中国生物工程杂志  2015,Vol. 35 Issue (6): 68-74

文章信息

罗思施,汤顺清
LUO Si-shi,TANG Shun-qing
琼脂糖在组织工程中的研究进展
Research Progress of Agarose in Tissue Engineering
中国生物工程杂志,2015,35(6): 68-74
China Biotechnology,2015,35(6): 68-74
http://dx.doi.org/10.13523/j.cb.20150611

文章历史

收稿日期:2015-02-27
修回日期:2015-03-27
琼脂糖在组织工程中的研究进展
罗思施1, 汤顺清2     
1. 广州创尔生物技术股份有限公司 广州 510663;
2. 暨南大学生命科学技术学院 广州 510600
摘要:琼脂糖是一种来源丰富、成本低廉的天然高分子材料,具有生物安全性和可降解性,利用其凝胶化现象可制成形状可塑的具有三维网络结构的凝胶。与其他天然材料相比,琼脂糖凝胶在机械性能上具有一定优势,如抗拉伸/压缩性、粘弹性、流变性等。其特殊的防粘连作用,使其必须与其他材料复合或者选用适宜的定型方式制成组织工程支架,以提高支架的组织相容性,用于填充、修复或者再生机体缺损组织。琼脂糖在组织工程领域的研究历史虽然不长,但在软骨、神经、骨、角膜和口腔黏膜等方面已经取得一些研究成果,其独特的微观结构和力学性能使其在软骨组织工程方面的研究最为广泛。目前,琼脂糖的组织工程研究离临床应用还有一段距离,材料制备和作用机理探索将是未来研究的重点。
关键词琼脂糖     组织工程     细胞相容性     可降解性     凝胶性能    
Research Progress of Agarose in Tissue Engineering
LUO Si-shi1,TANG Shun-qing2     
1. Guangzhou Trauer Biotechnology CO.,Ltd,Guangzhou 510663,China;
2. College of Life Sciences and Biotechnology,Jinan University,Guangzhou 510600,China
Abstract:Agarose,which is resourceful and low-cost,is one of the natural high polymer materials with biosecurity and biodegradability. It can be made into gel with three-dimensional network structure and plastic shape. Comparing with other natural materials,agarose have advantages in mechanical properties,such as tensile strength,resistance to compression,viscoelasticity,rheological property and so on. On account of the property of anti-adhesion,agarose tissue engineering scaffold,which is for filling,repairing or regenerating defective tissue,must be composited with other materials or custom-made in suitable ways,in order to enhance its histocompatibility. Research progresses have been made in tissue engineering,although the research history of agarose is not so long. The properties of microstructure and mechanics make it a suitable material for tissue engineering of cartilage,nerve,bone,cornea,oral mucosa,especially in the field of cartilage. So far,there is a long distance between research and clinical usage,and scaffold preparation and mechanism study may be the research hotspots of agarose in the future.
Key words: Agarose     Tissue engineering     Cytocompatibility     Biodegradability     Gelation ability    

将工程学的成果应用于生物医学是二十一世纪科学技术的突出特征,组织工程则是这其中的研究热点之一。组织工程是利用生物活性物质,通过体外或体内培养构建、再造或修复器官、组织及其功能的一门技术手段。种子细胞、支架材料和生长因子被认为是组织工程三大基本要素,而制作理想的组织工程支架又是其中的关键之一。理想的组织工程支架应该具备良好的生物相容性、适宜的机械性能、与植入部位相匹配的形状、与组织修复时间相应的降解周期,以及合适的多孔结构以促进细胞生长和营养、代谢物质的交换。

从天然材料中获取组织工程支架是组织工程研究的重要内容之一。天然材料一般为蛋白质,脂类、多糖以及一些钙磷盐类,在降解性能、生物相容性和生物医学功能等方面优势显著。因此发掘生物性能良好、来源丰富、成本低廉的天然材料作为组织工程支架是材料工程探索的热点之一。海洋是地球上最大的资源库,孕育着极为丰富的海洋藻类,这些藻类经过提取加工,即可成为用途广泛的海洋多糖,如海藻酸、褐藻糖胶和琼脂糖等。作为一种低价高质的天然材料,琼脂糖在组织工程领域的价值受到越来越多的关注。国内外对琼脂糖组织工程材料的研究只开展了十几年,尚处于起步阶段,目前尚无含琼脂糖的组织替代或修复产品上市销售。虽然研究历史不长,但已取得一些突出的进展。

