2026, Vol. 56
2. 青岛海洋科技中心海洋生态与环境科学功能实验室，山东 青岛 266237;
3. 中国海洋大学海洋生物多样性与进化教育部重点实验室，山东 青岛 266003
深海热液和冷泉是海底极端环境系统的重要组成部分，均是岩石圈与外部圈层之间进行物质、能量转移和交换的重要途径。热液和冷泉活动在构造地质、生物生态和元素循环上存在相互作用或耦合关系[1]。深海热液区是地球上极端环境之一，是典型的化能生态系统。热液是由深层海水通过地壳断层或裂缝向下渗出形成的热液流体[2]。富含硫化氢气体的高温流体与冷且含氧的海水混合，使大量矿物质溶解，在热液喷口周围形成以硫化物和硫酸盐为主的沉淀物[3]。化能合成细菌可利用硫化氢、甲烷和单质硫等获得能量产生有机物，为热液生态系统提供物质和能源[4]，靠近热液喷口沉积物中的微生物丰度和多样性显著高于远离热液喷口的沉积物[3]。冲绳海槽被琉球岛、日本九州岛和中国台湾岛包围，是菲律宾板块相对于亚欧板块俯冲形成的弧后盆地，区内分布有多个活跃的热液区，如伊平屋北部热液区、伊平屋脊热液区和唐印热液区等[5]。γ-变形菌纲(Gammaproteobacteria)和δ-变形菌纲(Deltaproteobacteria)是冲绳海槽沉积物的优势细菌类群；其次是α-变形菌纲(Alphaproteobacteria)，其中红细菌科(Rhodobacteraceae)和生丝微菌科(Hyphomicrobiaceae)是常见优势类群[6]。
除热液生态系统外，冷泉生态系统也是较为活跃的化能生态系统。冷泉流体源自大陆架边缘深部，沿沉积柱向上迁移，富含甲烷、硫化氢和单质硫等[7-8]。化能合成微生物为冷泉生态系统的运行提供能量[9]。台湾冷泉(即F冷泉)位于南海北部路坡，是南海第一个发现的较为活跃的冷泉[10-11]。通过16S rRNA基因高通量测序发现，硫卵菌属(Sulfurovum)在F冷泉的表层沉积物中占据优势地位，参与冷泉的碳循环和硫循环[8, 12]，而δ-变形菌纲、甲烷微菌纲(Methanomicrobia)和脱卤拟球菌纲(Dehalococcoidia)则在F冷泉的深层沉积物中占据优势地位[13-14]。由此可知，热液和冷泉系统均孕育着丰富且独特的微生物群落，这些微生物大多均依赖流体中的还原性物质(如H2S和CH4)作为能量来源。
在本研究团队前期研究中，使用SOB液体培养基在冲绳海槽唐印热液区W10站位分离获得114株细菌，优势属为副球菌属(Paracoccus)[15]。副球菌属属于变形菌门(Proteobacteria)、α-变形菌纲、红细菌目(Rhodobacterales)、副球菌科(Paracoccaceae)，目前已有89个种被正式描述(https://www.bacterio.net/)。该属细菌分布广泛，可以从热液[16]、近海[17]、高山[18]，盐湖[19]等多个生境种分离获得。副球菌属细菌是兼性自养细菌，能够利用各种有机物和无机电子供体如氢气或硫代硫酸盐生存[20]，例如脱氮副球菌(Paracoccus denitrificans)在厌氧条件下能够固定二氧化碳[19]；全食副球菌(Paracoccus pantotrophus)中发现了能够介导硫代硫酸盐氧化的SOX系统[20-21]。目前，副球菌属中研究较多的是脱氮副球菌，该菌在好氧和厌氧条件下均具有脱氮能力，可用于富含氮磷的废水的反硝化处理[22-23]，在生活污水处理方面具有广阔的应用前景。
群体感应(Quorum sensing，QS)是基于细菌细胞密度的调控机制，QS系统发挥作用依赖于特定化学分子的信号传导，这些特殊的化学分子称为自诱导物(Autoinducers，AIs)，当AIs在环境中积累至阈值浓度时，可触发群体水平的基因表达和行为响应[24]。AIs可以分为用于种内通讯的N-酰基高丝氨酸内酯(N-Acyl homoserine lactone，AHL)类分子、用于种间通讯的寡肽类信号分子(Autoinducing peptides，AIP)以及广谱信号分子自诱导物-2(Autoinducer-2，AI-2)[25]。目前已发现多种副球菌属细菌可以产生QS信号分子。例如，脱氮副球菌能够产生C16-HSL，并且其产生的信号分子可以由囊泡携带分泌到胞外[26]。嗜氨副球菌(Paracoccus aminophilus)、食氨副球菌(Paracoccus aminovorans)、硫氰酸副球菌(Paracoccus thiocyanatus)、多能副球菌(Paracoccus versutus)和伊氏副球菌(Paracoccus yeei)等多种副球菌属细菌均能够产生AHLs类信号分子，但其研究主要集中于土壤环境[27]。
破坏QS的过程被称为群体感应淬灭(Quorum quenching，QQ)，即抑制QS介导的基因表达和表型输出[28]。QQ的作用机制包括竞争性抑制信号分子的合成、促进信号分子的降解、干扰转录调控因子与启动子的结合以及抑制合成酶和受体基因的表达[29-30]。群体感应淬灭剂可分为QQ酶和QS抑制剂(QS inhibitors，QSIs)，QQ酶通过使QS信号分子失活来破坏QS通路，QSIs通过化学作用来破坏QS途径[31]。QQ酶包括AHL内酯酶、AHL酰胺酶和AHL氧化还原酶[32]。QQ具有重要的应用价值，如QSIs作为细菌毒力的抑制剂替代抗菌剂[33]，应用于水产养殖和船舶的生物腐蚀防治[34]。
目前，研究发现副球菌属细菌的多个种具有QS活性，但对关于分离自热液和冷泉区的副球菌属细菌的QS和QQ活性及其调控作用仍不明确。本研究以冲绳海槽热液区和南海冷泉区分离获得的多种副球菌属细菌为研究对象，对其QS和QQ活性进行检测，并对具QS活性副球菌属细菌的生理代谢进行检测，旨在揭示冲绳海槽热液区和南海冷泉区具QS和QQ活性副球菌属细菌的多样性和代谢特征。
