文章信息
- 何石宝, 杨成飞, 尚杉, 王凌燕, 唐文超, 朱勇.
- HE Shi-bao, YANG Cheng-fei, SHANG Sha, WANG Ling-yan, TANG Wen-chao, ZHU Yong.
- 家蚕保幼激素结合蛋白Bmtol基因的克隆及表达分析
- Cloning and Expression Analysis of Juvenile Hormone Binding Protein Gene Bmtol in Silkworm, Bombyx mori
- 中国生物工程杂志, 2017, 37(10): 16-25
- China Biotechnology, 2017, 37(10): 16-25
- http://dx.doi.org/DOI:10.13523/j.cb.20171003
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文章历史
- 收稿日期: 2017-04-18
- 修回日期: 2017-05-11
家蚕是鳞翅目昆虫的模式生物,又是一种重要的经济昆虫,在我国拥有相当长的驯养历史。家蚕属于完全变态昆虫,其个体发育史分为4个阶段,分别为卵、幼虫、蛹、成虫,是完全受到环境与神经内分泌的调节控制影响,从幼虫到成虫的生长、发育等过程主要受保幼激素(Juvenile hormone,JH)和蜕皮激素(20-hydroxyecdysone,20E)协同调控[1]。在昆虫中,TO/JHBP蛋白主要负责JH在体内的运输、阻止JH的降解等[2-4]。此外,TO/JHBP蛋白还参与调控昆虫摄食与运动[5-6]、节律调控[7-11]、味觉和嗅觉系统的化学感受[12]、性别分化和求偶行为[5, 13-15]等。因此,研究家蚕Bmtol基因在蚕业生产上具有重要的应用价值。Sarov-Blat等[7]最先在果蝇(Drosophila melanogaster)中鉴定并将其命名为DmTO。在蜜蜂、飞蛾等昆虫中也发现了大量TO/JHBP蛋白家族成员[16]。Hamiaux等[17]利用硫的单波长反常衍射(sulfur-single wavelength anomalous diffraction,S-SAD)技术首次报道了雄性苹浅褐卷蛾(Epiphyas postvittana)中EpTO1的晶体结构,该结构包含4个α螺旋和5个β折叠,由疏水氨基酸构成的桶状结构,并在中间形成一通道;在桶状结构的顶部位置,Cys8和Cys15形成一个二硫键,连接于N末端和α1螺旋的第一个弯曲,并认为该部位是TO蛋白与配体结合的核心部位。利用硒代蛋氨酸的单波长反常衍射对家蚕的一个JHBP蛋白的结构进行了分析,发现含有3个α螺旋和5个β折叠,α1螺旋参与形成JH结合的口袋,即与配体结合的核心部位[18]。在果蝇的研究中发现to基因是一个新的生物钟调控输出基因[9],此外还发现了一个新的这类基因与果蝇取食行为的节律调控有关[8]。Dmto编码了一种类似于JHBP的TO蛋白,通过它可以提高果蝇饥饿时味觉系统对糖分的敏感性,从而增加取食量,进而调节果蝇体内的营养平衡[19]。Dauwalder等[5]研究中发现TO/JHBP蛋白通过对性别信号进行加工整合,进而影响雄性的求偶行为。在研究果蝇寿命方面发现,如果TO的表达量增多,会延长果蝇的寿命[20]。在烟草天蛾(Manduca sexta)中,TO/JHBP蛋白家族可以维持表皮细胞中JH的含量,受到JH和营养状况的调控[21]。在研究冈比亚按蚊(Anopheles gambiae)时发现Takeout-like蛋白主要在触角中表达[22]。Bohbot等[12]在埃及伊蚊(Aedes aegypti)的触角中发现TO蛋白高量表达,可推测TO蛋白对宿主、食物或信息素气味分子的化学感应。在黑花蝇(Phormia regina)中通过免疫组织化学实验表明TOL蛋白主要分布于辅助细胞的细胞膜周围和唇瓣味觉感受器的淋巴液中,这表明了TOL蛋白也可能对昆虫的感受系统有调控作用[23]。研究者[7]在意大利蜜蜂(Apis mellifera)的研究中发现TO蛋白的表达受到发育相关因子JH调控。根据其他昆虫TO/JHBP蛋白家族的研究,研究家蚕Bmtol基因有利于推动其在蚕桑产业上的研究。通过SilkDB和NCBI数据库的筛选,克隆得到家蚕的一个Bmtol基因,并对其蛋白结构特征进行预测,利用qPCR进一步对组织表达情况和JHA(Juvenile hormone analogue)处理后头部表达情况进行分析,将为该蛋白的深入研究提供理论依据。
1 材料与方法试验于2015年5~12月在西南大学生物技术学院完成。
1.1 材料试验用的家蚕品种为大造品种,由西南大学生物技术学院家蚕遗传育种实验室保存。在5龄3天取家蚕各组织的材料,-80℃保存。并对5龄起蚕添食JHA浸泡的新鲜桑叶处理,对照组为丙酮,每天添食一次处理的桑叶,其它时间为正常桑叶饲养,连续处理3天后开始取材,分别取0 h、24 h、48 h、72 h和96 h家蚕头部组织,-80℃保存。
1.2 总RNA的提取及cDNA的合成按照RNAiso Plus试剂(TaKaRa)盒说明书对家蚕各组织样本提取总RNA,并对其进行浓度和纯度测定,根据PrimeScriptTM II 1st Strand cDNA Synthesis Kit(TaKaRa)反转录合成cDNA第一链,并进行内参基因BmActin3检测,-20℃保存备用或直接进行下一步试验。其中,5龄3天的不同组织和JHA处理不同时间头部的cDNA模板用于RT-PCR和qPCR反应;整只家蚕全组织cDNA模板用于目的基因的克隆。
