咪唑立宾(mizoribine, MZR)是从霉菌E-upeniallum brefeldianum M2166培养液中分离出来的咪唑核苷酸类化合物^[1]。作为嘌呤合成抑制剂，MZR可选择性抑制淋巴细胞如T细胞、B细胞的增殖与分化，进而发挥免疫抑制作用^[2]。1984年MZR在日本批准上市，目前该药在中国批准的适应症是预防肾移植术后免疫排斥反应的发生。但是MZR个体间药动学特征存在显著性的差异^[3-4]，同时治疗窗相对较窄^[5]，因此有必要开展治疗药物监测(therapeutic drug monitoring, TDM)工作。目前我院在国内领先开展MZR在中国肾移植术后患者的PK/PD临床研究，发现国内外尚未见针对MZR的TDM综述报道。笔者就MZR的药动学特征、监测方案、基因多态性、群体药动学等方面作系统阐述总结，并给出相应TDM方案制订的建议。

MZR为亲水性强的弱酸性药物，口服吸收迅速，肾移植稳定期受者的生物利用度(bioavailability, F)均值在44.8%(四分位范围在37.8%~61.5%)^[6]。有文献报道MZR为肠道上皮细胞中富集型核苷转运体(concentrative nucleoside transporter, CNT)1和CNT2的底物，因此核苷类药物如吉西他滨(CNT1的底物)和利巴韦林(CNT2的底物)可竞争性抑制MZR的肠道吸收^[7-8]。一项纳入8例健康志愿者的临床研究发现盐分摄入会增加MZR的肠道吸收^[8]。此外，MZR的吸收与年龄存在相关性，儿童患者MZR的吸收较成人患者低，因此儿童患者需要更大的剂量来获得更好的免疫抑制治疗效果^[9]。健康志愿者口服MZR后达峰时间(peak time, t_max)为2~3 h，在6 mg·kg^-1给药剂量下，给药5 d后的稳态达峰浓度(peak concentration, C_max)均值为4.6 mg·L^-1[10]。

MZR体内的蛋白结合率较低(2.3%)，血液透析可清除本品^[11]。MZR的稳态表观分布容积均值为0.21 L·h^-1·kg^-1[10]。大鼠实验显示，口服给药后，肾、胃内分布浓度最高，肝、膀胱、小肠、脾和胸腺内浓度也高于血浆浓度。药物可通过胎盘进入胎仔体内，也可分泌入大鼠的乳汁中，脑内几乎没有药物分布。连续给予大鼠MZR 21 d后，未见药物蓄积。

MZR不经肝脏代谢，但在细胞内经腺苷激酶代谢为5′-磷酸MZR发挥药效^[12]。

85%的MZR以原型药物形式经尿液排出，9.7%通过粪便排出，不足1%通过胆汁排泄。肾功能恢复稳定的肾移植患者，口服MZR 100 mg后，6 h内的尿排泄率约80%。肾功能正常或轻度异常患者，消除半衰期为2~5 h，肾移植患者肌酐清除率(creatinine clearance, CL_cr)低于50 mL·min^-1时，本品在体内有明显蓄积。

检测方法的选用主要取决于实验室或医院的仪器设备以及实验目的。目前报道最多的检测方法是高效液相色谱法(high performance liquid chromatography, HPLC)法及HPLC-质谱(mass spectrometry, MS)法。Ren等^[13]建立了测定血浆中MZR的HPLC方法，选用阿糖胞苷作为内标，采用反相C₁₈柱，流动相为含10 mmol·L^-1高氯酸的10 mmol·L^-1磷酸二氢钾缓冲溶液(pH=6.3)，流速为1.5 mL·min^-1，波长设定为280 nm。该法的线性范围在0.02~10 mg·L^-1，最低检测浓度为0.02 mg·L^-1，该方法被应用于肾移植术后患者的MZR药动学特征分析。此外，戴青等^[14]也使用HPLC法测定32名健康志愿者血浆中的MZR浓度，波长设定为280 nm，色谱柱采用氨基柱，流动相为乙腈-水-冰醋酸(30 :70 :0.3，V/V)，其线性范围为0.1~10 mg·L^-1，最低检测浓度为0.02 mg·L^-1，回收率良好，但此方法未应用内标物。国外文献中，Choi等^[15]也是采用HPLC法测定了24名健康男性志愿者血清中MZR的浓度，波长设定为275 nm，选择3-甲基黄嘌呤作为内标，色谱柱为C₁₈柱，流动相为磷酸氢二钠和甲醇(93 :7，V/V，pH=3)，线性范围为0.1~4 mg·L^-1，定量下限为0.1 mg·L^-1。Zhao等^[16]采用LC-ESI-MS/MS法，以血清为样本，内标物为甲砜霉素，采用反相C₁₈柱，流动相为0.1%醋酸铵水溶液-甲醇(47 :53，V/V )，MZR测定浓度在0.02~2 mg·L^-1内呈良好线性，定量限为0.02 mg·L^-1。HPLC法虽然有特异性强、检测浓度范围广等优势，但因其所需仪器设备价格较贵，目前多用于基础研究或者在大型的医院应用^[17-18]。

