,如乳腺癌细胞来源的EVs能够上调肺成纤维细胞中S100A4、S100A6、S100A10、S100A11、S100A13、S100A16的表达,而胰腺癌细胞来源的EVs能够上调Kuffer细胞中S100P和S100A8的表达,通过促炎症微环境来调节PMNs的形成。
3.3 ECM重塑在形成PMNs的复杂过程中,ECM发生着明显变化,而这种变化可通过两种机制实现,即ECM蛋白的表达水平与相对组成的改变,以及ECM空间拓扑结构与刚性等物理学性质的改变。
近年来,肿瘤微环境中ECM纤维生成备受关注。TGF-β能通过JNK、p38、ERK、Akt等信号通路,激活细胞核内的转录因子,促进ECM纤维的生成,从而利于PMNs构建,介导肿瘤转移[20]。此外,非细胞因素如组织缺氧,也与PMNs的形成息息相关。人源性肿瘤细胞缺氧时,可分泌赖氨酰氧化酶(lysyl oxidase,LOX),其与胶原蛋白和弹性蛋白交叉连接有关。研究表明[21],LOX与LOXL2的高表达,促进了肿瘤中胶原蛋白的沉积,增强了ECM的硬度,并促进乳腺癌与肺癌的侵袭与转移;而抑制LOX/LOXL2的氧化酶活力,减缓了组织的纤维化与肿瘤的发生。不仅如此,LOX家族也是TGF-β所依赖的蛋白质,骨膜素生成可通过增强Wnt信号传导,从而维持起始转移细胞的浸润。
3.4 免疫细胞的募集免疫细胞参与了从肿瘤细胞开始启动侵袭,到PMNs形成的各个环节。原发肿瘤细胞还“劫持”不同类型的免疫细胞,导致其在PMNs中的异常分化和累积。淋巴细胞、MDSCs、巨噬细胞和树突状细胞,这些免疫细胞的功能失调和破坏,帮助肿瘤细胞免疫逃逸。MDSCs抑制γ干扰素(interferon γ,IFN-γ)介导免疫应答,同时诱导促炎细胞因子,如白介素和基质细胞衍生因子1(SDF1)的表达,通过募集BMDCs,产生促炎症免疫抑制性PMNs[22]。此外,中性粒细胞在PMNs中的作用也不容小觑。研究显示,中性粒细胞可在肿瘤细胞分泌的粒细胞集落刺激因子(G-CSF)、外泌体及基质细胞来源的SDF1的介导下,在转移性器官中扩增[23]。中性粒细胞产生的白三烯可通过选择性富集肿瘤干细胞,促使肿瘤远处转移。而通过特定技术手段抑制肿瘤PMNs中的中性粒细胞聚集,可以阻止肿瘤转移的发生(Fig 1)。
4 PMNs的检测目前,针对恶性肿瘤患者,通常使用放射学成像技术,如电子计算机断层扫描(computed tomography,CT)、正电子发射型计算机断层显像(positron emission computed tomography,PET)来评估转移灶的形成。但检测小于1 cm的肿瘤,PET和CT成像结果是不可靠的,并且也不能区分良性炎症和恶性病变。因此,提高肿瘤转移检测的可靠性显得尤为必要。目前,正开发更高分辨率的成像技术,并积极寻求早期转移的遗传生化标志物。
研究表明[24],CD68+骨髓细胞中S1PR1-STAT3信号传导的激活对于PMNs的形成至关重要,其中CD68+骨髓细胞可作为检测PMNs形成的潜在分子。此外,在转移前的早期阶段,乳腺癌患者血清中能够检测到肿瘤细胞来源EVs中的miR-105[25],因此,开发相关技术,以提高来自癌症患者血液中肿瘤来源的EVs等相关生物标志物检测的灵敏性迫在眉睫。
5 小结肿瘤转移不仅依赖于肿瘤细胞自身的侵袭能力,还与肿瘤PMNs的形成密切相关。自1889年Paget等[26]提出“种子与土壤”(seed and soil)假说以来,有关PMNs形成的复杂分子机制研究不断取得进展,这些进展为更好地阐明肿瘤转移的机制,以及设计更有效的癌症诊断和治疗策略提供了依据。PMNs是肿瘤动员骨髓源性细胞和宿主基质细胞等相互作用而产生的,很大程度上决定了循环肿瘤细胞能否在待转移灶部位附着、生存、增殖,并最终促进肿瘤转移。近年来,与PMNs相关的细胞EVs的研究日益增多,EVs因其流通性、丰富性和稳定性,有望成为评估PMNs形成的生物标志物。而有目的性地控制肿瘤EVs产生,可能是破坏PMNs形成,控制肿瘤转移的有效方法之一。已有研究表明,用超顺磁性氧化铁纳米颗粒或碘同位素标记EVs,能够进行敏感的磁共振或射线照相追踪。PMNs是一个极其复杂的微环境,因此至今仍有很多关键问题未得到解答。PMNs还有哪些重要组成?PMNs能否作为癌症转移的生物标志物?PMNs形成的进程能否被阻碍?进一步加强PMNs形成机制的探讨,将有助于新靶点的发现。
[1] | Liu Y, Cao X. Characteristics and significance of the pre-metastatic niche[J]. Cancer Cell, 2016, 30(5): 668-81. doi:10.1016/j.ccell.2016.09.011 |
[2] | Beaino W, Nedrow J R, Anderson C J. Evaluation of (68) Ga- and (177) Lu-DOTA-PEG4-LLP2A for VLA-4-targeted PET imaging and treatment of metastatic melanoma[J]. Mol Pharm, 2015, 12(6): 1929-38. doi:10.1021/mp5006917 |
[3] | Yang X, Lu P, Ishida Y. Attenuated liver tumor formation in the absence of CCR2 with a concomitant reduction in the accumulation of hepatic stellate cells, macrophages and neovascularization[J]. Int J Cancer, 2006, 118(2): 335-45. doi:10.1002/(ISSN)1097-0215 |