1.3 引物设计通过SilkDB和NCBI数据库得到目的基因片段。使用Primer Premier 5.0软件设计Bmtol基因的引物。根据克隆得到的序列预测该基因的ORF,并在设计荧光定量PCR引物。选择家蚕肌动蛋白BmActin3和sw22934为内参基因。引物信息详见表 1。所用引物由南京金斯瑞公司合成。
Gene name | Primers sequences(5′~3′) | Using |
Bmtol | F:CTGTTTACTACAAGGGAACACG | Clone |
R: TTCATTCGCCTTTAAACATTTT | ||
Bmtol | F: CGGGGGCTGGTGATTTTCAT | qPCR |
R: GACCAAGATCTGAGTGTCCAACT | ||
BmActin3 | F:AACACCCCGTCCTGCTCACTG | Reference |
R:GGGCGAGACGTGTGATTTCCT | ||
sw22934 | F: TTCGTACTGGCTCTTCTCGT | qPCRReference |
R: CAAAGTTGATAGCAATTCCCT |
1.4 家蚕Bmtol基因的克隆
以家蚕全组织cDNA为模板,按照如下体系进行PCR扩增:
试剂 | 使用量(μl) |
cDNA模板 | 1 |
10×loading buffer | 2.5 |
Mg2+(2.5 mmol/L) | 2 |
dNTPs(2.5 mmol/L each) | 2 |
正向引物 | 0.75 |
反向引物 | 0.75 |
EXTaq酶 | 0.25 |
ddH2O | 补至25 |
按照如下PCR程序进行扩增:95℃预变性4 min,94℃变性35 s,55℃退火30 s,72℃延伸40 s,反应30个循环,再在72℃进行终延伸10 min,4℃保存。取样5 μl用1%的琼脂糖凝胶电泳检测,经染色后观察并保存实验数据。将目的片段进行切胶,并根据TIANGEN琼脂糖胶回收试剂盒使用说明进行DNA回收,将回收产物连接到pMDTM19-T克隆载体,转化至DH5α感受态细胞,经蓝白斑筛选鉴定,挑取单一白色菌落至含Amp(1:1 000)的LB液体培养基中扩大培养。经菌液PCR鉴定,将阳性克隆产物100~200μl送华大基因进行测序。
1.5 家蚕Bmtol基因生物信息学分析将测序所得序列在NCBI中用Blastn(https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi)工具进行核酸序列的同源性分析,利用在线软件ORF Finder(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/gorf/gorf.html)查找序列的开放阅读框,使用BioXM2.6软件预测其编码的氨基酸序列。SignalP 4.1(http://www.cbs.dtu.dk/services/SignalP/)预测信号肽序列;蛋白二级结构预测:SOPMA软件(https://npsa-prabi.ibcp.fr/)。三级结构预测:SWISS-MODEL软件(https://swissmodel.expasy.org/);ProtParam(http://web.expasy.org/cgi-bin/protparam/protparam)预测蛋白的分子量、等电点等理化性质;利用TargetP 1.1 Server软件(http://www.cbs.dtu.dk/services/TargetP/)进行亚细胞定位;ProtScale(http://web.expasy.org/cgi-bin/protscale/protscale.pl)进行疏水性分析;TMHMM-2.0(http://www.cbs.dtu.dk/services/TMHMM/)分析跨膜结构;利用NetNGlyc 1.0 Server(http://www.cbs.dtu.dk/services/NetNGlyc/)进行糖基化位点分析;运用在线工具NCBI Conserved Domains(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/cdd/wrpsb.cgi)分析保守结构域;SMART(http://smart.embl-heidelberg.de/)分析功能结构域;PredictProtein(https://www.predictprotein.org/)预测氨基酸序列中二硫键的位置。利用DNAMAN软件进行氨基酸的多序列比对,采用MEGA5.0软件中的邻接法(neighbor-joining,NJ)构建系统发育树。
1.6 qPCR检测qPCR反应的体系如下:
qPCR反应程序:95℃预变性6 min,95℃变性15 s,59℃退火30 s反应40个循环,95℃ 15 s,59℃ 20 s,95℃ 10 s。所有样品重复3次。
1.7 数据分析qPCR结果采用2-△△Ct法进行处理分析。采用SPSS19.0软件中的ANOVA法进行单因素方差分析。所得结果均以平均数±标准误(mean±SE)表示,并利用excel进行图形分析,P<0.05表示差异显著,P<0.01表示差异极显著。
2 结果 2.1 家蚕Bmtol基因克隆与序列分析以大造5龄3天表皮组织的cDNA为模板,对Bmtol基因进行进行PCR扩增,获得Bmtol基因的序列片段(图 1)。并对该特异性PCR产物进行胶回收,克隆获得菌液PCR阳性结果,送华大基因测序,结果表明该片段为810 bp。序列已提交GenBank(审核中)。