1 琼脂糖的理化性能

琼脂糖是从大型海藻中提取的线性高分子多糖,是由1,3连结的β-D-半乳糖和1,4连结的3,6-内醚-L-半乳糖交替连接而成,具有亲水性、电中性、化学稳定性、易塑形性以及一定的力学和降解性能,可溶于90℃以上热水形成琼脂糖溶液。当冷却至35℃左右,该溶液中的琼脂糖分子便从不规则卷曲逐渐转变成单链或双链螺旋构象,这些螺旋结构以柔性链连接起来形成规则排列的各向同性的三维网状,网孔约100~300 nm[1, 2],这种现象称为凝胶化。利用凝胶性能可以根据需要对琼脂糖材料任意塑形,凝胶化的琼脂糖具有一定的力学性能,如硬度[3]、粘弹性、流变性[4]、抗压抗拉性等,具体参数取决于琼脂糖的浓度、分子量和成型方式。支架的力学性能直接影响着细胞行为,Yamada等[5]在软硬程度不同的层粘连多肽/琼脂糖支架上探索细胞的生长状态,发现成纤维细胞在软支架上呈球形生长,唾液腺细胞形成腺泡样的结构;而在硬支架上,成纤维细胞呈瘦长形单层生长,神经细胞的神经突起延长,内皮细胞则形成血管样的网络结构。支架的力学性能同时也影响着基质的分布及其机械强度。Kock等[6]在体外构建关节软骨,发现与高浓度的琼脂糖比较,低浓度琼脂糖更能促进软骨基质均匀分布,且分泌的软骨基质呈现更高的平衡模量和更优的机械性能。琼脂糖的凝胶性能使其具有天然的三维网络结构、可塑性以及一定的机械性能,是区别于其他天然材料的主要优势。

2 琼脂糖的生物安全性

琼脂又称为琼胶、洋菜、菜燕、寒天,是一类从石花菜(Gelidium amansii Lamx)或其它红藻类(Rhodophyceae)海生植物浸提出来的粘液质,作为常用的食品凝胶剂、增稠剂、悬浮剂、乳化剂、稳定剂和保鲜剂已经有悠久的食用历史。此外,琼脂已用于制药和医疗器械,作为一种药用辅料收录于《中华人民共和国药典》,也是牙科印模的主要材料。无论是食用还是体外使用,其安全性均已得到普遍肯定。

琼脂糖是琼脂中电中性的主要成分,约占天然琼脂的80%。与琼脂相比,琼脂糖的结构和成分更单一,纯度更高,其生物安全性也已经得到广泛的实验验证。细胞毒性试验间接地反映材料对细胞增殖效率的影响,是一种初步判定材料生物安全性的常用手段。大部分研究[7, 8, 9]指出,琼脂糖复合支架无细胞毒性,纤维原细胞在支架上具有良好的黏附性和增殖效率。

3 琼脂糖的防粘连作用与组织相容性

凝胶化的琼脂糖呈现致密的网状结构[2],网络通道呈单轴排列[10],阻断了孔隙间细胞的相互渗透和交流,形成阻挡细胞侵入的屏障,表现为细胞黏附作用减弱。Ulrich等[11]发现,随着琼脂糖浓度的增加,胶质瘤细胞对琼脂糖/胶原复合支架的入侵减慢甚至停止。Tang等[10]利用琼脂糖和胶原制备了一种防粘连膜片,体内外试验均验证了该膜片能有效防止纤维母细胞和脂肪干细胞的侵入。根据上述特点,琼脂糖被认为是制备防粘连膜或凝胶的理想材料。

然而,良好的组织相容性是支架材料的基本要求。一般认为组织工程支架要有利于细胞的黏附生长,能够引导细胞迁移入支架内部孔隙,逐渐和受体组织融为一体。而琼脂糖的防粘连特性正好与之相悖。所以当琼脂糖用作体内植入支架时,通常与其他高生物相容性的天然材料(如胶原[12]、壳聚糖[3]、层粘连蛋白[5]等)复合使用。朱琳等[13]将琼脂糖和胶原混和制备复合水凝胶,通过配方优化平衡了材料的力学性能、成型性能和细胞相容性,体内植入试验验证了该复合水凝胶免疫排斥反应较低。Bhat等[14]采用冷冻交联的方法制备壳聚糖、琼脂糖和明胶的混合软骨支架,该支架细胞毒性低,对山羊软骨细胞具有良好的黏附性,体内植入实验也证实了它的生物相容性。尹昭伟[15]制备了包埋软骨细胞的琼脂糖凝胶和富血小板血浆-琼脂糖凝胶,扫描电子显微镜下观察发现两者都具有均一一致的疏松孔隙结构,软骨细胞在其中均能存活,说明支架的微观结构对细胞的生长也有一定影响。但后者刺激软骨细胞大量增殖和分泌软骨基质,而前者则无明显的细胞增殖。可见,选择适合的生物相容性材料复合是提高琼脂糖支架细胞黏附性和生物相容性的主要有效手段,增加琼脂糖作为组织工程材料应用的广泛性和适应性。