1 材料与方法 1.1 样品采集及分离培养本实验所用样品包括采集自2014年[35]和2016年[15, 36]冲绳海槽热液区的HOBAB3和HOBAB4航次的深海热液区样品，以及2022年[37]采集的F冷泉和海马冷泉的样品，涵盖海水样品、沉积物样品和生物样品(见表 1)。冲绳海槽热液区的样品使用沙氏葡萄糖(Sabouraud dextrose broth, SOB)液体培养基、磷酸钠葡萄糖(Sodium phosphate glucose, SPG)液体培养基和成人干细胞(Adult stem cell, ASC)液体培养基对硫氧化菌进行分离培养[38-39]，F冷泉样品使用复苏液体/液体培养基和SOB液体培养基对细菌进行富集和分离培养[37]，海马冷泉样品使用2216E固体培养基、MMJS固体培养基和SOB固体培养基通过平板涂布法和三区划线法对细菌进行分离纯化，经3~4次划线后获得纯菌株。所有菌株均采用煮沸法提取DNA[40]。
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表 1 冲绳海槽热液区和南海冷泉区样品信息 Table 1 Information of environmental samples from hydrothermal fields in the Okinawa Trough and cold seeps in the South China Sea |
采用细菌通用引物B8F(5’-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3’)和B1510R(5’-GGTTACCTTGTTACGACTT-3’)[41]对菌株的16S rRNA基因序列进行扩增。PCR体系(30 μL)如下：10×buffer 3 μL，dNTPs(2 mmol/L)3 μL，B8F(20 μmol/L)0.3 μL，B1510R(20 μmol/L)0.3 μL，rTaq 0.15 μL，ddH2O 22.75 μL[37]。PCR反应条件如下：94 ℃ 5 min；94 ℃ 1 min，55 ℃ 1 min，72 ℃ 1.5 min，30个循环；72 ℃ 10 min。将PCR产物送至青岛生工生物工程(上海)股份有限公司进行16S rRNA基因测序，获得的序列通过EzBioCloud 16S-based ID(https://www.ezbiocloud.net/identify)或NCBI Blastn(https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi)网站进行比对，确定菌株的分类地位。
1.2 副球菌属细菌的AHL类QS活性检测使用报告菌株根癌农杆菌(Agrobacterium tumefaciens)A136[42]对冲绳海槽热液区和南海冷泉区分离培养的副球菌属细菌进行AHL类信号分子的QS活性检测。根癌农杆菌A136中含有AHL的受体蛋白基因traR(载体：pCF218质粒)和调控traR的基因traC-lacZ(载体：pCF372质粒)，当外界存在足量的AHL类信号分子时，信号分子可以与TraR的受体蛋白结合，产生β-半乳糖苷酶，降解X-gal(5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-galactopyranoside)，使液体呈现蓝色。采用高通量检测法进行QS活性检测，在Yin等[43]所用方法的基础上进行优化调整。将待测菌株置于28 ℃摇床中培养48 h至对数生长期，在4 ℃下6 000 r/min离心10 min，得到上清液。将10 μL上清液与190 μL A136 X-gal检测液混合，置于28 ℃培养24~48 h，观察颜色变化。以2216E液体培养基为阴性对照，C6-HSL(10 μmol/L)为阳性对照。
1.3 副球菌属细菌的QQ活性检测使用报告菌株根癌农杆菌A136[42]对冲绳海槽热液区和南海冷泉区分离得到的副球菌属细菌进行QQ活性检测。将待测菌株置于28 ℃摇床中培养48 h至对数生长期，取178 μL菌液与20 μL的PIPES缓冲液混合，分别加入2 μL浓度为1 mmol/L的C6-HSL或C12-HSL信号分子，28 ℃孵育24 h。随后在4 ℃下6 000 r/min离心10 min，取上清液与A136 X-gal检测液混合，置于28 ℃培养24 h，观察颜色变化，并检测OD492和OD630。2216E液体培养基与PIPES缓冲液和信号分子混合孵育后作为阴性对照。
1.4 具QS活性的副球菌属菌株的信号分子提取将具QS活性的菌株培养48 h至对数生长期，在4 ℃下12 000 r/min离心10 min得到上清液，将上清液用0.22 μm的滤器过滤除菌，加入等体积的乙酸乙酯萃取3次，每次收集有机相于新的50 mL离心管中。将收集的有机相转移至250 mL旋蒸瓶中，在35 ℃水浴条件下使用真空旋蒸仪蒸干，再加入300 μL的DMSO充分溶解提取物中的信号分子，暂存于-20 ℃冰箱。将信号分子用气相质谱仪(GC-MS，TRACE 1300 ISQ)检测，通过比对峰值确定信号分子的种类。
1.5 78株全测序副球菌属细菌的AHL合成酶、AHL受体和QQ酶编码基因预测从NCBI(https://www.ncbi.nlm.nih.gov/)数据库下载副球菌属已完成全基因组测序的菌株基因组信息(同一物种选择一个代表菌株)，最终共获得78个副球菌属细菌种的基因组。通过本地Blast进行同源蛋白比对，阈值设定为相似度(Identity)≥40%，覆盖度(Coverage)≥70%，e值(e-value)≤10-5，预测这78株副球菌属细菌中的基因组中AHL合成酶、AHL受体和QQ酶的编码基因[44]。
