中国医科大学学报  2022, Vol. 51 Issue (3): 263-266

文章信息

刘雪健, 王佳贺
LIU Xuejian, WANG Jiahe
支气管扩张症微生物感染的研究进展
Research progress on microbial infection in bronchiectasis
中国医科大学学报, 2022, 51(3): 263-266
Journal of China Medical University, 2022, 51(3): 263-266

文章历史

收稿日期:2021-09-26
网络出版时间:2022-01-13 11:27
支气管扩张症微生物感染的研究进展
刘雪健 , 王佳贺     
中国医科大学附属盛京医院第一内科综合病房, 沈阳 110134
摘要:支气管扩张症发病率逐年增高,其发病及进展机制目前尚未完全明确。传统的痰液微生物检查对支气管扩张症感染诊断的意义有限。肺组织细菌菌群16S核糖体RNA(16S rRNA)测序分析、长度多态片段聚合酶链反应(LH-PCR)分析等检测方法的出现推翻了既往"下呼吸道通常是无菌的"这种观点,这些分子生物学检测方法有助于更好地识别相关的潜在致病菌。本文对支气管扩张症中肺部微生物组的最新研究进展进行综述。
关键词支气管扩张症    微生物    炎症    
Research progress on microbial infection in bronchiectasis
LIU Xuejian , WANG Jiahe     
Department of The First General Internal Medicine, Shengjing Hospital of China Medical University, Shenyang 110134, China
Abstract: Bronchiectasis has an increasing incidence worldwide, but its pathogenesis and molecular mechanism remain unclear, and the traditional sputum microbiological examination is of limited significance in diagnosing the disease. With the emergence of various detection methods, such as 16S rRNA pyrosequencing and analysis of bacterial flora in lung tissues, and length polymorphism polymerase chain reaction analysis, the idea that the lower respiratory tract is usually sterile has been nullified, which helps us better identify related potential pathogens. This review discusses the latest research progress on the lung microbiome in bronchiectasis.
Keywords: bronchiectasis    microorganisms    inflammation    

支气管扩张症是一种慢性损伤性疾病,其病理特征是永久的支气管扩张和严重的支气管炎症反应。支气管扩张症在欧洲和北美洲的患病率为67~566/10万,我国则高达1 200/10万[1]。支气管扩张症的病因涉及遗传、感染、环境污染及过敏等多种因素。其中,感染是导致支气管扩张症急性加重的重要原因。流感嗜血杆菌、铜绿假单胞菌和肺炎链球菌是支气管扩张患者痰液中最常分离到的致病菌[2]。慢性感染导致支气管扩张的进展,而炎症和黏膜纤毛清除受损导致肺组织结构改变,从而促进感染的发展[3]

铜绿假单胞菌等微生物以及从培养物中鉴定出的其他革兰氏阴性和革兰氏阳性微生物与疾病的进展、预后以及驱动气道中白细胞介导的炎症相关[4]。因此,对于频发急性加重的支气管扩张症,长期抗生素治疗仍然是当前主要的治疗方法。对肺微生物群落的分子学研究正在改变对气道微生物学的认识,研究者需要改变既往对微生物病理和结构的分型认识。微生物的分型可以潜在地提供疾病亚型、治疗反应及未来治疗方向[5-6]。鉴于此,本文着重对微生物组在支气管扩张中的潜在作用进行综述。

1 健康的肺微生物组

微生物组的定义是环境中所有微生物的组合遗传物质[7],它与微生物群不同,后者是指在特定生态位中共生和致病微生物的群落[8]。微生物组研究领域的核心是要认识到人体是多种不同微生物的宿主,微生物与宿主之间的相互作用可对疾病与健康产生重要影响[9]。临床上通常采用培养基培养呼吸道细菌,主观性地选择了需氧呼吸道病原,对于厌氧菌及病毒则不易检测[10]。分子生物学检测方法可为培养基培养提供替代方法,包括16S核糖体RNA(16S rRNA)测序和宏基因组测序[11]。这些方法旨在从样本中存在的所有细菌或宏基因组学的所有DNA序列中获取遗传信息。通过16S rRNA测序在健康的肺中鉴定出的常见菌群包括变形杆菌、硬毛菌和拟杆菌,在属水平上,链球菌、普氏菌和韦永氏菌占主导,嗜血杆菌和奈瑟氏菌所占比例较小[11-12]。健康的肺微生物组被认为是短暂的,受以下3个方面影响:(1)微生物吸入量,即经气道吸入和直接黏膜分散而进入呼吸道的微生物的量;(2)黏膜纤毛系统和先天免疫系统清除微生物的速度;(3)肺部某些区域的状况是否能够促进微生物生长[13]。肺部疾病会改变肺部结构并改变区域生长条件,支气管扩张症气道变宽,导致黏膜纤毛清除失败,细菌黏附,增加细菌载量,并发展为慢性感染[13]