4 琼脂糖的可降解性

琼脂糖虽然是一种公认的可降解材料,但由于动物体内缺乏使其降解的酶,琼脂糖植入物的体内降解主要依靠巨噬细胞的吞噬作用[16]。Varoni等[17] 采用急速降温的方法制备了1.5%的琼脂糖凝胶并埋植于大鼠腰椎两侧皮下,植入前期(1~4周)该凝胶形成紧致的球状,并被胶原纤维组成的纤维囊紧密包裹,纤维囊的厚度不断增加直至12周后明显下降,纤维囊中富含巨噬细胞,随着植入时间的延长,巨噬细胞从植入物表面深入到内部,在植入后期(12~16周)某些植入部位的凝胶已经被降解,周围组织没有产生明显的炎症反应,植入物周围开始有血管生成。由于琼脂糖凝胶安全、可塑,在体内降解相对缓慢,作为美容填充材料也具有显著优势,Scarano等[18]在2005至2008年间,利用2.5%的可注射琼脂糖凝胶在68位患者身上进行了唇部填充的临床试验,只有极少数患者出现轻微的不良反应并能自行消除,大部分患者术后感觉良好,植入物在体内逐步降解,填充效果大约可维持5个月。琼脂糖凝胶致密的网络结构和降解机制决定了它具有较长的降解周期,适合用于骨、软骨等修复过程较为缓慢的组织工程支架以及美容填充材料。

5 琼脂糖的组织工程研究

琼脂糖支架生物安全性良好,可任意塑形以适应不同组织的填充需要,可根据需要复合其他材料或设计特殊的三维结构以诱导细胞迁移和增殖,具有适当的机械性能以维持特殊组织的正常功能。在过去十几年中,琼脂糖作为组织工程材料的研究已经涉及软骨、神经、骨、角膜和口腔黏膜等多种组织。

5.1 琼脂糖在软骨组织工程中的研究

天然的生物高分子,能为细胞提供适宜的微环境和促进细胞增殖、合成、代谢的信号,适合作为组织工程材料。但由于软骨结构和功能的特殊性,一般认为,理想的软骨支架还必须具有与天然软骨相似的结构和机械性能。现有的组织工程化软骨普遍缺乏天然软骨的生化特性和耐用性,不仅影响了使用寿命,也局限了应用范围(植入材料需要依赖周围组织的保护,所以只能用于填充修复小面积的点缺损)[19]

软骨的力学性能与细胞外基质的合成直接相关[20],因此对于有效的组织工程化软骨支架来说,促进软骨细胞胞外基质的合成和分泌是必不可少的。研究表明[21, 22],机械刺激是一种提高软骨细胞外基质合成的有效方法。而琼脂糖兼具生物相容性和一定的力学强度,已广泛作为机械刺激研究的细胞培养支架。Puetzer等[23]将人脂肪干细胞接种于2%的琼脂糖水凝胶中,以1 Hz的频率每天给予7.5 MPa的循环液体静压力处理4小时,循环液体静压力能激发脂肪干细胞向软骨细胞分化的能力,且Sox9基因、蛋白聚糖、软骨寡聚基质蛋白以及Ⅱ型胶原的表达量在试验前期发生上调,这些物质的表达均与软骨基质合成密切相关。Pingguan-Murphy等[24]以10%的直接压力和1%的压缩剪切力对三维培养牛软骨细胞的琼脂糖凝胶进行双轴向负载,结果显示双轴向负载明显促进软骨细胞的增值(表现为整体DNA含量提高)和糖胺聚糖合成。虽然外加的机械负载可以诱导干细胞向软骨细胞分化,也对软骨基质合成有促进作用,但不是影响软骨基质合成的唯一因素,种子细胞的类型[21]、细胞供体的年龄[25]、材料表面的结构等也至关重要。

