文章信息
- 刘晓骅, 吉彩霞, 徐丽, 董超群, 罗进勇.
- LIU Xiao-hua, JI Cai-xia, XU Li, DONG Chao-qun, LUO Jin-yong.
- Hmox1促进BMP9诱导C3H10T1/2细胞向成骨分化
- Hmox1 Can Promote BMP9-induced Osteogenesis in C3H10 T1/2
- 中国生物工程杂志, 2017, 37(4): 33-39
- China Biotechnology, 2017, 37(4): 33-39
- http://dx.doi.org/DOI:10.13523/j.cb.20170405
-
文章历史
- 收稿日期: 2016-09-13
- 修回日期: 2016-10-28
间充质干细胞是一种具有多向分化能力的干细胞,它可以向成骨,成脂,成软骨,成肌等各向分化[1-3],并且因其具有来源广泛、易分离、易培养、免疫原性低的特点,是组织工程中最受青睐的种子细胞。骨形态发生蛋白 (bone morphogenetic proteins, BMPs) 是转化生长因子 (transforming growth factor, TGF-β) 超家族中的一员,它是一种外分泌蛋白,在胚胎的发育,神经系统完善以及出生后骨形成过程中起着重要作用[4-5]。BMP2,BMP4,BMP6,BMP7均具有促进间充质干细胞向成骨分化的作用,其中,人重组BMP2、BMP7蛋白已经应用于临床治疗[6-7]。课题组前期研究发现,在这些具有促成骨作用的BMP中,BMP9作用最强[8]。BMP9有望成为临床上更有效的促成骨治疗因子,因此需要深入研究BMP9的促成骨机制从而为BMP9应用于临床提供可靠的支持。
血红素加氧酶 (hemeoxygenase,HO) 系统是一个微粒体酶系统,在人和哺乳动物体内广泛存在,参与整个生长发育过程和多种生理病理过程,是血红素降解起始酶和限速酶。HO有两种类型:诱导型 (HO-1),组成型 (HO-2)。HO作用于血红素得到产物CO、Fe和胆绿素。胆绿素在体内立即被胆绿素还原酶还原成胆红素, 而铁离子诱导铁蛋白的合成[9]。HO-1可以在多种刺激因素下 (亚铁血红素,组织内氧过多,内毒素) 反应增高,具有抗凋亡,抗氧化应激作用[10]。在骨折愈合过程中,低氧诱导因子 (hypoxia-inducible factor, HIF-1) 和血管内皮细胞生长因子 (VEGF)、HO-1参与调控破骨细胞生成和骨再吸收;HO-1也能促进成骨细胞分化[11-12],但HO-1在BMP9诱导成骨分化的过程中的作用尚不清楚。因此,本研究主要探讨在BMP9诱导下,HO-1在间充质干细胞分化过程中发挥的作用。
1 材料与方法 1.1 材料Hmox1基因模板,腺病毒穿梭质粒PAdTrace-TO4(卡那抗性),大肠埃希菌DH10B,BJ5183感受态 (含有缺失E1和E3区的野生型腺病毒骨架质粒pAdEasy1的BJ5183感受态),腺病毒Ad-BMP9、Ad-GFP和Ad-RFP,人胚肾HEK293细胞,小鼠胚胎成纤维细胞C3H10T1/2(本实验室保存)。
1.2 试剂高保真酶PrimerSTAR购于TaKaRa公司,胶回收试剂盒、质粒抽提试剂盒购于Omega公司,限制性内切酶BamH Ⅰ、Hind Ⅲ、Pme Ⅰ、Pac Ⅰ购于New England Biolab公司,DNA连接酶和脂质体转染试剂盒Lipofectamine 2 000购于Invitrogen公司,高糖型DMEM培养基购于HyClone公司,胎牛血清购于Gibico公司,一抗β-Actin购于天津三箭生物技术有限公司,一抗Hmox1购于ABcam公司,二抗辣根过氧化物酶标记的羊抗兔/鼠IgG购于北京中衫金桥公司,Trizol、普通PCR、SYBR试剂与逆转录PCR试剂盒均购于TaKaRa公司,Hmox1激动剂COPP、ALP染色试剂盒、茜素红、维生素C、β-磷酸甘油购自Sigma公司。
1.3 引物设计引物设计见表 1。
Primer | Sequence | |
GAPDH | Forward Primer | GGCTGCCCAGAACATCAT |
Reverse Primer | CGGACACATTGGGGGTAG | |
Hmox1 clone | Forward Primer | cgcGGATCCACCATGGAGCGTCCACAGCCC |
Reverse Primer | cccAAGCTTTTACATGGCATAAATTCCCACTGC | |
Hmox1 screening | Forward Primer | GCTGTTTAGTGAACCGTCAGATCG |
Reverse Primer | CCTGAGAGGTCACCCAGGTA | |
Hmox1 | Forward Primer | CACGCATATACCCGCTACCT |
Reverse Primer | CCAGAGTGTTCATTCGAGCA |
1.4 质粒构建和细胞实验 1.4.1 穿梭质粒pAdTrace-TO4-Hmox1构建