还有一种新的酶测定法检测血清MZR的活性代谢产物5′-磷酸MZR浓度^[19]，该方法原理是一种连续偶合反应，由两个独立的酶促反应组成，MZR先由腺苷激酶催化生成5′-磷酸MZR，后者抑制次黄嘌呤单磷酸脱氢酶(hypoxanthine monosodium phosphate dehydrogenase, IMPDH)，该酶可减少还原型烟酰胺腺嘌呤二核苷酸(reduced form of nicotinamide-adenine dinucleotid，NADH)的生成。因为5′-磷酸MZR抑制IMPDH有浓度依赖性，可以根据分光光度法测定NADH的形成，该方法适用于全自动临床分析仪，浓度范围为0.1~13.6 mg·L^-1。此方法敏感性与特异性高，但未来需要更多的实验来验证。

对于肾移植术后的患者而言，MZR的TDM时机通常是在肾小球滤过率恢复至稳定期(出现不良反应需实时监测除外)。目前理想的反映给药期间MZR在体内暴露水平的监测指标是药时曲线下面积(area under the curve，AUC)，该指标对肾移植术后患者排斥反应的发生具有良好的预测性。MZR的给药频次为1 d两次，结合其药动学特征，用于推算AUC的时间点设计以给药前0h以及给药后0.5、1、2、3、4、5、6、8和12 h较为适宜^[10]。以AUC为监测指标的治疗窗尚无明确研究，后续仍需更多研究来探讨。

AUC作为监测指标，具有样本采集繁杂、患者依从性低、临床反馈时间长等特点。针对此，目前有较多报道采用有限取样(limited sample strategy, LSS)法推算AUC值。Ishida等^[20]通过6点抽样的药代动力学研究得出48例肾疾病儿童MZR的血清浓度曲线，通过Bayesian和LSS法分析对比，AUC的预测效果在2个时间点(3 h和6 h)取样最理想，简化AUC计算公式为：AUC=0.958+2.489×C₃+6.038×C₆(r²=0.991)。

虽然LSS法较好的简化了监测环节，但仍不利于MZR在临床上的普及应用。后续研究表明，单点的谷浓度(trough concentration, C₀)可作为良好的监测指标。Sonda等^[21]开展46例日本肾移植术后稳定期患者的MZR药动学分析，并评价MZR的C₀水平与AUC的相关性，结果显示当CL_cr大于50 mL·min^-1，r=0.87；当CL_cr在30 mL·min^-1和50 mL·min^-1之间，r=0.93；当CL_cr < 30 mL·min^-1，r=0.94，这表明C₀与AUC的相关性良好。因此，C₀可作为反映AUC的监测指标。

该研究还进行MZR对人混合淋巴细胞的抑制实验，提出MZR能够发挥免疫抑制的治疗浓度范围为0.1~3 mg·L^-1，但是MZR C₀在0.1、1和5 mg·L^-1时，其免疫抑制效果分别为36.4%、52.6%和62.2%，这提示MZR发挥免疫抑制效果的浓度范围相对较广，但要达到50%以上抑制效果，仍需要浓度维持在1 mg·L^-1以上^[21]；另有一项体外研究发现MZR要达到抑制50% T淋巴细胞增殖的程度，其浓度应在0.5 mg·L^-1以上^[22]。有一项临床试验纳入90例肾移植术后患者，统计数据显示MZR的C₀维持在1~2 mg·L^-1时可发挥充分的免疫抑制效果并控制不良反应的发生^[23]。此外，一项评价MZR安全性与有效性的报道提出MZR的C₀在3 mg·L^-1以上时，出现骨髓抑制、肝损伤及感染等不良反应的几率增加^[10]。因此，综合现有研究，MZR的C₀治疗窗建议设定在1~3 mg·L^-1较为适宜。但值得注意的是，我国MZR说明书中的初始给药剂量设定在2~3 mg·kg^-1，低于文献报道日本临床试验中采用的高剂量6~8 mg·kg^-1。我们在工作中发现，2~3 mg·kg^-1的剂量较难达到1 mg·L^-1的C₀，因此，针对我国现有给药剂量，MZR的C₀治疗窗下限可考虑降低至0.5 mg·L^-1，是否该浓度可满足肾移植术后预防免疫排斥反应效果，还需通过扩大患者例数的PK/PD研究来确定。