琼脂糖凝胶特殊的表面结构阻止软骨细胞的黏附和伸展,促使软骨细胞聚集成团,有利于保持软骨细胞的圆型形态和促进软骨基质分泌[26, 27]。Tran-Khanh等[25]在研究中发现,采用琼脂糖培养的软骨细胞会从凝胶中迁移出来聚集于琼脂糖和培养液的交界面,形成一种类似于天然软骨的颗粒,这些软骨样颗粒含有大量的蛋白多糖和II型胶原,颗粒中央的细胞呈现软骨细胞形态,边缘区域的细胞扩增受限制,细胞呈拉伸形态。在这种体外培养方式下,琼脂糖模具的浓度和表面特性很可能成为影响组织工程化软骨中细胞形态、基质合成和分布的主要因素。许多研究者的实验结果[6, 28]都能体现上述观点。Gunja等[29]则专门设计实验考察琼脂糖百分比、模具表面拓扑结构对细胞表观性能和基质分泌的影响,该试验采用1%和2%表面光滑或粗糙的琼脂糖模具对关节软骨细胞和半月板细胞(1∶1)进行共培养,结果表明在1%的琼脂糖模具,尤其是光滑的模具中培养4周,细胞仍能保持原有形状,Ⅱ型胶原∶Ⅰ型胶原的比值、总胶原含量、糖胺聚糖含量以及拉伸和压缩性能均有明显提高。

在软骨填充修复材料中,水凝胶形式最常见。水凝胶的化学组成、结构、机械强度等都会影响其在组织工程方面的应用,而包封细胞的水凝胶若能保持机械强度对软骨缺损修复非常有利。成分单一的琼脂糖水凝胶机械性能较差[30],如何在不影响生物相容性的情况下提高机械强度是当前的研究重点。DeKosky等[31]通过复合两种生物相容性材料,琼脂糖和聚乙二醇二丙烯酸酯(PEGDA),制备出具有贯穿网络结构的水凝胶(IPN),该水凝胶的力学性能得到很大的提高,剪切模量比PEGDA水凝胶提高4倍,比琼脂糖凝胶提高4.9倍,压缩破坏应变与PEGDA水凝胶相当(分别为74% +/- 17%和PEG71% +/- 17%),远高于琼脂糖凝胶(15%),该IPN在包封细胞后机械性能没有明显变化,细胞在包封一周后仍有存活并分泌糖胺聚糖。随后,该团队的Ingavle等[32]尝试将包封了猪软骨细胞的琼脂糖凝胶浸泡于硫酸软骨素(CS)和PEGDA(1∶10)的混合液中,形成二级共聚物网络水凝胶 (CS-IPN),该水凝胶(0.5 wt% CS)与琼脂糖或PEGDA凝胶相比压缩弹性模量分别增加4和5倍,经过6周的体外细胞试验,CS-IPN包封的软骨细胞仍有50%存活,分泌的糖胺聚糖含量为IPN的2倍。由此可见,复合材料的选择以及水凝胶三维结构是组织工程化软骨成功与否的关键。

5.2 琼脂糖在神经组织工程中的研究

琼脂糖应用于神经组织工程具有众多优势,如免疫原性低,降解周期与神经修复周期匹配,能够引导神经轴突沿着一定方向生长,具有柔软性以及适应脊髓所要求的物理特性[33]。组织工程化琼脂糖神经修复材料常见两种形式,一种是水凝胶,一种是多孔支架。琼脂糖复合水凝胶可直接注射到神经损伤部位进行原位修复,避免手术造成的二次伤害。Jain等[34]制备了一种复合了脑源性神经营养因子(BDNF)释放微管的热可逆性琼脂糖凝胶,并将其注射到成年大鼠的脊髓损伤处进行原位成胶,观察发现该凝胶可支撑3D神经突的延伸并有效修复脊髓损伤。而琼脂糖多孔支架则以诱导神经轴突延伸为主要优势。Stokols等[35, 36]采用冻干的方式制备了复合BDNF的多孔琼脂糖支架,该支架具有贯通的单向排列线性孔道,将其植入成年大鼠的脊髓损伤处,一个月后发现该支架能有效诱导宿主细胞入侵,新生轴突沿着支架孔道呈线性延伸,脊髓得以重建和再生。上述两种定型方式各有千秋,总的来说,材料的硬度、孔径大小和内部结构都直接影响着中枢神经的再生效果[37]