首先PCR扩增出目的片段 (PCR反应体系50μl:PrimerSTAR buffer 10μl、PrimerSTAR 0.5μl、2.5mol/L dNTP 4μl、目的片段上下游引物各1μl、Hmox1质粒模板1μl、ddH2O 32.5μl;反应条件:95℃预变性3min,92℃变性30s,55℃退火30s,72℃延伸60s,循环30次,72℃延伸5min),用BamH Ⅰ、Hind Ⅲ分别双酶切纯化回收的目的片段和穿梭质粒pAdTrace-TO4,T4连接酶连接后铺板 (含卡那霉素100mg/L),12h后PCR筛选阳性克隆菌 (反应体系10μl:筛选引物各1μl、10×PCR buffer 1μl、2.5mol/L dNTP 3μl、rTaq 0.2μl、DMSO 0.6μl、ddH2O 3.2μl),阳性克隆菌扩增后提取的质粒送公司测序进行鉴定。
1.4.2 重组质粒构建和腺病毒包装Pme Ⅰ酶切pAdTrace-TO4-Hmox1使其线性化,纯化后电转入含Adeasy-1骨架质粒的BJ5183感受态中进行重组,取适量涂布于LB琼脂平板 (卡那霉素100mg/L),Pac Ⅰ酶切鉴定正确的重组质粒再次转化DH10B感受态扩增,最后Pac Ⅰ酶切重组质粒,经Lipofectamine 2 000介导转染人胚肾HEK 293细胞进行包装,一周左右大部分细胞变圆,30%细胞脱落,收集细胞反复冻融3次得到腺病毒,重复扩增直到病毒滴度增高。
1.4.3 细胞培养C3H10T1/2、HEK 293细胞株在37℃,5% CO2的环境下,用含10%胎牛血清与100U/ml青霉素和100μg/ml的链霉素的DMEM高糖培养基进行培养。
1.4.4 条件培养基的制备接种结肠癌细胞HCT116于100mm×20mm培养皿中,待细胞融合率达到60%~70%,Ad-BMP9感染结肠癌细胞HCT116(控制24h病毒感染率50%左右),4~6h后换无血清无抗生素DMEM培养基继续培养,分别于24h、48h离心收集上清备用,上清中含较高浓度BMP9蛋白。
1.4.5 Q-PCRC3H10 T1/2做处理后,于72h提取细胞RNA,逆转录为cDNA后Q-PCR (SYBR酶) 检测相关目的基因表达。
1.4.6 Western blotC3H10T1/2做处理后,于72h用蛋白裂解液裂解细胞提取细胞总蛋白,SDS-PAGE凝胶电泳分离,PVDF膜上进行湿转,37℃用BSA封闭2h,一抗 (Hmox1抗体1:1 000,β-actin抗体1:1 000) 在4℃封闭过夜,洗膜3次,辣根过氧化物酶标记二抗 (1:5 000)37℃孵育1h,再次洗膜3次,按照ECL试剂盒配置显色液发光成像。
1.4.7 碱性磷酸酶染色及活性测定将C3H10T1/2细胞以30%融合度铺在24孔板里,病毒或药物处理24h后加入BMP9条件培养基,于第5天按照说明书进行碱性磷酸酶染色及活性测定。
1.4.8 钙盐沉积实验将C3H10 T1/2细胞以30%融合度铺在24孔板里,病毒处理24h后加入成骨诱导培养基 (含DMEM,10%胎牛血清,1%青/链霉素,10mmol/L β磷酸甘油及50mg/ml维生素C) 和BMP9条件培养基,在第14天进行茜素红染色:弃去培养基,PBS洗2次,0.05%戊二醛固定10min,去离子水洗2次,0.04%茜素红200μl每孔染色至出现红色物质,弃去染液并用去离子水洗涤3次。扫描并于显微镜下照相留存。
1.5 统计学分析计量资料以均数±标准差 (x±s) 表示,组间比较采用单因素方差分析,用SPSS 17.0进行统计学处理。
2 结果 2.1 BMP9对C3H10T1/2细胞内源性Hmox1表达的影响Ad-GFP和Ad-BMP9分别感染C3H10T1/2细胞72h后,RT-PCR和Western blot检测到Hmox1的mRNA和蛋白水平增加 (图 1a,图 1b)。
2.2 构建穿梭质粒PCR方法扩增Hmox1基因编码序列 (870bp),凝胶电泳检测条带位置 (图 2a),与酶切处理的TO4质粒连接后转入DH10B感受态,菌落PCR筛选结果 (图 2b),选1、2号送公司做测序鉴定,测序结果正确。
2.3 包装腺病毒测序成功的穿梭质粒Pme Ⅰ线性化后转入BJ5183(含Adeasy-1骨架质粒) 同源重组,重组后的阳性质粒 (1, 2) 比Ad-easy质粒大 (图 3a);选1、2号质粒做Pac Ⅰ酶切鉴定 (图 3b);Pac Ⅰ酶切鉴定成功的1号质粒后经lipofectamine 2 000导入HEK 293细胞,第3天出现红色荧光 (图 3c), 第5天红色荧光越来越多 (图 3d),说明病毒包装成功。
2.4 Hmox1腺病毒功能验证Ad-Hmox1感染C3H10T1/2细胞,72h后提取蛋白,经Western blot检测发现Hmox1蛋白的表达增加 (图 4)。
2.5 Hmox1对BMP9诱导的C3H10T1/2早期成骨分化的影响用Ad-Hmox1或Hmox1激动剂COPP处理BMP9诱导的C3H10T1/2细胞,在第5天检测碱性磷酸酶ALP活性及染色。结果显示,Ad-Hmox1处理组和RFP处理组相比ALP活性一样,Ad-Hmox1和BMP9共同处理组ALP染色和活性与BMP9组相比明显增高 (图 5a、5c),BMP9和COPP共同处理组也比BMP9组的ALP染色和活性更强 (图 5b、5d)。说明用Hmox1处理对ALP活性没有影响,Hmox1可以明显促进BMP9诱导下ALP活性。
2.6 Hmox1对BMP9诱导的C3H10T1/2晚期成骨分化的影响Ad-Hmox1处理BMP9诱导的C3H10T1/2细胞,在第14天茜素红染色检测钙盐结节。结果显示Hmox1能明显促进BMP9诱导下钙盐结节的形成 (图 6)。