1.6 具QS活性菌株的生物被膜产量检测使用结晶紫(Crystal violet，CV)染色法对具QS活性的菌株的生物被膜产量进行检测。将具QS活性的菌株培养48 h至对数生长期，向无菌的96孔板中加入2216E液体培养基99 μL，将菌液接种按照1%接种量(1 μL)接种于2216E液体培养基中，置于28 ℃培养箱静置培养24 h。24 h后弃去菌液，用无菌蒸馏水清洗96孔板三次，加入150 μL甲醇固定生物被膜20 min，弃去甲醇，待甲醇烘干后加入150 μL结晶紫染色20 min，用无菌蒸馏水清洗3次，洗去浮色，加入150 μL无水乙醇，静置30 min。之后使用多功能酶标仪(品牌和型号：Molecular Devices SpectraMax iD3)于570 nm波长下测定吸光度(OD570)。每组设3个重复实验，以2216E液体培养基作为阴性对照。若菌株OD570值高于阴性对照，则判定该菌株在24 h内具有生物被膜的产生能力。
1.7 具QS活性的副球菌属细菌的胞外水解酶活性检测使用4种荧光底物对QS菌株的胞外水解酶活性进行检测[45]，包括MUF-α-glucopyranoside(用于检测α-葡萄糖苷酶活性)、MUF-β-glucopyranoside(用于检测β-葡萄糖苷酶活性)、MUF-phosphate(用于检测磷酸酶活性)和MUF-N-acetyl-β-D-galactosaminide(用于检测几丁质酶活性)。将具有QS活性的副球菌在28 ℃培养48 h，在4 ℃下，6 000 r/min离心10 min，用0.22 μm滤器过滤除菌获得上清液。将90 μL上清液与10 μL荧光底物(浓度为0.2 mmol/L)混合于荧光多孔板中，使用多功能酶标仪进行荧光信号的检测，并在1 h后再次检测。以2216E液体培养基为阴性对照。根据标准曲线计算胞外水解酶活性：胞外水解酶活性=(待测菌株1 h胞外水解酶活性-待测菌株0 h胞外水解酶活性)-(阴性对照1 h胞外水解酶活性-阴性对照0 h胞外水解酶活性)。
1.8 具QS活性的副球菌属细菌的硫氧化活性检测将具有QS活性的副球菌在28 ℃培养48 h，取50 μL接种于5 mL的胰蛋白胨无机盐(Mineral medium with tryptone, MMT)液体培养基(配方：NaCl 30 g，NH4Cl 0.5 g，CaCl2·2H2O 0.1 g，MgCl2 0.4 g，CH3COONa 0.8 g，K2HPO4 0.5 g，葡萄糖0.2 g，微量元素1 mL，Na2S2O3·5H2O 2.24 g，蒸馏水1 L)，置于28 ℃摇床培养24 h。分别在0和24 h取样，用碘量法检测硫代硫酸盐的浓度[46]。根据培养0和24 h硫代硫酸盐浓度的变化情况来检测菌株是否具有硫氧化活性。
1.9 具QS活性的副球菌属细菌的DMSP降解能力检测将具QS活性的副球菌接种于2216E固体培养基，28 ℃培养48 h。挑取单菌落接种于安捷伦螺纹色谱瓶(品牌和型号：Agilent lot 5190-9618)底部，加200 μL普通海洋基础培养基(Marine basal medium, MBM)液体培养基(添加二甲基巯基丙酸内盐(Dimethylsulfoniopropionate，DMSP)，终浓度为1 mmol/L)，置于28 ℃摇床避光培养24 h。空白对照为200 μL普通MBM液体培养基(添加DMSP，终浓度为1 mmol/L)。每组设置3个平行。利用气相色谱仪(品牌和型号：Agilent 7890A)测定色谱瓶中产生的二甲基硫(Dimethyl sulfide，DMS)，通过DMS的产生量推测菌株是否能将DMSP降解以产生DMS。
1.10 具QS活性的副球菌属菌株的DMSP合成能力检测DMSP合成能力的检测方法与DMSP降解能力的检测方法相似，需加入200 μL普通MBM液体培养基(添加L-Met，终浓度为0.5 mmol/L)，其余操作与DMSP降解能力检测方法一致。在培养24 h后，向安捷伦螺纹色谱瓶中加入100 μL的NaOH溶液(10 mol/L)，置于28 ℃摇床继续避光培养5~6 h，使DMSP充分碱解，从而生成DMS气体。利用气相色谱仪测定色谱瓶中产生的DMS，通过DMS的产生量推测菌株是否能利用L-Met作为底物产生DMSP。
1.11 添加AHL类信号分子对具QS活性的副球菌属细菌生长的影响将具QS活性的菌株置于28 ℃摇床培养至对数生长期，先吸取1 mL菌液离心后弃上清液，再加入生理盐水离心后弃去上清液，最后加入2216E液体培养基使OD600=1.0，制成种子液。向1.5 mL EP管中加入1 mL的2216E液体培养基，按照培养基体积的1%接种种子液，并添加不同浓度的C10-HSL(5、10、20、40、60、80和100 μmol/L)，同时添加DMSO作为对照。混匀后取200 μL加入96孔板中，使用生长曲线仪获取96 h内菌株的生长数据，并绘制生长曲线。每组设置3个平行。
2 结果 2.1 冲绳海槽热液区和南海冷泉区分离获得的副球菌属细菌通过对采集自冲绳海槽热液区和F冷泉区样品中的细菌进行分离鉴定和筛选，共获得28株副球菌属细菌，分属于8个种(见表 2)。其中，从冲绳海槽热液区分离得到22株副球菌属细菌，分属于5个种；从F冷泉和海马冷泉分离获得6株副球菌属细菌，分属于4个种(见表 2)。
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表 2 冲绳海槽热液区和南海冷泉区分离获得的副球菌属细菌信息 Table 2 Information of Paracoccus isolated from hydrothermal fields in Okinawa Trough and cold seeps in South China Sea |