2 支气管扩张症微生物组与培养

现有研究[14]表明,支气管扩张症的微生物组是复杂的、高度个体化的,且包含多个细菌属,并初步证明与疾病的严重程度相关。低用力肺活量和囊性支气管扩张的存在被认为是患者定植相关的危险因素[15]。用传统的培养方法检测支气管扩张症患者呼吸道样本,流感嗜血杆菌、铜绿假单胞菌、肺炎链球菌等是最常见的致病菌[8]。随着疾病的严重程度不同,分离出的微生物也具有一定差异。研究[2]发现,轻度支气管扩张症急性加重期分离出的主要细菌是副流感嗜血杆菌,而中度和重度患者则以铜绿假单胞菌为主。WOO等[16]对29例支气管扩张症患者进行了长达16年的随访,证明了微生物组的显著稳定性,尽管多次采用抗生素治疗,优势菌群仍保持不变,且症状亦保持相对特异性。无论采用何种疗法,铜绿假单胞菌或流感嗜血杆菌的慢性感染往往持续多年,大多不会随时间变化而出现优势菌群的变迁[17]。研究[2]表明,重度支气管扩张症患者痰液中病毒检出率明显高于病情较轻的患者,而细菌的检出率在稳定期和急性加重期并无差别。

3 微生物组对疾病严重程度的影响

多种细菌、病毒和环境因素都可能导致支气管扩张,因此,很难确定究竟是何种微生物在急性发作中起关键作用。目前的研究[18]表明,细菌载量在肺部炎症及疾病转归中有重要作用。急性加重期微生物组的变化是错综复杂的,有的患者微生物组变化极小,而有的患者则显示出不同分类群的相对丰度发生了变化。COX等[19]指出与基线相比,急性加重期细菌载量没有统计学上的显著增加,且加重期的细菌多样性和其他微生物组参数也未见一致的变化。这并不意味着微生物组不参与支气管扩张症的病情加重,而是后者由多种因素共同作用所致。

在支气管扩张和低剂量红霉素研究[20](BLESS)中,对稳定支气管扩张症患者进行双盲、安慰剂对照的随机对照试验[20]。结果表明,与安慰剂相比,低剂量红霉素(400 mg,2次/d)治疗48周的患者急性加重次数明显减少,与其他微生物组谱相比,假单胞菌或嗜血杆菌为主的微生物组患者肺功能显著降低。研究[21]表明,以嗜血杆菌为主的微生物组患者的病情加重次数较少,而以假单胞菌为主的微生物组患者的病情加重频率总体较高。铜绿假单胞菌感染患者临床预后更差,急性发作更频繁,肺功能下降更快,气道分泌物更多,对抗生素需求量更大[22-23]

BLESS研究中,对微生物组与炎症指标[痰液白细胞介素(interlukin,IL)-1β、IL-8、基质金属蛋白酶(matrix metalloproteinase,MMP)和血清C反应蛋白(C-reactive protein,CRP)] 进行了分析,结果发现假单胞菌及嗜血杆菌为主的微生物组与血清CRP、痰液IL-1β和IL-8水平升高有关。基于优势微生物组的分层患者显示,与以假单胞菌为主的微生物组相比,以流感嗜血杆菌为主的微生物组的MMP2和MMP8水平更高[20-21]。但该数据集(86例)相对较小,其中嗜血杆菌(31例)或假单胞菌(22例)的微生物组数量不多,因此,仍需要样本量更大的研究来证实以上结论。也有研究[2]发现,病毒和细菌混合感染患者的血清CRP水平显著高于单纯病毒感染和无病原微生物感染的患者,同时分离出病毒和细菌患者的血清IL-8水平高于未分离出病原微生物的患者,细菌合并病毒感染患者全身炎症反应重。