[4] | 吴玲, 王佳, 吴英, 等. 乳腺癌骨转移过程中的分子机制[J]. 中国肿瘤外科杂志, 2017, 9(1): 55-7. Wu L, Wang J, Wu Y, et al. Mechanism of breast cancer bone metastasis[J]. Chin J Surg Oncol, 2017, 9(1): 55-7. doi:10.3969/j.issn.1674-4136.2017.01.018 |
[5] | KleinA, SchwartzH, Sagi-AssifO, 等. 星形胶质细胞通过分泌IL-23促进黑色素瘤脑转移[J]. 临床与实验病理学杂志, 2015, 31(11): 1291. Klein A, Schwartz H, Sagi-Assif O, et al. Astrocytes promote the brain metastases of melanoma by secreting IL-23[J]. Chin J Clin Exp Pathol, 2015, 31(11): 1291. |
[6] | Bresnick A R, Weber D J, Zimmer D B, et al. S100 proteins in cancer[J]. Nat Rev Cancer, 2015, 15(2): 96-109. doi:10.1038/nrc3893 |
[7] | Seike T, Fujita K, Yamakawa Y, et al. Interaction between lung cancer cells and astrocytes via specific inflammatory cytokines in the microenvironment of brain metastasis[J]. Clin Exp Metastasis, 2011, 28(1): 13-25. doi:10.1007/s10585-010-9354-8 |
[8] | Wolf M J, Hoos A, Bauer J, et al. Endothelial CCR2 signaling induced by colon carcinoma cells enables extravasation via the JAK2-Stat5 and p38MAPK pathway[J]. Cancer Cell, 2013, 22(2): 91-105. |
[9] | Zhang L, Zhang S, Yao J, et al. Microenvironment-induced PTEN loss by exosomal microRNA primes brain metastasis outgrowth[J]. Nature, 2015, 527(7576): 100-4. doi:10.1038/nature15376 |
[10] | Lu X, Kang Y. Chemokine (C-C motif) ligand 2 engages CCR2+ stromal cells of monocytic origin to promote breast cancer metastasis to lung and bone[J]. J Biol Chem, 2009, 284(42): 29087-96. doi:10.1074/jbc.M109.035899 |
[11] | Liu Y, Gu Y, Han Y, et al. Tumor exosomal RNAs promote lung pre-metastatic niche formation by activating alveolar epithelial TLR3 to recruit neutrophils[J]. Cancer Cell, 2016, 30(2): 243-56. doi:10.1016/j.ccell.2016.06.021 |
[12] | Becker A, Thakur B K, Weiss J M, et al. Extracellular vesicles in cancer: cell-to-cell mediators of metastasis[J]. Cancer Cell, 2016, 30(6): 836-48. doi:10.1016/j.ccell.2016.10.009 |
[13] | 徐敏, 戈伟, 尹竺晟. 外泌体在肿瘤微环境中的调控作用及其在肿瘤进展中的作用[J]. 中国医药导报, 2016, 13(17): 29-32. Xu M, Ge W, Yin Z C. Regulation role of exosomes in tumor microenvironment and its role in tumor progression[J]. Chin Med Herald, 2016, 13(17): 29-32. |
[14] | Sceneay J, Smyth M J, Möller A. The pre-metastatic niche: finding common ground[J]. Cancer Metastasis Rev, 2013, 32(3-4): 449-64. doi:10.1007/s10555-013-9420-1 |
