2. 复旦大学药学院，上海 200031;
3. 国家人口和计划生育委员会计划生育药具重点实验室，上海 200032
2. School of Medicine, Fudan University, Shanghai 200031, China;
3. National Population and Family Planning Commission Key Lab of Contraceptive Drugs & Devices, Shanghai 200032, China
前列腺癌(prostate cancer, PCa)是老年男性常见的恶性肿瘤，其发病率居欧美国家恶性肿瘤首位，致死率居第2位[1]。我国并非传统意义上的前列腺癌高发区，但随着人民生活方式和饮食结构改变、寿命延长以及检测诊断技术的进步，我国前列腺癌发病率呈逐步上升态势。尽管早期前列腺癌的10年生存率较高，但一旦发生转移，其预后普遍不佳。前列腺癌转移方式有多种，其中，骨转移、淋巴转移等常见。淋巴转移与血液转移密切相关，预示远端器官转移可能且多预后不佳[2-3]。相对于细胞模型，动物模型能更好地再现肿瘤发生、发展进程及肿瘤微环境复杂因素的影响。构建合适的前列腺癌转移模型及科学合理的评价体系，是研究前列腺癌发生、发展、转移机制及药物研究的前提和基础。本文介绍了目前常见的前列腺癌转移模型，从转移模型的操作、评估、应用等方面比较各种模型的特点，以对目前的前列腺癌转移模型有更直观的认知，为前列腺癌转移模型的构建和选择奠定基础。
1 理想的前列腺癌转移模型理想的前列腺癌转移模型，应能有效地模拟人体前列腺癌发生、发展、转移进程以及病理生理变化过程，应具备以下特征: ①能再现人体内肿瘤发生发展进程中基因型和表型的改变，与人前列腺癌的发生、发展、转移的过程特征相似度高，对激素的反应性与人前列腺癌相似；②模型的相似性、可重复性、可靠性、适用性和可控性、易行性和经济性；③模型检测方法和评价手段易实现，便于及时、动态和持续观察研究。
2 已构建前列腺癌转移模型比较目前，已构建的前列腺癌转移模型主要包括自发性肿瘤动物模型、诱发性肿瘤动物模型、肿瘤细胞系移植(cell-line-derived tumor xenograft，CDTX)模型、人源肿瘤组织异种移植(patient-derived tumor xenograft，PDTX)模型以及基因修饰肿瘤模型5类，这5类模型比较见Tab 1。
| 模型分类 | 模型描述 | 优点 | 缺点 |
| 自发性肿瘤动物模型 | 实验动物未经任何有意识的人工处置，在自然情况下自发生成肿瘤。 | ①近似人类肿瘤发生过程，易推衍到人； ②研究肿瘤中遗传因素的作用和抗肿瘤药效评价。 |
①个体差异较大, 很难限时获得大量荷瘤动物； ②实验周期相对较长； ③动物数多，耗费大，较少用于抗肿瘤药物的常规筛选。 |
| 诱发性肿瘤动物模型 | 物理、化学和生物致癌因素诱发动物肿瘤。苯并芘、联苯胺、亚硝胺类、黄曲霉毒素类等为常用化学致癌剂。 | ①诱发因素和条件可控，诱发率高于自然发病率； ②验证可疑致癌因素及肿瘤病因学研究。 |
①诱导时间长(3~5月，甚至1~2年)； ②成瘤率不高，死亡率高； ③肿瘤时间、部位、病灶数等个体间不均等。 |
| 肿瘤细胞系移植模型 | 将肿瘤细胞系移植到同种或异种动物体内成瘤。抗肿瘤药效评估最常用模型。 | ①保持原发肿瘤大部分生物学特性； ②动物个体成瘤差异小，成瘤率高，实验周期短。 |
①增殖时间短，与人肿瘤不同； ②人体肿瘤细胞亚群不能全部出现在移植瘤中； ③需免疫缺陷动物，成本较高。 |
| 人源肿瘤组织异种移植模型 | 将患者新鲜肿瘤组织接种于免疫缺陷小鼠建立模型。最大程度避免体外处理，更好地反映肿瘤生物学特征。 | ①保留肿瘤的基质异质性和组织学特性，模拟体内微环境(癌细胞形态、基质富集、淋巴和血管系统及坏死区域)； ②客观全面反映肿瘤发展及对药物作用的反应。 |
①肿瘤转移较少； ②成本和周期长，至少需2月； ③技术难度较大且成瘤率较低，操作较为复杂，特别是肾包膜等部位的异位移植。 |
| 基因修饰肿瘤模型 | 转基因、基因打靶和条件性基因打靶等技术敲除或插入特定基因，诱发动物肿瘤。主要用于癌前病变及肿瘤发生发展过程研究。 | ①环境与遗传背景相互作用研究提供模型； ②研究肿瘤发生机制、肿瘤免疫逃避的理想模型。 |
①模型建立过程较长； ②费用较高。 |