对分离自冲绳海槽热液区和F冷泉区的副球菌属细菌进行AHL类QS活性检测，结果发现7株共5种副球菌属细菌具有QS活性，包括厦门岛副球菌(Paracoccus amoyensis)T3’119、T3’120、T3’131、马氏副球菌HRA346、海洋副球菌(Paracoccus oceanense)BTM2、奥努巴副球菌(Paracoccus onubensis)YL619和海滩沉积物副球菌(Paracoccus sediminilitoris)YL403(见表 3)。其中菌株T3’119、T3’120、T3’131和菌株HRA346均分离自2014年冲绳海槽T3’站位采集的沉积物样品，菌株BTM2分离自2016年冲绳海槽采集的贻贝样品，菌株YL619分离自F冷泉C1站位沉积物样品，菌株YL403分离自F冷泉ROV272站位沉积物样品(见表 3)。从沉积物样品中分离的16株副球菌属细菌中，6株(37.5%)的副球菌属细菌具有QS活性；从生物样品中分离的4株副球菌属细菌中，1株(25%)具有QS活性；从海水样品中分离的8株副球菌属细菌均不具有QS活性。
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表 3 QS菌株的分类信息 Table 3 Information of QS strains |
对分离自冲绳海槽热液区和南海冷泉区的副球菌属细菌进行QQ活性检测，结果显示，共4株(分属3种副球菌属)细菌具有QQ活性，包括厦门岛副球菌T3’120、马氏副球菌HRA288、海洋副球菌BOSR5和BTM2(见表 4)。这4株副球菌属细菌既能够降解C6-HSL，又能够降解C12-HSL。厦门岛副球菌T3’120和马氏副球菌HRA288均分离自2014年冲绳海槽T3’站位采集的沉积物样品，海洋副球菌BOSR5和BTM2均分离自2016年冲绳海槽采集的生物样品(见表 4)。厦门岛副球菌T3’120和海洋副球菌BTM2同时具有QS和QQ活性(见表 3和表 4)。
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表 4 QQ菌株的分类信息 Table 4 Information of QQ strains |
选取4株QS活性较强的副球菌属细菌提取其产生的信号分子，经过GC-MS检测，得到信号分子提取物的质谱图，并与已知信号分子的相对分子质量进行比对[47]，从而确定4株副球菌属细菌的信号分子种类。
厦门岛副球菌T3’120信号分子提取物的GC-MS图谱如图 1A所示，不同仪器测得同一相对分子质量的峰高存在差异。在270.1和272.1处发现与已知信号分子相对分子质量大小相似的峰，结果显示，菌株T3’120可以产生3-O-C10-HSL和3-OH-C10-HSL两种信号分子，且3-OH-C10-HSL的浓度较高。厦门岛副球菌T3’131可产生3-O-C8-HSL和C10-HSL两种信号分子，且C10-HSL的浓度较高(见图 1B)。奥努巴副球菌YL619可产生C10-HSL和3-O-C10-HSL两种信号分子，且3-O-C10-HSL的浓度较高(见图 1C)。海滩沉积物副球菌YL403可产生C8-HSL、C10-HSL和3-OH-C10-HSL三种信号分子，且3-OH-C10-HSL的浓度较高(见图 1D)。
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( A. 厦门岛副球菌T3’120信号分子图谱；B. 厦门岛副球菌T3’131信号分子图谱；C. 奥努巴副球菌YL619信号分子图谱；D. 海滩沉积物副球菌YL403信号分子图谱。A. GC-MS chromatogram of P. amoyensis T3'120; B. GC-MS chromatogram of P. amoyensis T3'131; C. GC-MS chromatogram of P. onubensis YL619; D. GC-MS chromatogram of P. sediminilitoris YL403. ) 图 1 QS菌株的GC-MS色谱图 Fig. 1 GC-MS chromatogram of QS strains |
本研究通过对NCBI数据库中获得的78种副球菌属细菌的全基因组进行本地Blast序列比对，探究其QS活性的潜力(见附表 1)。结果发现，有77种副球菌属细菌具有潜在的AHL合成酶编码基因，只有Paracoccus methylarcula不具有AHL合成酶编码基因，但具有AHL受体编码基因。其中，71种副球菌属细菌中含AHL合成酶的编码基因为cciI(最相似蛋白序列NCBI编号为WP_043868472.1)，3种为rhlI(最相似蛋白序列NCBI编号为WP_020952761.1)，2种为bjaI(最相似蛋白序列NCBI编号为WP_055459978.1)，食烷烃副球菌(Paracoccus alkanivorans)中的为cinI(最相似蛋白序列NCBI编号为WP_011426160.1)。
将这78株副球菌属细菌的全基因组与AHL受体编码基因数据库进行本地Blast比对，结果发现，只有食烷烃副球菌不具有AHL受体编码基因，但具有AHL合成酶编码基因，其余77种的副球菌属细菌均具有AHL受体编码基因(见附表 1)。其中，76种副球菌属细菌中的AHL受体蛋白编码基因为sdiA(最相似蛋白序列NCBI编号为WP_020951855.1)，奥努巴副球菌中的AHL受体编码基因为bjaR(最相似蛋白序列NCBI编号为ALA19764.1)。