另外，MZR主要经肾脏排泄，C₀与CL_cr呈现负相关性，因此上述治疗窗的前提是肾移植术后的患者CL_cr处于稳定水平。而对于肾移植术后早期的患者，其CL_cr有一个不断上升的恢复过程，药物的蓄积导致MZR浓度一般会比稳定期偏高。因此该治疗窗不适用于术后早期，建议这段期间应密切监测浓度导致的不良反应发生。

除单点监测C₀外，也有研究推荐使用C_max作为监测指标^[3]。Ishida等^[20]检测48例肾疾病儿童MZR的药动学特征，通过Bayesian和LSS法分析对比，发现给药后3 h(C₃)适宜作为C_max的采血时间点选择。另有研究提出MZR有效地抑制混合淋巴细胞反应的C_max浓度范围为3~6 mg·L^-1，当C_max高于6 mg·L^-1时更容易导致骨髓抑制^[21]。

MZR的基因多态性研究集中在肠道上皮细胞的核苷转运体。Naito等^[6]通过检测24 h尿蛋白含量评估34例稳定期的日本肾移植受者口服MZR的F，并检测SLC28A1和SLC28A2的基因多态性，发现SLC28A1 565GG、GA和AA的基因频率分别为20.6%、55.9%和23.5%，其中SLC28A1 565GG的F为62.4%，明显高于SLC28A1 565GA和AA的F(42.0%和41.4%)。但C₀在3种基因型的患者之间差异无显著性，同时研究还发现SLC28A2基因多态性与F和C₀均无相关性，该研究提示SLC28A1的基因多态性为影响MZR血浆处置的个体性差异因素之一。另有一项纳入30例日本健康青年男性志愿者的临床研究检测了SLC28A1 G565A、ABCG2 C421A和ABCC4 G2269A的基因多态性，同样也只有发现SLC28A1的基因多态性影响MZR的F，其中565GG基因型携带者F也明显高于565AA(分别为90.1%和75.4%)^[24]。从两个研究结果对比发现，健康志愿者MZR的F明显高于肾移植术后患者，但目前仍不清楚移植肾自身或原发疾病是否对SLC28A1的表达或肠道功能有影响。目前关于MZR基因多态性的研究结果相对较少，但检测SLC28A1 G565A的基因多态性，并结合后续的TDM结果，可更好地为临床制定个体化MZR给药方案提供参考。

Ishida等^[25-26]通过非线性混合效应模型(nonlinear mixed effect model, NONMEM)法分别分析114例和51例肾移植术后成人及儿童患者的药动学特征。MZR采用一室模型和一级吸收分析，如Tab 1所示，肾移植成人患者的平均吸收滞后时间(absorption lag time，ALAG)为0.581 h，平均吸收速率常数(absorption rate constant, K_A)为0.983 h^-1。与肾移植儿童患者群体药动学参数(ALAG，0.363 h；K_A，0.554 h^-1)相比，成人肾移植患者吸收较快。此外，体重(body weight，WT)校正下的成人肾移植患者平均表观分布容积(apparent distribution volume，V/F)为0.858·WT L，CL_cr校正下的平均口服清除率(oral clearance，CL/F)为1.80·CL_cr mL·min^-1，而儿童肾移植患者V/F为1.03·WT L，CL/F为2.81·CL_cr mL·min^-1，提示儿童肾移植患者需要MZR的剂量更大。研究发现无论在成人及儿童肾移植患者中，CL/F与V/F均呈现出正相关性，提示MZR的F个体间差异性大。因此，以上研究提出肾排泄率和肠道吸收程度是MZR个体药动学差异大的两大重要因素。

MZR在中国被批准的唯一临床适应症为预防肾移植术后排斥反应，自上市以来，多项临床试验表明其MZR的药效与其同类药物霉酚酸相似，但不良反应的发生率相对较低。因此，MZR在临床上作为霉酚酸的替代药物，应用越来越广。MZR的生物利用度个体差异大，同时治疗窗窄，使得临床上有必要开展MZR的TDM工作。但MZR的TDM工作在我国的开展相对滞后。目前我院在国内领先开展MZR在中国肾移植术后患者的PK/PD临床研究，发现国内外尚无针对MZR的TDM的综述报道。

结合自身工作经验及国内外文献，在制定MZR的TDM方案时，建议监测血清中原型药物的C₀，以1~3 mg·L^-1治疗窗调整剂量(鉴于目前我国MZR给药剂量低，下限可调整至0.5 mg·L^-1)，并注意该治疗窗设定是以肾移植术后肾功能恢复稳定水平为前提。检测方法可采用HPLC法，有条件者可串联质谱检测器。同时，MZR在鉴于MZR吸收过程中存在肠道转运体的基因多态性，建议可检测SLC28A1G565A基因型，指导MZR初始给药剂量的制定。此外，MZR的药动学特征在肾移植术后成人和儿童患者中存在显著性的差异，儿童肾移植患者需要MZR的剂量更大。