由于自发性和诱发性肿瘤动物模型运用较少，后文将主要讨论前列腺癌移植型和基因修饰型动物模型及检测评价方法。
3 前列腺癌移植性转移模型前列腺癌移植性转移模型是将同种或异种的前列腺癌细胞或组织移植到模式动物体内，从而构建前列腺癌移植性转移模型。按移植物是细胞或组织不同，模型可分为肿瘤细胞系移植模型和人源肿瘤组织异种移植模型，详见Tab 1。按移植部位，模型可分为皮下种植、原位移植、肾包膜下移植、血管内接种移植等。免疫功能不全小鼠(裸鼠或严重联合免疫缺陷小鼠)具有免疫缺陷特性，是构建人前列腺癌转移模型的理想载体。将人前列腺癌细胞或者组织通过注射、外科移植等手段接种至免疫缺陷小鼠体内是较常用的造模方法。
3.1 按照移植部位不同分类 3.1.1 皮下种植皮下种植是将人肿瘤细胞接种到免疫缺陷动物皮下，是最常用的肿瘤生长模型构建方法。皮下种植成瘤率高、操作简易、对实验室硬件要求不高。用该方法接种，常见的人前列腺癌细胞系都能成瘤，但肿瘤不能转移或转移率较低。
3.1.2 原位移植将人前列腺癌细胞或前列腺癌组织块移植到免疫缺陷动物的前列腺组织内，使之在动物前列腺原位产生肿瘤及形成转移灶。按照建模操作方法不同，原位移植又分为原位注射、外科原位种植、肾包膜下种植和血管内接种等方法，其中，血管内接种又可分为尾静脉注射、左心室注射和腔静脉注射等3种造模方法。
3.2 皮下移植和原位移植的比较皮下异种移植的优势为操作简便、成瘤率高，易于控制和重复，缺陷在于传统皮下异种移植模型难以实现肿瘤转移；原位异种移植可明显促进肿瘤转移，且前列腺癌生长的微环境更接近真实情况，可用于研究肿瘤与基质的相互作用[4-5]。具体皮下种植和原位移植方法的比较见Tab 2。
| 移植方法 | 方法条件 | 成瘤及转移性 | 应用 | 优缺点 | 参考文献 |
| 皮下种植 | 将肿瘤细胞接种到免疫缺陷动物皮下，条件要求不高，操作简易。 | 常见细胞系都能成瘤，但不转移或转移率较低；高转移细胞系可提高转移率。 | 模型可评价抗肿瘤药物药效，而很少用于转移研究。 | 操作简便、成瘤率高，易于控制和重复，难转移。 | [6-7] |
| 原位移植 | |||||
| 原位注射成瘤 | 将人前列腺癌细胞悬液注射到免疫缺陷动物前列腺被膜下，关键在于解剖暴露膀胱。 | 成瘤率高，但膀胱、精囊腺、前列腺及肠管黏连，不能排除注射误差，加入matrigel胶可提高成瘤率。 | 能构建肿瘤模型，但非理想转移模型。 | 明显促进肿瘤转移，且前列腺癌生长的微环境更接近真实情况，可研究肿瘤与基质的相互作用。 | [8] |
| 外科原位种植 | 种植1 mm3等体积前列腺癌组织小块到免疫缺陷动物前列腺背侧叶，对操作技术、硬件条件要求较高。 | 成瘤率高，肺转移和主动脉旁淋巴转移发生早于骨转移，与人类特征不一致。 | 肿瘤转移属性与人类不同，非前列腺癌转移理想模型。 | 同上 | [9-10] |
| 肾包膜下种植 | 将前列腺癌组织小块接种到肾包膜下，对操作技术、硬件条件要求较高。 | 瘤体生长良好，成瘤率优于原位注射及皮下种瘤，与小鼠精囊间质外重组后再移植，可提高成瘤率和肿瘤参数。 | 移植人前列腺癌组织到免疫缺陷小鼠，可提供有价值前列腺癌模型，对治疗方法进行评价。 | 同上 | [11-12] |
| 血管内接种模型 | 前列腺癌细胞悬液血管内注射，循环送达全身各处并引起肿瘤。主要有尾静脉注射、左心室注射和腔静脉注射等3种方法，左心室注射模型操作较复杂。 | 尾静脉注射和腔静脉注射类似，获得较高肺转移率及较低骨转移率，与人前列腺癌转移路径不一致；左心室注射模型易出现腰椎骨转移和病理性骨折。 | 单纯尾静脉注射可反映癌细胞对靶器官种植能力，左心室注射模型为研究前列腺癌转移病理生理过程提供理想模型。 | 同上 | [13-14] |
前列腺癌转移基因修饰研究模型主要有基因敲除模型和转基因模型两类。
4.1 基因敲除模型基因敲除模型是运用分子生物学技术去除特定的基因而制成基因敲除动物模型。目前已经建立了敲除特异性抑癌基因，如pten、mxi1、spop突变或缺失模型、敲除高度保守的同源框基因NKx3.1等构建肿瘤动物模型[15-16]。基因敲除可以通过基因型鉴定(genotyping)来检测，即通过设计特定的引物，利用小鼠鼠尾基因组DNA做模版，通过PCR产物大小区分基因修饰(含敲除、敲入、突变等)纯合子、杂合子及野生型。