5.3 琼脂糖在骨组织工程中的研究

琼脂糖在骨组织工程领域的研究不多,一般是以可注射水凝胶的形式作用于骨缺损部位。日本科学家对矿化琼脂糖凝胶骨再生能力的研究持续了十年之久。研究早期,制备了一种羟基磷灰石(HA或HAp)/琼脂糖复合凝胶,并植入猴子拔牙产生的空腔[38],该材料立即与空腔紧密结合,达到几秒钟内迅速止血的效果,植入12周后凝胶完全降解,植入部位被新生骨髓所替代;将该凝胶植入狗垂直型牙周骨缺损部位[39],牙周组织2个月即开始再生,6个月可见明显的新生骨组织。随后,他们又研究了快速成型的HAp/琼脂糖复合凝胶作为可注射骨填充材料的可行性,将HAp/琼脂糖凝胶注射入兔股骨内侧髁[40],2周后观察到骨缺损部位的边缘开始形成新生骨,4周呈现良好的骨再生,8周时材料完全降解。在大鼠头盖骨缺损填充试验中,Suzawa等[41]发现矿化的琼脂糖凝胶(HAp//琼脂糖凝胶或CaCO3/琼脂糖凝胶)较单纯的琼脂糖凝胶具有更好的骨再生能力,尤其是接种了间充质干细胞的矿化琼脂糖凝胶[42],其骨再生能力更加显著,新生骨组织的矿物质含量、骨质质量指标、磷灰石的c轴取向等都与活体头盖骨更为接近。可见,以琼脂糖为基础的矿化可注射型凝胶具有诱导骨再生,加速骨形成的作用,而其自身在骨再生的同时逐步降解,在骨组织填充修复的应用上有良好的前景。

5.4 琼脂糖在角膜和口腔黏膜组织工程中的研究

西班牙格拉纳达的科学家团队近年来专注于纤维蛋白-琼脂糖复合支架的研究,并尝试将这种复合材料用于移植资源紧缺的两种特殊组织(角膜和口腔黏膜)的修复和重建。Alaminos等[43]将兔的角膜上皮细胞、基质细胞和血管内皮细胞接种于纤维蛋白-琼脂糖支架,验证了该支架体外培养全层兔角膜的可能性。随后,Gonzalez-Andrades等[44]将人角膜细胞接种到支架内部,并在支架表面培养人角膜上皮细胞,结合空气-液体交界面培养技术,获得了与人天然角膜非常相似的组织替代物。此外,纤维蛋白-琼脂糖复合支架还具有与天然角膜相似的粘弹性、透明度和光学系数[45, 46],有望成为新一代的人工角膜替代物。对于口腔黏膜替代物,其流变学特性影响着音质和声音的生物力学,是选材时需要考虑的一个因素。经研究[4],纤维蛋白-琼脂糖支架具有稳定的流变性能,作为组织工程化口腔黏膜具有潜在优势。在该支架上生长的细胞和组织呈现多层上皮细胞、细胞间链接、细胞角蛋白、基膜和细胞外基质的连贯性分化,最终形成与天然组织相似的口腔黏膜替代物[47]。并且,在纤维蛋白-琼脂糖支架上双层或多层培养的细胞在不同的发育时期细胞角蛋白的表达规律与非角质化的成人口腔黏膜有一定相似性[48]

与其他组织相比,角膜和口腔黏膜对组织工程替代物的要求更高,除了细胞相容性,促进细胞黏附生长和分化,还需具备特定的物理性能以满足角膜和口腔黏膜的特殊功能。

5.5 琼脂糖的其他组织工程研究

琼脂糖的组织工程化研究远不止以上介绍的领域。Choo等[49]用琼脂糖制备声带替代物,通过单轴压缩和拉伸试验发现,0.375% 的琼脂糖材料与20岁的男性声带粘膜和韧带相似,有望作为声带替代物用于外科试验。Bloch等[50]将接枝明胶的琼脂糖支架皮下植入糖尿病和非糖尿病大鼠,植入的支架被纤维囊包裹且纤维囊附近有成熟的血管生成,组织侵入支架内部,说明该支架的细胞相容性良好,用作填充植入材料有利于新生血管分化。Carriel等[51]将人成纤维细胞和角质细胞接种至纤维蛋白/琼脂糖复合支架,试图构建全层仿真皮肤,体外培养四周即在最外层形成8~10层的复层上皮并伴随明显的脱屑现象,将这种组织工程化仿真皮肤植入裸鼠的全层皮肤缺损处,术后20天即可观察到复层上皮的生成,并伴随有角质层、棘层、颗粒层、基底层和血管等分化,由此可见,纤维蛋白/琼脂糖复合支架在皮肤再生领域也有广阔的前景。