2.6 78株全测序副球菌属细菌的QQ酶编码基因的预测本研究进一步对这78种副球菌属细菌基因组中AHL类的QQ酶进行预测。结果显示，只有8株副球菌属细菌具有QQ酶编码基因，分别为蚱蜢副球菌(Paracoccus acridae)、橙色副球菌(Paracoccus aurantiacus)、Paracoccus gahaiensis、海副球菌(Paracoccus marinus)、奥努巴副球菌、Paracoccus ravus、猪圈副球菌(Paracoccus suum)和多能副球菌(见表 5)。
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表 5 78株副球菌属细菌的QQ酶编码基因的预测 Table 5 Prediction of QQ enzyme coding genes in 78 Paracoccus species |
通过结晶紫染色法对具QS活性的副球菌属细菌进行生物被膜产量检测，结果发现，厦门岛副球菌T3’119、T3’120、T3’131，马氏副球菌HRA346，奥努巴副球菌YL619和海滩沉积物副球菌YL403具有生物被膜产生能力(见图 2)。
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( 差异显著性分析采用t检验：: p < 0.05; : p < 0.01。T-test is used to analyze the significance of differences: : p < 0.05; : p < 0.01. ) 图 2 副球菌属细菌具QS活性的菌株生物被膜产生情况 Fig. 2 Biofilm production of QS strains belonging to Paracoccus |
通过荧光底物法对7株具QS活性的副球菌属菌株进行胞外水解酶活性检测，结果表明，厦门岛副球菌T3’119、T3’120和T3’131，以及奥努巴副球菌YL619均具有磷酸酶活性，且其中，奥努巴副球菌YL619还具有α-葡萄糖苷酶和β-葡萄糖苷酶活性。此外，这7株副球菌属细菌均不具有几丁质酶活性(见表 6)。
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表 6 QS菌株的胞外水解酶活性 Table 6 Extracellular enzyme activities of QS strains |
通过碘量法对5株副球菌属细菌的硫代硫酸盐氧化活性进行检测，将副球菌属细菌置于添加10 mmol/L硫代硫酸钠的寡营养MMT培养基中培养24 h后，只有厦门岛副球菌T3’131培养基中的硫代硫酸盐浓度明显下降，表明其具有硫代硫酸盐氧化活性(见图 3A)。对7株具有QS活性的副球菌属菌株进行DMSP降解活性的检测，结果发现奥努巴副球菌YL619具有DMSP降解活性(见图 3B)。这7株副球菌属菌株均未检测到具有合成DMSP的活性。
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( A. 具有QS活性的副球菌属细菌的硫氧化活性；B. 具QS活性的副球菌属细菌的DMSP降解活性。差异显著性分析采用t检验：: p < 0.001。A. Utilization of thiosulfate in QS-active Paracoccus species; B. Capacity of DMSP degradation in QS-active Paracoccus species. T-test is used to analyze the significance of differences: : p < 0.001. ) 图 3 具QS活性副球菌属细菌的硫氧化及DMSP降解能力检测 Fig. 3 Utilization of thiosulfate and the capacity of DMSP degradation in QS-active Paracoccus species |
选取3株具QS活性的副球菌属细菌，即厦门岛副球菌T3’120、T3’131和奥努巴副球菌YL619，添加AHL类信号分子并测定其生长曲线(见图 4—6)。
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图 4 不同C10-HSL浓度对厦门岛副球菌T3’120生长的影响 Fig. 4 Influence of different C10-HSL concentrations on the growth of P. amoyensis T3'120 |
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图 5 不同C10-HSL浓度对厦门岛副球菌T3’131生长的影响 Fig. 5 Influence of different C10-HSL concentrations on the growth of P. amoyensis T3'131 |
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图 6 不同C10-HSL浓度对奥努巴副球菌YL619生长的影响 Fig. 6 Influence of different C10-HSL concentrations on the growth of P. onubensis YL619 |