4.2 转基因模型以SV40-T为载体构建的转基因小鼠可形成具有较强侵袭能力的前列腺癌，且有神经内分泌等功能，在研究前列腺癌神经内分泌功能方面具有一定的意义。转基因模型为前列腺癌研究提供了良好的模型，但转基因模型费用高、周期长，裸鼠难形成大体积瘤体，难以被常用的影像学检测手段捕捉，更理想的转基因模型还有待进一步研究。
4.3 基因敲除模型和转基因模型的比较前列腺癌基因修饰动物模型可以通过基因敲除或者转基因的方式来研究不同的基因对于前列腺癌的发生、发展及转移的机制，为前列腺癌研究提供了良好的工具和模型，但是，两种模型的原理、方法和特点又各有不同，见Tab 3。
| 基因修饰方法 | 方法条件 | 成瘤及转移性 | 应用 | 优缺点 | 参考文献 |
| 基因敲除模型 | 运用分子生物学技术去除特定基因，制成基因敲除动物模型。 | 已建立敲除特异抑癌基因，如pten、mxi1、spop突变或缺失模型、敲除基因NKx3.1等构建肿瘤动物模型；成瘤型和转移性与相应的基因功能相关。 | 基因敲除构建基因敲除动物模型，研究特定基因功能，为前列腺癌机制研究提供理想模型。 | siRNA不彻底的基因敲低；CRISPER-Cas9等基因编辑技术实现彻底基因敲除；效率高、费用低，细胞、小鼠、斑马鱼等都可实现；鉴定复杂，可通过基因型鉴定来检测。 | [15-16] |
| 转基因模型 | SV40-T为载体；通过probasin(PB)或其他特异启动子限制性表达某些癌基因；通过特异启动子调控Cre重组酶抑制某些抑癌基因表达。 | 成功培育出小鼠前列腺转基因腺癌TGAMP模型，10~20周龄TGAMP模型小鼠100%发生局灶性前列腺癌，大多数位于背侧叶，模拟人前列腺癌转移的某些特定遗传损伤，导致小鼠产生前列腺癌转移。 | TGAMP模型可快速发生与人前列腺癌有多种类似特征的肿瘤，如淋巴结、肺和骨等远端器官转移、CRPC演变和神经内分泌型分化等，广泛应用于前列腺癌的研究。 | PB启动子受雄激素调控，TRAMP模型去势后前列腺癌进展减缓，雄激素依赖性的属性与人类无相关性；良好的前列腺癌研究模型，费用高、周期长，裸鼠难以形成较大的瘤体，常用的影像学检测手段难捕捉。 | [17-18] |
荧光蛋白标记技术、光学成像技术、超声探测技术CT、ECT骨扫描、磁共振和三维超声微成像等检测方法的运用，实现在体、实时、动态观测及检查前列腺癌模型的瘤体。另外，淋巴结内压力和微环境的酸碱度变化也可成为前列腺癌转移研究的检测指标[19-20]。
荧光蛋白作为活体荧光探针，为研究活细胞提供可视化可能[21]，实现在活体荧光成像系统下直接观察肿瘤的生长、进展与转移全过程。Kolostova等[22]通过外科手术原位种植荧光蛋白标记的前列腺癌，活体成像系统观测肿瘤的耐药性、转移及血管形成过程。通过对前列腺癌细胞进行绿色荧光标记GFP[23]或者荧光素酶luciferase[24]标记，也有利于后期的实时检测，尤其有利于前列腺癌转移的研究过程。裸鼠前列腺原位模型体积小，在不损伤实质脏器的前提下，超声检测可准确获得深部瘤体体积。基于犬类模型的前列腺核磁共振前哨淋巴结的淋巴细胞成像技术有利于临床应用，例如在手术前前列腺癌患者的前哨淋巴结成像[25]。
Miura等[19]发现，在肿瘤细胞尚未完全扩散的早期阶段，腋窝淋巴结压力增加适当，提示淋巴结内压力升高可能成为前列腺癌淋巴结转移的早期诊断参数。Astigiano等[20]发现，肿瘤微环境呈酸性，碱性化的食物可延缓前列腺癌转基因小鼠(transgenic adenocarcinoma of the mouse prostate，TRAMP)中肿瘤进展和转移过程，对前列腺的预防、检测和治疗有积极意义。
6 结语前列腺癌进展影响因素众多，构建再现人体前列腺癌发生、进展、转移过程的前列腺癌模型对于前列腺癌的发生、转移机制研究以及前列腺癌的预防、诊断、药物研究和治疗具有重大意义。但现有的前列腺癌动物模型还不够理想，因此，前列腺癌模型研究依旧任重道远。综述前文，可以从前列腺癌细胞系的优化筛选、模型构建方法、优化检测评价方法和手段等角度着手，尝试构建能够模拟体内前列腺癌起始、发生、进展、转移的模型，实现在体、实时、动态、定量监测的前列腺癌转移动物模型，为前列腺癌的机制研究、药物研究和防治方法提供理想的研究模型。
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