2.7 Hmox1对BMP9诱导下C3H10T1/2细胞的成骨指标COL1A1的影响Ad-Hmox1与BMP9共同处理C3H10T1/2细胞,提取3天的蛋白,Western blot检测COL1A1蛋白水平。结果显示两者联合作用可以明显增加COL1A1的蛋白表达 (图 7)。
3 讨论课题组前期研究发现,BMP9可以直接或间接与多种转录因子相互作用,来促进间充质干细胞向成骨分化,如RUNX2[13]。
Hmox1是一种热休克蛋白,作为重要的抗炎、抗氧化因子刺激因子在各种生理或病理情况下发挥作用[14-15],Hmox1表达下调促进破骨形成,引起骨量减少[16, 11]。近几年研究报道Hmox1对成骨的作用,Ignazio等发现hMSCs在成骨诱导培养基作用下,Hmox1表达在第7天有降低,在第14、21天升高,COPP激动剂引起Hmox1的高表达可以明显促进MSCs的成骨分化,但是具体机制尚不清楚[12]。成骨细胞分泌的VEGF通过上调Hmox1促进骨髓基质细胞的成骨分化[17]。BMP9作用下间充质干细胞向成骨分化过程中,Hmox1扮演的角色是未知的,因此在本课题中,首先探讨BMP9作用下间充质干细胞向成骨分化过程Hmox1内源性表达变化,检测到Hmox1的mRNA和蛋白水平都明显增加,说明Hmox1的表达在BMP9诱导下间充质干细胞的成骨分化过程有作用。
但BMP9诱导间充质干细胞中Hmox1的表达变化在成骨分化过程起着怎样的作用以及具体机制尚不清楚,因此,本课题采用Ad-easy系统构建了表达红色荧光的过表达Hmox1的重组腺病毒,用Ad-Hmox1处理C3H10 T1/2细胞检测成骨早期指标ALP和晚期指标钙盐沉积的变化。结果表明,过表达Hmox1可以促进BMP9诱导下C3H10 T1/2细胞的成骨分化。
本研究利用腺病毒Ad-easy系统将携有红色荧光标签的穿梭质粒和含腺病毒E1、E3缺失区域的骨架质粒pAd-easy1同源重组,在293细胞中进行包装,成功构建出过表达Hmox1的腺病毒,并证实Hmox1可增强BMP9诱导下间充质干细胞的成骨分化。下一步将深入研究Hmox1对BMP9诱导下间充质干细胞成骨分化涉及的信号通路 (如Smad信号以及WNT,MAPK信号) 的影响,此外,后期还应从体内实验水平验证Hmox1对BMP9诱导C3H10T1/2细胞成骨分化的促进作用。临床上疾病或外伤导致的大面积骨不连,骨缺损都伴随着局部炎症反应,而Hmox1作为重要的抗炎、抗氧化因子在BMP9刺激下表达增高并且高表达Hmox1可以促进BMP9诱导下间充质干细胞的成骨分化,为BMP9应用于临床治疗提供了理论支持。
[1] | Ferrari G, Cusella-De Angelis G, Coletta M, et al. Muscle regeneration by bone marrow-derived myogenic progenitors. Science (New York, N.Y.), 1998, 279(5356) : 1528–1530. DOI:10.1126/science.279.5356.1528 |
[2] | Mackay A M, Beck S C, Murphy J M, et al. Chondrogenic differentiation of cultured human mesenchymal stem cells from marrow. Tissue Engineering, 1998, 4(4) : 415–428. DOI:10.1089/ten.1998.4.415 |
[3] | Pittenger M F, Mackay A M, Beck S C, et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. Science, 1999, 284(5411) : 143–147. DOI:10.1126/science.284.5411.143 |
[4] | Dudley A T, Lyons K M, Robertson E J. A requirement for bone morphogenetic protein-7 during development of the mammalian kidney and eye. Genes Dev, 1995, 9(22) : 2795–2807. DOI:10.1101/gad.9.22.2795 |
[5] | Chen D, Zhao M, Mundy G R. Bone morphogenetic proteins. Growth Factors (Chur, Switzerland), 2004, 22(4) : 233–241. DOI:10.1080/08977190412331279890 |
[6] | Valentin-Opran A, Wozney J, Csimma C, et al. Clinical evaluation of recombinant human bone morphogenetic protein-2. Clin Orthop Relat Res, 2002, 395 : 110–120. DOI:10.1097/00003086-200202000-00011 |