利用ORF Finder对所获的序列进行分析表明,Bmtol基因的cDNA含有25 bp的5′非编码区、759 bp的完整ORF和26 bp的3′非编码区,共编码252个氨基酸(图 2)。BmTOL蛋白的分子量大小为27.72kDa,理论等电点为6.16。亲疏水性预测总平均疏水值为-0.028,故判断该蛋白为亲水性蛋白。并在N端含有两个保守的Cys,C端有一个糖基化位点(图 2)。
2.2 家蚕BmTOL蛋白结构预测在线NCBI结构域分析结果表明,Bmtol基因编码的第25~251位氨基酸之间为保幼激素结合蛋白家族的保守结构域JHBP(图 3)。BmTOL蛋白的信号肽位于1~23位氨基酸(图 4),无跨膜区(图 5),二级结构预测发现该蛋白包含有α螺旋(占30.16%),β折叠(占10.32%),无规卷曲(占36.51%),延伸片段(占23.02%)(图 6)。疏水性分析显示,BmTOL的氨基酸序列中,第165位氨基酸Score值最低为-2.356,第15位和第16位氨基酸最高为2.700,平均疏水性为-0.028,说明该蛋白为亲水性蛋白。亚细胞定位结果表明,BmTOL蛋白可能存在于细胞外(91.1%)、线粒体(4.1%)和其他位置(6.1%)中,主要集中在分泌途径上,说明该蛋白属于分泌型蛋白。其三级结构如图 7。
2.3 家蚕BmTOL序列比对和进化树分析将克隆所得序列蛋白序列与其他昆虫的氨基酸序列进行序列比对。序列比对结果显示,家蚕BmTOL序列与其他昆虫TO的氨基酸序列一致性差别较大(图 8)。家蚕BmTOL与果蝇的相似性为25.10%,与烟草天蛾的相似性为19.69%,与冈比亚按蚊的相似性为25.78%,与埃及伊蚊的相似性为23.53%,与黑花蝇的相似性为28.17%,与意大利蜜蜂的相似性为23.05%,与苹浅褐卷蛾的相似性为21.18%。与不同昆虫之间的的相似性均较低,这可能与该家族蛋白在昆虫体内发挥不同的功能有关。使用MEGA5.0软件邻接法进行1 000次重复计算后构建系统进化树(图 9)。由图 9可以看出,所有选用昆虫TO形成两个大的分支:苹浅褐卷蛾EpTO1(ACF39401.1)、烟草天蛾MsTO(AAO65575.1)、意大利蜜蜂AmTOL(NP_001011640.1)、果蝇DmTO(AAF79960.1)和黑花蝇PrTOL(BAD83405.1)聚为一个分支,埃及伊蚊AaTO(AAL60239.1)、冈比亚按蚊AgTOL-2(AAO39756.1)和家蚕BmTOL聚为另一大分支,其中与冈比亚按蚊的亲缘关系最近。
2.4 家蚕Bmtol基因组织表达分析以5龄3天家蚕各组织的cDNA为模板,通过qPCR技术分析发现,Bmtol基因在家蚕的不同组织中表达存在差异(图 10)。由图 10可以看出,Bmtol基因在家蚕的头部表达了最高,其次是在表皮和精巢中,均极显著高于其他组织(P < 0.01)而其他组织表达量很低。
2.5 JHA处理后Bmtol基因在头部的表达特征以JHA处理的家蚕头部各时间的cDNA为模板,通过qPCR技术分析发现,Bmtol基因在0 h、24 h、48 h、72 h和96 h的头部中表达差异不明显(图 11)。由图 11可以看出,Bmtol基因在JHA处理组的表达量要高于丙酮处理组,但其差异不显著,且在处理后不同时间差异也不显著。
3 讨论保幼激素结合蛋白在昆虫体内对保幼激素的转运和功能的发挥具有重要意义[2-4, 24-28]。在研究中,我们通过在线数据库SilkDB和NCBI数据库获得家蚕Bmtol基因的预测序列,并利用PCR方法成功扩增出Bmtol基因的cDNA序列,ORF的长为759 bp,编码252个氨基酸,预测分子量大小为27.72kDa,等电点为6.16,序列中含有两个保守的Cys位点,在N末端和ɑ1螺旋之间形成一个二硫键,构成该蛋白与配体结合的核心结构。并在N端含有一段23个氨基酸序列的信号肽,且含有一个保守的JHBP结构域,与报道的其他昆虫这类蛋白的结构特征基本类似。
几乎所有的分泌蛋白都具有信号肽,信号肽是检测蛋白质是否为分泌蛋白的一个重要指标[29-30]。BmTOL蛋白的N末端有一段23个氨基酸序列的信号肽,并且其疏水性预测分析发现该蛋白为亲水性蛋白,这说明BmTOL蛋白可能是分泌蛋白。通过亚细胞定位软件TargetP 1.1 Server预测结果显示BmTOL蛋白主要是以胞外形式存在,故与上述推断一致。
本研究通过qPCR技术分析,发现Bmtol基因主要在家蚕的头部、表皮和精巢中表达量较高,而其他组织中表达量较低或没有。Sarov-Blat等[7]利用原位杂交技术发现to基因主要在果蝇的前胃和嗉囊中有高量表达,在脑和触角中也有表达。Du等[21]通过原位杂交发现在烟草天蛾(Manduca sexta)5龄第2天的幼虫的头部、胸及腹部的表皮中表达,而其它组织中均没有检测到。Justice等[22]在研究冈比亚按蚊(Anopheles gambiae)时发现TOL蛋白主要在触角中表达。Bohbot等[12]在埃及伊蚊(Aedes aegypti)雄性的触角分离出to基因。Fujikawa等通过蛋白印迹[23]发现TOL蛋白在黑花蝇(Phormia regina)的触角和下唇须中高表达,而在其它组织中没有检测到。Saito等[31]在家蚕(Bombyx mori)中发现JHBP蛋白主要在触角、中肠、脂肪体和丝腺中表达。Hagai等[6]在意大利蜜蜂(Apis mellifera)腹部和头部检测到有表达,而在其它组织中没有检测到。可能与蛋白家族主要参与摄食与运动[5-6]、节律调控[7-11]、味觉和嗅觉系统的化学感受[12]、性别分化和求偶行为[5, 13-15]等有关。