6 展 望

目前,研究已经充分表明琼脂糖作为组织工程材料有以下潜能:①资源丰富、成本低廉;②具有生物安全性和组织相容性;③生物可降解且降解周期可控;④形状可塑,也可制成注射剂以适合填充需要;⑤凝胶性以及一定的力学性能,如抗拉伸压缩、流变性、粘弹性等;⑥天然的网络结构和多孔性,有利于支架构建和细胞迁移;⑦易与其他材料配伍或接枝,可根据需要改变和调整复合材料的性能。但琼脂糖支架材料离临床应用还有一段距离,还有一些问题需要进一步研究确认,比如说不同分子量琼脂糖的分离和应用分析,琼脂糖在体内的降解产物及其代谢途径,琼脂糖与细胞之间相互作用的机理等。由于细胞黏附性和化学惰性等方面的局限,未来琼脂糖组织工程材料的研究将会以复合材料或接枝材料为主导方向。

参考文献
[1] Arnott S, Fulmer A, Scott W E, et al. The agarose double helix and its function in agarose gel structure. J Mol Biol, 1974, 90(2): 269-284.
[2] Griess G A, Moreno E T, Easom R A, et al. The sieving of spheres during agarose gel electrophoresis: quantitation and modeling. Biopolymers, 1989, 28(8): 1475-1484.
[3] Cao Z, Gilbert R J, He W. Simple agarose-chitosan gel composite system for enhanced neuronal growth in three dimensions. Biomacromolecules, 2009, 10(10): 2954-2959.
[4] Rodriguez I A, Lopez-Lopez M T, Oliveira A C, et al. Rheological characterization of human fibrin and fibrin-agarose oral mucosa substitutes generated by tissue engineering. J Tissue Eng Regen Med, 2012, 6(8): 636-644.
[5] Yamada Y, Hozumi K, Aso A, et al. Laminin active peptide/agarose matrices as multifunctional biomaterials for tissue engineering. Biomaterials, 2012, 33(16): 4118-4125.
[6] Kock L M, Geraedts J, Ito K, et al. Low agarose concentration and TGF-beta3 distribute extracellular matrix in tissue-engineered cartilage. Tissue Eng Part A, 2013, 19(13-14): 1621-1631.
[7] Bhat S, Kumar A. Cell proliferation on three-dimensional chitosan-agarose-gelatin cryogel scaffolds for tissue engineering applications. J Biosci Bioeng, 2012, 114(6): 663-670.
[8] Tripathi A, Kathuria N, Kumar A. Elastic and macroporous agarose-gelatin cryogels with isotropic and anisotropic porosity for tissue engineering. J Biomed Mater Res A, 2009, 90(3): 680-694.
[9] Tripathi A, Kumar A. Multi-featured macroporous agarose-alginate cryogel: synthesis and characterization for bioengineering applications. Macromol Biosci, 2011, 11(1): 22-35.
[10] Tang S, Yang W, Mao X. Agarose/collagen composite scaffold as an anti-adhesive sheet. Biomed Mater, 2007, 2(3): 129-134.
[11] Ulrich T A, Jain A, Tanner K, et al. Probing cellular mechanobiology in three-dimensional culture with collagen-agarose matrices. Biomaterials, 2010, 31(7): 1875-1884.
[12] 刘奕. 关节软骨损伤修复研究中琼脂糖-明胶-PLGA/柚皮素微球复合支架的制备. 南京:南京中医药大学,2014. Liu Y. Preparation of agarose-gelatin scaffold intergrated with PLGA-naringenin microspheres on repairing of articular cartilage injury. Nanjing: Nanjing University of Chinese Medicine, 2014.
[13] 朱琳,贺健康,刘亚雄,等. 琼脂糖/胶原复合水凝胶的制备及性能研究. 西安交通大学学报,2013, 47(10): 121-126. Zhu L, He J K, Liu Y X, et al. Preparation and properties of composite agarose/collagen hydrogel. Journal of Xi'an Jiaotong University, 2013, 47(10): 121-126.
[14] Bhat S, Tripathi A, Kumar A. Supermacroprous chitosan-agarose-gelatin cryogels: in vitro characterization and in vivo assessment for cartilage tissue engineering. J R Soc Interface, 2011, 8(57): 540-554.
[15] 尹昭伟. 基于富血小板血浆的生物活性支架的制备及其理化性能和修复软骨缺损的体外实验研究. 南京:南京医科大学,2014. Yin Z W. In vitro experimental study of an new bioactive gel scaffold based on platelet-rich plasma to treat cartilage defect. Nanjing: Nanjing Medical University, 2014.
[16] Christensen L. Normal and pathologic tissue reactions to soft tissue gel fillers. Dermatol Surg, 2007, 33 Suppl 2: S168-175.
[17] Varoni E, Tschon M, Palazzo B, et al. Agarose gel as biomaterial or scaffold for implantation surgery: characterization, histological and histomorphometric study on soft tissue response. Connect Tissue Res, 2012, 53(6): 548-554.