[15] | Sido J M, Yang X, Nagarkatti P S, et al. Δ9-Tetrahydrocannabinol-mediated epigenetic modifications elicit myeloid-derived suppressor cell activation via STAT3/S100A8[J]. J Leukoc Biol, 2015, 97(4): 677-88. doi:10.1189/jlb.1A1014-479R |
[16] | Hiratsuka S, Goel S, Kamoun W S, et al. Endothelial focal adhesion kinase mediates cancer cell homing to discrete regions of the lungs via E-selectin up-regulation[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2011, 108(9): 3725-30. doi:10.1073/pnas.1100446108 |
[17] | Gupta G P, Nguyen D X, Chiang A C, et al. Mediators of vascular remodelling co-opted for sequential steps in lung metastasis[J]. Nature, 2007, 446(7137): 765-70. doi:10.1038/nature05760 |
[18] | 魏华民, 花宝金. 髓源性抑制细胞在构筑PMN促肿瘤转移中的作用[J]. 中国癌症杂志, 2017, 27(6): 516-20. Wei H M, Hua B J. Role of myeloid-derived suppressor cells in premetastatic niche formation and tumor metastasis promotion[J]. Chin Oncol, 2017, 27(6): 516-20. |
[19] | Ramanathan S, Jagannathan N. Tumor associated macrophage: a review on the phenotypes, traits and functions[J]. Iran J Cancer Prev, 2014, 7(1): 1-8. |
[20] | 沈培亮, 刘兆国, 王旭, 等. 肿瘤ECM纤维生成与肿瘤转移进展[J]. 中国药理学通报, 2015, 31(11): 1485-8. Shen P L, Liu Z G, Wang X, et al. Progression of tumor ECM fiber formation and tumor metastasis[J]. Chin Pharmacol Bull, 2015, 31(11): 1485-8. doi:10.3969/j.issn.1001-1978.2015.11.002 |
[21] | Canesin G, Cuevas E P, Santos V, et al. Lysyl oxidase-like 2 (LOXL2) and E47 EMT factor: novel partners in E-cadherin repression and early metastasis colonization[J]. Oncogene, 2015, 34(8): 951-64. doi:10.1038/onc.2014.23 |
[22] | Yan H H, Pickup M, Pang Y, et al. Gr-1+CD11b+ myeloid cells tip the balance of immune protection to tumor promotion in the premetastatic lung[J]. Cancer Res, 2010, 70(15): 6139-49. doi:10.1158/0008-5472.CAN-10-0706 |
[23] | Granot Z, Henke E, Comen E A, et al. Tumor entrained neutrophils inhibit seeding in the premetastatic lung[J]. Cancer Cell, 2011, 20(3): 300-14. doi:10.1016/j.ccr.2011.08.012 |
[24] | Deng J, Liu Y, Lee H, et al. S1PR1-STAT3 signaling is crucial for myeloid cell colonization at future metastatic sites[J]. Cancer Cell, 2012, 21(5): 642-54. doi:10.1016/j.ccr.2012.03.039 |
[25] | Zhou W, Fong M Y, Min Y, et al. Cancer-secreted miR-105 destroys vascular endothelial barriers to promote metastasis[J]. Cancer Cell, 2014, 25(4): 501-15. doi:10.1016/j.ccr.2014.03.007 |
[26] | Paget S. The distribution of secondary growths in cancer of the breast. 1889[J]. Cancer Metastasis Rev, 1989, 133(3421): 571-3. |