如图 4所示，厦门岛副球菌T3’120在添加低浓度(5 μmol/L) C10-HSL时，生长不受影响；C10-HSL的浓度为40~60 μmol/L时，会抑制厦门岛副球菌T3’120的生长，并且当厦门岛副球菌T3’120的生长进入稳定期后，细胞数目明显减少，且经确认并非由DMSO对细胞的毒性作用导致。当C10-HSL浓度达到100 μmol/L时，与对照(添加灭菌水或DMSO)相比，添加C10-HSL信号分子会导致厦门岛副球菌T3’120的对数生长期延长。添加灭菌水或DMSO的厦门岛副球菌T3’120约24 h达到稳定期，而添加C10-HSL的厦门岛副球菌T3’120约64 h才达到稳定期，但不影响稳定期的细胞数量。由此可知，低浓度C10-HSL(≤20 μmol/L)对菌株T3’120的生长无影响，中浓度C10-HSL(40~60 μmol/L)使菌株T3’120的生长进入稳定期的细胞数目减少，高浓度C10-HSL(80~100 μmol/L)使菌株T3’120的对数生长期延长。
如图 5所示，当添加的C10-HSL浓度在5~20 μmol/L时，厦门岛副球菌T3’131的生长不受影响；当添加的C10-HSL浓度在40~100 μmol/L时，不会延长厦门岛副球菌T3’131到达稳定期的时间，但会使细菌进入稳定期后的细胞数减少。由此可知，低浓度C10-HSL(5~20 μmol/L)对菌株T3’131的生长无影响，中浓度和高浓度C10-HSL(40~100 μmol/L)会使菌株T3’131的生长进入稳定期的细胞数目减少。
如图 6所示，添加C10-HSL对于奥努巴副球菌YL619的生长影响较小，未发现高浓度的C10-HSL对其生长有抑制作用。由此可知，外源AHL的添加对菌株的生长并无影响。
3 讨论 3.1 冲绳海槽热液区和南海冷泉区具QS和QQ活性的副球菌属细菌冲绳海槽热液区和南海冷泉区都是典型的深海化能自养生态系统，其中热液活动主要涉及硫和金属元素(Fe、Zn和Cu等)的循环[48]，而冷泉活动则主要涉及碳和硫元素循环[8]。以往研究[35]发现，冲绳海槽热液区北部与南部沉积物中的可培养细菌群落结构存在显著差异。北部沉积物的可培养细菌以厚壁菌门(Firmicutes)为主，芽孢杆菌属(Fictibacillus)为优势菌属；南部沉积物的可培养细菌以γ-变形菌纲为主，优势属为食烷菌属(Alcanivorax)[35]。相比之下，F冷泉区的可培养细菌以变形菌门为主，盐单胞菌属(Halomonas)、食烷菌属和交替单胞菌属(Alteromonas)为优势属[37]。通过对冲绳海槽热液区不同站位的16S rRNA基因扩增子及宏基因组测序分析发现，副球菌属细菌在非可培养菌株中的占比介于0.03%~0.34%。然而，可培养菌株的分离结果表明，副球菌属在冲绳海槽热液区可培养细菌中占据优势地位。本研究从冲绳海槽热液区和南海冷泉区共分离获得8种副球菌属细菌，其中厦门岛副球菌、马氏副球菌、海洋副球菌和Paracoccus rhizosphaerae仅在冲绳海槽热液区分离获得，而Paracoccus indicus、奥努巴副球菌和海滩沉积物副球菌仅在南海冷泉区分离获得。只有人型副球菌(Paracoccus homiensis)在冲绳海槽热液区和南海冷泉区均有分离获得，因此推测其可能具有更广泛的环境适应性。
冲绳海槽热液区和南海冷泉区具有特殊的生境，蕴含丰富的微生物群落，存在基于细菌细胞密度的微生物交流机制，即QS和QQ。QS和QQ能够调控细菌的生理代谢过程，对细菌适应环境至关重要。目前，已发现多种副球菌属细菌具有QS活性。例如，Doberva等[49]通过环境宏基因组分析发现，AHL合成酶的基因序列大多来源于α-变形菌纲，其中19个酶属于红细菌科。在副球菌属细菌中，多个种已被报道具有QS活性。例如，Jatt等[47]在海雪中分离得到一株产类胡萝卜素副球菌能够产生3-O-C6-HSL，而Schaefer等[50]分离得到一株脱氮副球菌能够产生C16-HSL。Saurav等[26]在海绵中分离得到一株副球菌Paracoccus sp. Ss63能够产生12种信号分子(C10-HSL、3-OH-C10-HSL、C12-HSL、3-OH-C12-HSL、C14-HSL、3-OH-C14-HSL、C16-HSL、3-O-C16-HSL、3-OH-C16-HSL、C18-HSL、3-O-C18-HSL和3-OH-C18-HSL)。何昌飞[51]在北戴河滨海湿地芦苇碱蓬环境中分离得到22株不同的QS细菌，其中属于α-变形菌纲的QS细菌有20株，有一株嗜丝氨酸副球菌(Paracoccus seriniphilus)能够产生C8-HSL和3-O-C8-HSL。在与副球菌亲缘关系较近的红细菌属(Rhodobacter, 同属于红细菌科)中发现了AHL内酯酶、酰化酶和氧化还原酶等多种QQ酶活性，并在Rhodococcus sp. BH4中鉴定到存在2种AHL内酯酶[52]。Hyun-Suk Oh等[53]发现，红细菌属的典型菌株庆生红球菌(Rhodococcus qingshengii)能够有效降解AHLs。
目前研究已在嗜氨副球菌、食氨副球菌、硫氰酸副球菌、多能副球菌、伊氏副球菌、产类胡萝卜素副球菌、嗜丝氨酸副球菌和脱氮副球菌中检测到QS活性，而本研究发现，厦门岛副球菌、马氏副球菌、海洋副球菌、奥努巴副球菌和海滩沉积物副球菌具有QS活性，此前研究中并未发现有关于这5种副球菌属细菌具有QS活性的报道。除此之外，本研究还发现，在不同环境分离出的副球菌属细菌能够产生不同种类的信号分子，且多数副球菌属细菌能够产生一种以上的信号分子，不同信号分子的浓度也存在差异。推测其原因可能是副球菌属不同种细菌中存在的QS系统不同，具有不同的AHL合成酶和AHL受体编码基因。