近年来,关于大环内酯类药物在支气管扩张症治疗中的研究较多。罗红霉素可抑制气道中性粒细胞,保护上皮细胞,减少膜磷酯损伤,进而抑制细胞炎症,并有效促进周围组织的修复。此外,罗红霉素还具有一定的免疫调节作用,能够破坏细菌背膜,抑制细菌生长[24-25]。红霉素能降低肺假单胞菌占主导的菌属丰度,并促进对大环内酯类耐药菌的转移。大环内酯类药物对治疗支气管扩张症非常有益,但长远来看大环内酯类可加重铜绿假单胞菌感染[24]。目前尚无关于吸入抗生素对微生物组的影响的研究。理想情况下,应研究所有常用抗生素治疗支气管扩张症对肺微生物组的影响[26]

4 真菌、病毒和非结核分枝杆菌(nontuberculosis mycobacteria,NTM)的作用

真菌、病毒和NTM多导致重度支气管扩张症,但其作用机制目前尚不明确[9, 27]。亚洲和欧洲支气管扩张队列(CAMEB)研究首次调查了238例亚洲支气管扩张症患者,在其支气管扩张菌群中观察到的常见真菌是曲霉菌、隐球菌和克拉维菌属[28]。检测出的真菌具有地理差异,利用qPCR检测到2种不同的曲霉菌,新加坡及马来西亚吉隆坡患者中被检测出的主要菌种是烟曲霉菌,而苏格兰邓迪患者中以土曲霉菌为主要菌种。

呼吸道病毒感染是慢性气道疾病(如哮喘、慢性阻塞性肺疾病)病情加重的主要原因,但在促进支气管扩张症急性加重中的作用尚不清楚。在二十世纪中叶,麻疹病毒曾是儿童支气管扩张症的重要感染原,但随着相关疫苗接种计划的普及,感染明显减少。A和B流感病毒、腺病毒、副流感病毒、鼻病毒和人类T淋巴细胞病毒-1已在支气管扩张症患者中被鉴定[29]。MITCHELL等[30]对47例和27例支气管扩张症患者进行PCR检测,结果分别在39%和59%的患者中发现了病毒。表明即使在疾病稳定期间,病毒的感染率也非常高,但病毒究竟是病情恶化的原因还是后果,有待进一步研究。有研究者[29]提出,即使细菌负荷和多样性稳定,病毒也可在支气管扩张症中发挥作用。

支气管结核和肺结核是我国支气管扩张症的常见病因,尤其是肺上叶支气管扩张。但目前对NTM在支气管扩张微生物组中的作用了解甚少。常见的NTM包括鸟分枝杆菌复合物和脓肿分枝杆菌复合物[31]。正如禽鸟分枝杆菌亚种诱发克罗恩病一样[32],NTM也可能触发支气管扩张,但其机制尚不明确。

目前,对真菌、NTM和病毒作用的研究较少,部分原因是受限于研究方法。这些生物,特别是真菌和NTM,目前存在与DNA提取有关的困难,在测序方法和鉴定微生物的数据库方面缺乏适当的协议。微生物组研究广泛使用的16S rRNA测序方法不能准确识别分枝杆菌。SULAIMAN等[33]使用16S rRNA测序研究了1组NTM感染患者,尽管其NTM培养阳性,但通过测序鉴定出的分枝杆菌却很少。

5 总结与展望

目前,微生物组数据尚未导致临床实践发生变化,但研究微生物组与临床表现之间的关联有助于指导支气管扩张症的治疗。

当前的微生物组测序方法耗时且需要专门的生物信息学分析,因此,难以应用于临床。牛津纳米孔技术(Oxford nanopore technologies,MinION)和单分子实时测序等第三代测序技术具有用于临床实践的潜力。MinION已被用于下呼吸道感染的微生物学调查,并在英国INHALE研究中用于迅速确定医院获得和呼吸机相关性肺炎的原因[34]。新兴技术开始被用于解决细菌的代谢、基因表达、抗性和宿主反应,这是一个快速发展的领域,这些技术有望用于支气管扩张症的研究。