[18] Scarano A, Carinci F, Piattelli A. Li Paugmentation with a new filler (agarose gel): a 3-year follow-up study. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod, 2009, 108(2): e11-15.
[19] Kaupp J A, Weber J F, Waldman S D. Mechanical stimulation of chondrocyte-agarose hydrogels. J Vis Exp, 2012(68): e4229.
[20] 董江峰,李晓娜,陈维毅. 兔关节软骨细胞的琼脂糖凝胶培养及其力学性质的研究. 医用生物力学,2007, 22(4): 378-382. Dong J F, Li X N, Chen W Y. Three-dimensional culture of rabbit articular chondrocytes within agarose and its mechanical properties evaluation. Journal of Medical Biomechanics, 2007, 22(4): 378-382.
[21] Sheehy E J, Buckley C T, Kelly D J. Chondrocytes and bone marrow-derived mesenchymal stem cells undergoing chondrogenesis in agarose hydrogels of solid and channelled architectures respond differentially to dynamic culture conditions. J Tissue Eng Regen Med, 2011, 5(9):747-758.
[22] Kelly T A, Ng K W, Ateshian G A, et al. Analysis of radial variations in material properties and matrix composition of chondrocyte-seeded agarose hydrogel constructs. Osteoarthritis Cartilage, 2009, 17(1): 73-82.
[23] Puetzer J, Williams J, Gillies A, et al. The effects of cyclic hydrostatic pressure on chondrogenesis and viability of human adipose- and bone marrow-derived mesenchymal stem cells in three-dimensional agarose constructs. Tissue Eng Part A, 2013, 19(1-2): 299-306.
[24] Pingguan-Murphy B, Nawi I. Upregulation of matrix synthesis in chondrocyte-seeded agarose following sustained bi-axial cyclic loading. Clinics, 2012, 67(8): 939-944.
[25] Tran-Khanh N, Chevrier A, Lascau-Coman V, et al. Young adult chondrocytes proliferate rapidly and produce a cartilaginous tissue at the gel-media interface in agarose cultures. Connect Tissue Res, 2010, 51(3): 216-223.
[26] 王金良,赵建宁,郭亭,等. 在琼脂糖表面无支架条件下构建组织工程软骨. 中国组织工程研究与临床康复,2008, 12(19): 3625-3628. Wang J L, Zhao J N, Guo T, et al. Constructing tissue engineering cartilage on the agarose surface without scaffolds. Journal of Clinical Rehabilitative Tissue Engineering, 2008, 12(19): 3625-3628.
[27] 康宏,李振强,闭艳妲. 自组装山羊颞下颌关节盘组织工程纤维软骨模型的构建. 华西口腔医学杂志,2011, 29(3): 314-317. Kang H, Li Z Q, Bi Y D. Self-assembly tissue engineering fibrocartilage model of goat temporomandibular joint disc. West China Journal of Stomatology, 2011, 29(3): 314-317.
[28] Ng K W, Ateshian G A, Hung C T. Zonal chondrocytes seeded in a layered agarose hydrogel create engineered cartilage with depth-dependent cellular and mechanical inhomogeneity. Tissue Eng Part A, 2009, 15(9): 2315-2324.
[29] Gunja N J, Huey D J, James R A, et al. Effects of agarose mould compliance and surface roughness on self-assembled meniscus-shaped constructs. J Tissue Eng Regen Med, 2009, 3(7): 521-530.
[30] Roberts J J, Earnshaw A, Ferguson V L, et al. Comparative study of the viscoelastic mechanical behavior of agarose and poly(ethylene glycol) hydrogels. J Biomed Mater Res B Appl Biomater, 2011, 99(1): 158-169.
[31] Dekosky B J, Dormer N H, Ingavle G C, et al. Hierarchically designed agarose and poly(ethylene glycol) interpenetrating network hydrogels for cartilage tissue engineering. Tissue Eng Part C Methods, 2010, 16(6): 1533-1542.
[32] Ingavle G C, Dormer N H, Gehrke S H, et al. Using chondroitin sulfate to improve the viability and biosynthesis of chondrocytes encapsulated in interpenetrating network (IPN) hydrogels of agarose and poly(ethylene glycol) diacrylate. J Mater Sci Mater Med, 2012, 23(1): 157-170.
[33] 梁楠,陈果,张晓. 琼脂糖水凝胶神经支架的研究. 四川生理科学杂志,2008, 30(3): 108-110. Liang N, Chen G, Zhang X. Preparation studies of material for agarose hydrogel. Sichuan Journal of Physiological Sciences, 2008, 30(3): 108-110.