为研究Bmtol基因受JH调控的影响,本研究通过对5龄起蚕添食JHA处理的桑叶,然后对处理后不同时间Bmtol基因在头部的表达情况,发现实验组与对照组差异不明显,而且随处理后时间的变化也没有太大的变化,说明Bmtol基因受JH调控影响很少或不明显,也许该基因在其他调控方面发挥重要作用。对Bmtol基因在家蚕体内的主要功能研究还需要进一步深入。
4 结论成功克隆了家蚕保幼激素结合蛋白基因Bmtol的序列。序列分析表明,Bmtol具有JHBP家族的典型结构,与冈比亚按蚊的亲缘关系最近。组织表达结果显示,Bmtol在头、表皮和精巢中有较高的表达量,其他组织中表达量极低或没有。暗示着该基因可能涉及更广泛的生理机制的调控。
[1] |
Whisenton L R, Bowen M F, Granger N A, et al. Brain-mediated 20-hydroxyecdysone regulation of juvenile hormone synthesis by the corpora allata of the tobacco hornworm, Manduca sexta. Gene and Comp Endoc, 1985, 58(2): 311-318. DOI:10.1016/0016-6480(85)90347-8 |
[2] |
Orth A P, Lan Q, Goodman W G. Ligand regulation of juvenile hormone binding protein mRNA in mutant Manduca sexta. Mol Cell Endocrinol, 1999, 149(1-2): 61-69. DOI:10.1016/S0303-7207(98)00258-5 |
[3] |
Orth A P, Tauchman S J, Doll S C, et al. Embryonic expression of juvenile hormone binding protein and its relationship to the toxic effects of juvenile hormone in Manduca sexta. Insect Biochem Molec, 2003, 33(12): 1275-1284. DOI:10.1016/j.ibmb.2003.06.002 |
[4] |
贺秀婷, 张亚楠, 李飞, 等. 灰飞虱保幼激素结合蛋白基因的克隆及表达动态. 南京农业大学学报, 2012, 35(2): 59-64. He X T, Zhang Y N, Li F, et al. Cloning, temporal expression of a juvenile hormone binding protein gene in Laodelphax striatellus(Fallén). Journal of Nanjing Agricultural University, 2012, 35(2): 59-64. |
[5] |
Dauwalder B, Tsujimoto S, Moss J, et al. The Drosophila takeout gene is regulated by the somatic sex-determination pathway and affects male courtship behavior. Gene Dev, 2002, 16(22): 2879-2892. DOI:10.1101/gad.1010302 |
[6] |
Hagai T, Cohen M, Bloch G. Genes encoding putative takeout/juvenile hormone binding proteins in the honeybee(Apis mellifera) and modulation by age and juvenile hormone of the takeout-like gene GB19811. Insect BiochemMolec, 2007, 37(37): 689-701. |
[7] |
Sarov-Blat L, So W V, Liu L, et al. The Drosophila takeout gene is a novel molecular link between circadian rhythms and feeding behavior. Cell, 2000, 101(6): 647-656. DOI:10.1016/S0092-8674(00)80876-4 |
[8] |
So W V, Sarov-Blat L, Kotarski C K, et al. takeout, a novel Drosophila gene under circadian clock transcriptional regulation. Mol Cell Biol, 2000, 20(18): 6935-6944. DOI:10.1128/MCB.20.18.6935-6944.2000 |
[9] |