参考文献
[1]
CHANDRASEKARAN R, MAC AOGÁIN M, CHALMERS JD, et al. Geographic variation in the aetiology, epidemiology and microbiology of bronchiectasis[J]. BMC Pulm Med, 2018, 18(1): 1-14. DOI:10.1186/s12890-018-0638-0
[2]
高永华, 关伟杰, 朱亚楠, 等. 支气管扩张症患者急性加重期呼吸道病原谱与病情严重程度的关系[J]. 中华结核和呼吸杂志, 2019, 42(4): 254-261. DOI:10.3760/cma.j.issn.1001-0939.2019.04.002
[3]
MARTINEZ-GARCÍA MA. Pseudomonas aeruginosa infection and exacerbations in bronchiectasis: more questions than answers[J]. Eur Respir J, 2018, 51(2): 1702497. DOI:10.1183/13993003.02497-2017
[4]
HILLIAM Y, MOORE M, LAMONT I, et al. Pseudomonas aeruginosa diversity and adaptation in the non-cystic fibrosis bronchiectasis lung[J]. Pneumologie, 2016, 70(10): A18. DOI:10.1055/s-0036-1592242
[5]
CHALMERS JD, CHOTIRMALL SH. Bronchiectasis: new therapies and new perspectives[J]. Lancet Respir Med, 2018, 6(9): 715-726. DOI:10.1016/S2213-2600(18)30053-5
[6]
LOPEZ-CAMPOS JL, CENTANNI S. Current approaches for phenotyping as a target for precision medicine in COPD managemen[J]. COPD: J Chronic Obstr Pulm Dis, 2018, 15(2): 108-117. DOI:10.1080/15412555.2018.1443064
[7]
WATSON RL, DE KOFF EM, BOGAERT D. Characterising the respiratory microbiome[J]. Eur Respir J, 2019, 53(2): 1801711. DOI:10.1183/13993003.01711-2018
[8]
李虹, 孔志斌. 微生物感染及定植在非囊性纤维化支气管扩张症中的研究进展[J]. 国际呼吸杂志, 2017, 37(3): 232-235. DOI:10.3760/cma.j.issn.1673-436X.2017.03.015
[9]
FANER R, SIBILA O, AGUSTÍ A, et al. The microbiome in respiratory medicine: current challenges and future perspectives[J]. Eur Respir J, 2017, 49(4): 1602086. DOI:10.1183/13993003.02086-2016
[10]
DICKSON RP, ERB-DOWNWARD JR, HUFFNAGLE GB. Homeostasis and its disruption in the lung microbiome[J]. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol, 2015, 309(10): L1047-L1055. DOI:10.1152/ajplung.00279.2015
[11]
DICKSON RP. The microbiome and critical illness[J]. Lancet Respir Med, 2016, 4(1): 59-72. DOI:10.1016/s2213-2600(15)00427-0
[12]
HILTY M, BURKE C, PEDRO H, et al. Disordered microbial communities in asthmatic airways[J]. PLoS One, 2010, 5(1): e8578. DOI:10.1371/journal.pone.0008578
[13]
DICKSON RP, HUFFNAGLE GB. The lung microbiome: new principles for respiratory bacteriology in health and disease[J]. PLoS Pathog, 2015, 11(7): e1004923. DOI:10.1371/journal.ppat.1004923
[14]
FRIJA-MASSON J, MARTIN C, REGARD L, et al. Bacteria-driven peribronchial lymphoid neogenesis in bronchiectasis and cystic fibrosis[J]. Eur Respir J, 2017, 49(4): 1601873. DOI:10.1183/13993003.01873-2016
[15]
BOREKCI S, HALIS A, AYGUN G, et al. Bacterial colonization and associated factors in patients with bronchiectasis[J]. Ann Thorac Med, 2016, 11(1): 55. DOI:10.4103/1817-1737.172297
[16]
WOO TE, LIM R, HEIRALI AA, et al. A longitudinal characterization of the non-cystic fibrosis bronchiectasis airway microbiome[J]. Sci Rep, 2019, 9(1): 6871. DOI:10.1038/s41598-019-42862-y
[17]
WOO TE, DUONG J, JERVIS NM, et al. Virulence adaptations of Pseudomonas aeruginosa isolated from patients with non-cystic fibrosis bronchiectasis[J]. Microbiology, 2016, 162(12): 2126-2135. DOI:10.1099/mic.0.000393
[18]
SIBILA O, LASERNA E, SHOEMARK A, et al. Airway bacterial load and inhaled antibiotic response in bronchiectasis[J]. Am J Respir Crit Care Med, 2019, 200(1): 33-41. DOI:10.1164/rccm.201809-1651oc
[19]