[34] Jain A, Kim Y T, Mckeon R J, et al. In situ gelling hydrogels for conformal repair of spinal cord defects, and local delivery of BDNF after spinal cord injury. Biomaterials, 2006, 27(3): 497-504.
[35] Stokols S, Tuszynski M H. Freeze-dried agarose scaffolds with uniaxial channels stimulate and guide linear axonal growth following spinal cord injury. Biomaterials, 2006, 27(3): 443-451.
[36] Stokols S, Tuszynski M H. The fabrication and characterization of linearly oriented nerve guidance scaffolds for spinal cord injury. Biomaterials, 2004, 25(27): 5839-5846.
[37] Deng Q Y, Li S R, Cai W Q, et al. Poly-lactic acid and agarose gelatin play an active role in the recovery of spinal cord injury. Neurosci Bull, 2006, 22(2): 73-78.
[38] Tabata M, Shimoda T, Sugihara K, et al. Osteoconductive and hemostatic properties of apatite formed on/in agarose gel as a bone-grafting material. J Biomed Mater Res B Appl Biomater, 2003, 67(2): 680-688.
[39] Tabata M, Shimoda T, Sugihara K, et al. Apatite formed on/in agarose gel as a bone-grafting material in the treatment of periodontal infrabony defect. J Biomed Mater Res B Appl Biomater, 2005, 75(2): 378-386.
[40] Watanabe J, Kashii M, Hirao M, et al. Quick-forming hydroxyapatite/agarose gel composites induce bone regeneration. J Biomed Mater Res A, 2007, 83(3): 845-852.
[41] Suzawa Y, Funaki T, Watanabe J, et al. Regenerative behavior of biomineral/agarose composite gels as bone grafting materials in rat cranial defects. J Biomed Mater Res A, 2010, 93(3): 965-975.
[42] Mizuta N, Hattori K, Suzawa Y, et al. Mesenchymal stromal cells improve the osteogenic capabilities of mineralized agarose gels in a rat full-thickness cranial defect model. J Tissue Eng Regen Med, 2013, 7(1): 51-60.
[43] Alaminos M, Del Carmen Sanchez-Quevedo M, Munoz-Avila J I, et al. Construction of a complete rabbit cornea substitute using a fibrin-agarose scaffold. Invest Ophthalmol Vis Sci, 2006, 47(8): 3311-3317.
[44] Gonzalez-Andrades M, Garzon I, Gascon M I, et al. Sequential development of intercellular junctions in bioengineered human corneas. J Tissue Eng Regen Med, 2009, 3(6): 442-449.
[45] Cardona J L, Ionescu A M, Gomez-Sotomayor R, et al. Transparency in a fibrin and fibrin-agarose corneal stroma substitute generated by tissue engineering. Cornea, 2011, 30(12): 1428-1435.
[46] Ionescu A M, Alaminos M, De La Cruz Cardona J, et al. Investigating a novel nanostructured fibrin-agarose biomaterial for human cornea tissue engineering: rheological properties. J Mech Behav Biomed Mater, 2011, 4(8): 1963-1973.
[47] Alaminos M, Garzon I, Sanchez-Quevedo M C, et al. Time-course study of histological and genetic patterns of differentiation in human engineered oral mucosa. J Tissue Eng Regen Med, 2007, 1(5): 350-359.
[48] Garzon I, Serrato D, Roda O, et al. In vitro cytokeratin expression profiling of human oral mucosa substitutes developed by tissue engineering. Int J Artif Organs, 2009, 32(10): 711-719.
[49] Choo J Q, Lau D P, Chui C K, et al. Design of a mechanical larynx with agarose as a soft tissue substitute for vocal fold applications. J Biomech Eng, 2010, 132(6): 065001.
[50] Bloch K, Vanichkin A, Damshkaln L G, et al. Vascularization of wide pore agarose-gelatin cryogel scaffolds implanted subcutaneously in diabetic and non-diabetic mice. Acta Biomater, 2010, 6(3): 1200-1205.
[51] Carriel V, Garzon I, Jimenez J M, et al. Epithelial and stromal developmental patterns in a novel substitute of the human skin generated with fibrin-agarose biomaterials. Cells Tissues Organs, 2012, 196(1): 1-12.