3.2 QS系统对细菌生理代谢特征的调控QS可能对细菌的生长产生影响。Bello等[54]发现，铜绿假单胞菌(Pseudomonas aeruginosa)在不同培养基中可产生6.3~10 nmol/L的3-oxo-C12-AHL，约0.03 μmol/L的C4-HSL和0.03 μmol/L的C6-HSL。Leinberger等[55]发现，抗逆玫瑰变色菌(Roseovarius tolerans)EL-164产生的C14-AHL浓度为56.6~189.7 μmol/L，与假单胞菌(124 ~1.5 mmol/L)、液化沙雷氏菌(Serratia liquefaciens，0.1~10 μmol/L)、洋葱伯克霍尔德氏菌(Burkholderia cepacia，1.7 μmol/L)、波罗的海希瓦氏菌(Shewanella baltica，10~80 μmol/L)相比发现，抗逆玫瑰变色菌EL-164产生的AHL浓度较高。本研究通过添加0~100 μmol/L的C10-HSL探究副球菌属细菌的生长情况发现，不同浓度的AHL对副球菌属细菌的生长影响不同。
QS系统对菌株的多种生理代谢过程具有调控作用，如生物被膜形成[56]和胞外水解酶活性[57]。本研究中通过在副球菌属细菌生长到指数期时进行生物被膜产量检测发现，多株具QS活性的副球菌属细菌能够在24 h内产生生物被膜。研究发现，QS系统能调控细菌生物被膜的形成。Qian等[58]通过添加0~50 μmol/L的C6-HSL或C8-HSL来检测铜绿假单胞菌生物被膜的形成，当添加25 μmol/L的C6-HSL或C8-HSL时，铜绿假单胞菌的生物被膜产量最高。Morinaga等[59]发现，长链AHL不仅会抑制脱氮副球菌生物被膜的形成，还会影响细胞的聚集，并发现不同链长的AHL的作用阈值不同，C12-HSL、C14-HSL、C16-HSL和C18-HSL的阈值分别为100~200、3~4、10~20和40~50 nmol/L，其中C16-HSL的反应阈值最低，这说明脱氮副球菌对自身能产生的信号分子C16-HSL的反应更灵敏。脱氮副球菌是研究反硝化和聚羟基脂肪酸酯生产的模式生物，有研究发现C6-HSL会影响脱氮副球菌的反硝化作用[51]。当不同种类的信号分子同时存在时，会发生拮抗作用，例如在C8-HSL和C10-HSL均存在的情况下，需要更多的C16-HSL来抑制细胞的聚集[60]。Yin等[43]发现，添加QQ酶MomL干扰QS通路会使太平洋海环室菌(Stakelama pacifica)的β-葡萄糖苷酶活性、氨基肽酶活性和磷酸酶活性均降低。Su等[45]发现，添加3-O-C8-HSL可以提高运动鲁杰氏菌(Ruegeria mobilis)半乳糖苷酶活性和β-木糖苷酶活性，但是β-葡萄糖苷酶活性和甘露糖苷酶活性均降低。由此可知，QS可调控细菌的多种生理代谢活性。未来可通过添加不同浓度的AHL类信号分子或QQ酶对副球菌属细菌进行培养，以研究QS对该属菌株的生长、生物被膜产量和胞外水解酶活性等其他代谢活性的调控作用。
4 结语本研究对冲绳海槽热液区和南海冷泉区分离的副球菌属细菌进行QS和QQ活性检测，同时检测了具QS活性的副球菌属细菌的生物被膜、胞外水解酶、硫氧化活性和DMSP降解/合成活性等生理代谢特征，并通过添加QS信号分子对典型菌株进行培养，探究QS对菌株生长的影响。研究结果揭示了冲绳海槽热液区和南海冷泉区具QS和QQ活性副球菌属细菌的多样性及其代谢特征，为深入探究QS和QQ作用调控微生物在深海化能生态系统中的适应机制奠定了基础。
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表 附表 1 78株副球菌属细菌的AHL合成酶及受体编码基因的预测 Table 附表 1 Prediction of AHL synthase and AHL sensor coding genes in 78 Paracoccus species |
| [1] |
吴能友, 孙治雷, 卢建国, 等. 冲绳海槽海底冷泉-热液系统相互作用[J]. 海洋地质与第四纪地质, 2019, 39(5): 23-35. Wu N Y, Sun Z L, Lu J G, et al. Interaction between seafloor cold seeps and adjacent hydrothermal activities in the Okinawa Trough[J]. Marine Geology and Quaternary Geology, 2019, 39(5): 23-35. (  0) |
| [2] |
Wang Y, Zeng Z. The mineral and geochemical features of sulfides in the jade hydrothermal field of the Okinawa Trough in off-shore China[J]. Journal of Marine Science and Engineering, 2023, 11(9): 1772. DOI:10.3390/jmse11091772 ( 0) |
| [3] |
Chen X, Wang Y, Hou Q, et al. Significant correlations between heavy metals and prokaryotes in the Okinawa Trough hydrothermal sediments[J]. Journal of Hazardous Materials, 2024, 479: 135957. ( 0) |
| [4] |
Achberger A M, Jones R, Jamieson J, et al. Inactive hydrothermal vent microbial communities are important contributors to deep ocean primary productivity[J]. Nature Microbiology, 2024, 9(3): 657-668. DOI:10.1038/s41564-024-01599-9 ( 0) |