COX MJ, TUREK EM, HENNESSY C, et al. Longitudinal assessment of sputum microbiome by sequencing of the 16S rRNA gene in non-cystic fibrosis bronchiectasis patients[J]. PLoS One, 2017, 12(2): e0170622. DOI:10.1371/journal.pone.0170622
[20]
SERISIER DJ, MARTIN ML, MCGUCKIN MA, et al. Effect of longterm, low-dose erythromycin on pulmonary exacerbations among patients with non-cystic fibrosis bronchiectasis[J]. JAMA, 2013, 309(12): 1260.
[21]
ROGERS GB, ZAIN NMM, BRUCE KD, et al. A novel microbiota stratification system predicts future exacerbations in bronchiectasi[J]. Annals ATS, 2014, 11(4): 496-503. DOI:10.1513/annalsats.201310-335oc
[22]
CHALMERS JD, ALIBERTI S, FILONENKO A, et al. Characterization of the"frequent exacerbator phenotype"in bronchiectasi[J]. Am J Respir Crit Care Med, 2018, 197(11): 1410-1420. DOI:10.1164/rccm.201711-2202oc
[23]
VALLIÈRES E, TUMELTY K, TUNNEY MM, et al. Efficacy of Pseudomonas aeruginosa eradication regimens in bronchiectasi[J]. Eur Respir J, 2017, 49(4): 1600851. DOI:10.1183/13993003.00851-2016
[24]
KELLY C, CHALMERS JD, CROSSINGHAM I, et al. Macrolide antibiotics for bronchiectasis[J]. Cochrane Database Syst Rev, 2016, 10: CD012406. DOI:10.1002/14651858.CD012406
[25]
CHOO JM, ABELL GCJ, THOMSON R, et al. Impact of longterm erythromycin therapy on the oropharyngeal microbiome and resistance gene reservoir in non-cystic fibrosis bronchiectasis[J]. mSphere, 2018, 3(2): e00103-18. DOI:10.1128/msphere.00103-18
[26]
MUSTAFA MH, KHANDEKAR S, TUNNEY MM, et al. Acquired resistance to macrolides in Pseudomonas aeruginosa from cystic fibrosis patients[J]. Eur Respir J, 2017, 49(5): 1601847. DOI:10.1183/13993003.01847-2016
[27]
MAC AOGÁIN M, TIEW PY, LIM AYH, et al. Distinct "immunoallertypes" of disease and high frequencies of sensitization in non-cystic fibrosis bronchiectasis[J]. Am J Respir Crit Care Med, 2019, 199(7): 842-853. DOI:10.1164/rccm.201807-1355oc
[28]
MAC AOGÁIN M, CHANDRASEKARAN R, LIM AYH, et al. Immunological corollary of the pulmonary mycobiome in bronchiectasis: the CAMEB study[J]. Eur Respir J, 2018, 52(1): 1800766. DOI:10.1183/13993003.00766-2018
[29]
GAO YH, GUAN WJ, XU G, et al. The role of viral infection in pulmonary exacerbations of bronchiectasis in adults: a prospective stud[J]. Chest, 2015, 147(6): 1635-1643. DOI:10.1378/chest.14-1961
[30]
MITCHELL AB, MOURAD B, BUDDLE L, et al. Viruses in bronchiectasis: a pilot study to explore the presence of community acquired respiratory viruses in stable patients and during acute exacerbation[J]. BMC Pulm Med, 2018, 18(1): 1-8. DOI:10.1186/s12890-018-0636-2
[31]
VAN INGEN J, AKSAMIT T, ANDREJAK C, et al. Treatment outcome definitions in nontuberculous mycobacterial pulmonary disease: an NTM-NET consensus statement[J]. Eur Respir J, 2018, 51(3): 1800170. DOI:10.1183/13993003.00170-2018
[32]
PIERCE ES. Could Mycobacterium avium subspecies paratuberculosis cause Crohn's disease, ulcerative colitis… and colorectal cancer[J]. Infect Agents Cancer, 2018, 13(1): 1-6. DOI:10.1186/s13027-017-0172-3
[33]
SULAIMAN I, WU BG, LI Y, et al. Evaluation of the airway microbiome in non-tuberculous Mycobacteria disease[J]. Eur Respir J, 2018, 52(4): 1800810. DOI:10.1183/13993003.00810-2018
[34]
CHARALAMPOUS T, KAY GL, RICHARDSON H, et al. Nanopore metagenomics enables rapid clinical diagnosis of bacterial lower respiratory infection[J]. Nat Biotechnol, 2019, 37(7): 783-792. DOI:10.1038/s41587-019-0156-5