[7] | Ristiniemi J, Flinkkila T, Hyvonen P, et al. RhBMP-7 accelerates the healing in distal tibial fractures treated by external fixation. J Bone Joint Surg Br, 2007, 89(2) : 265–272. |
[8] | Luu H H, Song W X, Luo X, et al. Distinct roles of bone morphogenetic proteins in osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Journal of Orthopaedic Research, 2007, 25(5) : 665–677. DOI:10.1002/(ISSN)1554-527X |
[9] | Ryter S W, Alam J, Choi A M. Heme oxygenase-1/carbon monoxide:from basic science to therapeutic applications. Physiological Reviews, 2006, 86(2) : 583–650. DOI:10.1152/physrev.00011.2005 |
[10] | Komatsu D E, Hadjiargyrou M. Activation of the transcription factor HIF-1 and its target genes, VEGF, HO-1, iNOS, during fracture repair. Bone, 2004, 34(4) : 680–688. DOI:10.1016/j.bone.2003.12.024 |
[11] | 赵艳芳, 宋涛, 刘跃亮, 等. RUNX2对BMP9诱导的间充质干细胞C3H10T1/2成骨分化的影响. 中国生物工程杂志, 2013, 33(2) : 21–26. Zhao Y F, Song T, Liu Y L, et al. Effects of RUNX2 on BMP9-induced osteogenic differentiation of C3H10T1/2 mesenchymal stem cells. China Biotechnology, 2013, 33(2) : 21–26. |
[12] | Kapturczak M H, Wasserfall C, Brusko T, et al. Heme oxygenase-1 modulates early inflammatory responses:evidence from the heme oxygenase-1-deficient mouse. Am J Pathol, 2004, 165 : 1045–1053. DOI:10.1016/S0002-9440(10)63365-2 |
[13] | Takahashi T, Morita K, Akagi R, et al. Heme oxygenase-1:a novel therapeutic target in oxidative tissue injuries. Curr Med Chem, 2004, 11(12) : 1545–1561. DOI:10.2174/0929867043365080 |
[14] | Ke K, Safder M A, Sul O J, et al. Hemeoxygenase-1 maintains bone mass via attenuating a redox imbalance in osteoclast. Mol Cell Endocrinol, 2015, 409 : 11–20. DOI:10.1016/j.mce.2015.03.022 |
[15] | Sakamoto H, Sakai E, Fumimoto R, et al. Deltamethrin inhibits osteoclast differentiation via regulation of heme oxygenase-1 and NFATc1. Toxicol In Vitro, 2012, 26(6) : 817–822. DOI:10.1016/j.tiv.2012.05.005 |
[16] | Barbagallo I, Vanella A, Peterson S J, et al. Overexpression of heme oxygenase-1 increases human osteoblast stem cell differentiation. J Bone Miner Metab, 2010, 28(3) : 276–288. DOI:10.1007/s00774-009-0134-y |
[17] | Zhang L F, Qi J, Zuo G, et al. Osteoblast-secreted factors promote proliferation and osteogenic differentiation of bone marrow stromal cells via VEGF/Heme-oxygenase-1 pathway. PLoS One, 2014, 9(6) : e99946. DOI:10.1371/journal.pone.0099946 |