Gáliková M, Flatt T. Dietary restriction and other lifespan extending pathways converge at the activation of the downstream effector takeout. Aging, 2010, 2(7): 387-389. DOI:10.18632/aging.v2i7 |
[10] |
Benito J, Hoxha V, Lama C, et al. The circadian output gene takeout is regulated by Pdp1ε. P Natl Acad Sci USA, 2010, 107(6): 2544-2549. DOI:10.1073/pnas.0906422107 |
[11] |
Khericha M, Kolenchery J B, Tauber E. Neural and non-neural contributions to sexual dimorphism of mid-day sleep in Drosophila melanogaster:a pilot study. Physiol Entomol, 2016, 41(4): 327-334. DOI:10.1111/phen.2016.41.issue-4 |
[12] |
Bohbot J, Vogt R G. Antennal expressed genes of the yellow fever mosquito (Aedes aegypti L.) characterization of odorant-binding protein 10 and takeout. Insect BiochemMolec, 2005, 35(9): 961-979. DOI:10.1016/j.ibmb.2005.03.010 |
[13] |
Kaneko Y, Hiruma K. Allatotropin inhibits juvenile hormone biosynthesis by the corpora allata of adult Bombyx mori. J Insect Physiol, 2015, 80(1): 15-21. |
[14] |
Vanaphan N, Dauwalder B, Zufall R A. Diversification of takeout, a male-biased gene family in Drosophila. Gene, 2012, 491(2): 142-148. DOI:10.1016/j.gene.2011.10.003 |
[15] |
Wei D, Li H M, Tian C B, et al. Proteome analysis of male accessory gland secretions in oriental fruit flies reveals juvenile hormone-binding protein, suggesting impact on female reproduction. SciRep-UK, 2015, 5: 16845. |
[16] |
于芹, 安利国, 王宪辉. 昆虫Takeout蛋白家族的研究进展. 应用昆虫学报, 2011, 48(2): 404-409. Yu Q, An L G, Wang X H. Recent advances in Takeout protein family of insects. Chinese Journal of Applied Entomology, 2011, 48(2): 404-409. DOI:10.7679/j.issn.2095-1353.2011.072 |
[17] |
Hamiaux C, Stanley D, Greenwood D R, et al. Crystal structure of Epiphyas postvittana takeout1 with bound ubiquinone supports a role as ligand carriers for takeout proteins in insects. J Biol Chem, 2009, 284(6): 3496-3503. DOI:10.1074/jbc.M807467200 |
[18] |
Fujimoto Z, Suzuki R, Shiotsuki T, et al. Crystal structure of silkworm Bombyx mori JHBP in complex with 2-methyl-2, 4-pentanediol:plasticity of JH-binding pocket and ligand-induced conformational change of the second cavity in JHBP. PLoS One, 2013, 8(2): e56261. DOI:10.1371/journal.pone.0056261 |
[19] |
Meunier N, Belgacem Y H, Martin J R. Regulation of feeding behaviour and locomotor activity by takeout in Drosophila. J ExpBiol, 2007, 210(Pt 8): 1424-1434. |
[20] |
Bauer J, Antosh M, Chang C, et al. Comparative tranciptional profiling identifies takeout as a gene that regulates life span. Aging, 2010, 2(5): 298-310. DOI:10.18632/aging.v2i5 |
[21] |
Du J, Hiruma K, Riddiford L M. A novel gene in the takeout gene family is regulated by hormones and nutrients in Manduca larval epidermis. Insect BiochemMolec, 2003, 33(8): 803-814. DOI:10.1016/S0965-1748(03)00079-1 |
[22] |
Justice R W, Dimitratos S, Walter M F, et al. Sexual dimorphic expression of putative antennal carrier protein genes in the malaria vector Anopheles gambiae. Insect MolBiol, 2003, 12(6): 581-594. |
[23] |
Chang E S, Coudron T A, Bruce M J, et al. Juvenile hormone-binding protein from the cytosol of Drosophila Kc cells. P Natl Acad Sci USA, 1980, 77(8): 4657-4661. DOI:10.1073/pnas.77.8.4657 |
[24] |
Shemshedini L, Lanoue M, Wilson T G. Evidence for a juvenile hormone receptor involved in protein synthesis in Drosophila melanogaster. J BiolChem, 1990, 265(4): 1913-1918. |
[25] |
Chang E S, Bruce M J, Prestwich G D. Further characterization of the juvenile hormone-binding protein from the cytosol of a Drosophila cell line:use of a photoaffinity label. Insect Biochem, 1985, 15(2): 197-204. DOI:10.1016/0020-1790(85)90008-3 |
[26] |
Ashok M, Turner C, Wilson T G. Insect juvenile hormone resistance gene homology with the bHLH-PAS family of transcriptional regulators. P Natl AcadSci USA, 1998, 95(6): 2761-2766. DOI:10.1073/pnas.95.6.2761 |
[27] |
Wilson T G, Yerushalmi Y, Donnell D M, et al. Interaction between hormonal signaling pathways in Drosophila melanogaster as revealed by genetic interaction between Methoprene-tolerant and Broad-Complex. Gene, 2006, 172(1): 253-264. |
[28] |
赵亚华. 基础分子生物学教程. 第2版. 北京: 科学出版社, 2006, 351-355. Zhao Y H. Fundamental Molecular Biology Course. 2nd ed. Beijing: Science Press, 2006, 351-355. |
[29] |
彭佳师, 龚继明. 信号肽与蛋白质的分选转运. 植物生理学报, 2011, 47(1): 9-17. Peng J S, Gong J M. The mechanisms of protein sorting and translocation regulated by signal peptides. Plant Physiology Journal, 2011, 47(1): 9-17. |
[30] |
Fujikawa K, Seno K, Ozaki M. A novel Takeout-like protein expressed in the taste and olfactory organs of the blowfly, Phormia regina. Febs J, 2006, 273(18): 4311-4321. DOI:10.1111/ejb.2006.273.issue-18 |
[31] |
Saito K, Su Z H, Emi A, et al. Cloning and expression analysis of takeout/JHBP family genes of silkworm, Bombyx mori. Insect MolBiol, 2006, 15(3): 245-251. |