| [5] |
Zhang J, Sun Q L, Zeng Z G, et al. Microbial diversity in the deep-sea sediments of Iheya North and Iheya Ridge, Okinawa Trough[J]. Microbiological Research, 2015, 177: 43-52. DOI:10.1016/j.micres.2015.05.006 ( 0) |
| [6] |
Wang L, Yu M, Liu Y, et al. Comparative analyses of the bacterial community of hydrothermal deposits and seafloor sediments across Okinawa Trough[J]. Journal of Marine Systems, 2018, 180: 162-172. DOI:10.1016/j.jmarsys.2016.11.012 ( 0) |
| [7] |
Jiang Q, Jing H, Liu H, et al. Biogeographic distributions of microbial communities associated with anaerobic methane oxidation in the surface sediments of deep-sea cold seeps in the South China Sea[J]. Frontiers in Microbiology, 2022, 13: 1060206. DOI:10.3389/fmicb.2022.1060206 ( 0) |
| [8] |
Chen Y, Dong X, Sun Z, et al. Potential coupling of microbial methane, nitrogen, and sulphur cycling in the Okinawa Trough cold seep sediments[J]. Microbiology Spectrum, 2024, 12(6): e03490-23. ( 0) |
| [9] |
Chen Y, Dai T, Li N, et al. Environmental heterogeneity shapes the C and S cycling-associated microbial community in Haima's cold seeps[J]. Frontiers in Microbiology, 2023, 14: 1199853. DOI:10.3389/fmicb.2023.1199853 ( 0) |
| [10] |
孙瑜, 牛明杨, 刘俏, 等. 南海Formosa冷泉区沉积物微生物多样性与分布规律研究[J]. 微生物学报, 2022, 62(6): 2001-2020. Sun Y, Niu M Y, Liu Q, et al. Diversity and distribution of microorganisms in the sediment of Formosa cold seep in South China Sea[J]. Acta Microbiologica Sinica, 2022, 62(6): 2001-2020. ( 0) |
| [11] |
Wang B, Du Z, Luan Z, et al. Seabed features associated with cold seep activity at the Formosa Ridge, South China Sea: Integrated application of high-resolution acoustic data and photomosaic images[J]. Deep Sea Research Part Ⅰ: Oceanographic Research Papers, 2021, 177: 103622. DOI:10.1016/j.dsr.2021.103622 ( 0) |
| [12] |
Sun Q L, Zhang J, Wang M X, et al. High-throughput sequencing reveals a potentially novel sulfurovum species dominating the microbial communities of the seawater-sediment interface of a deep-sea cold seep in south China sea[J]. Microorganisms, 2020, 8(5): 687. DOI:10.3390/microorganisms8050687 ( 0) |
| [13] |
Zhai X, Shi X, Cheng H, et al. Horizontal and vertical heterogeneity of sediment microbial community in Site F cold seep, the South China Sea[J]. Frontiers in Marine Science, 2022, 9: 957762. DOI:10.3389/fmars.2022.957762 ( 0) |
| [14] |
Li W L, Dong X, Lu R, et al. Microbial ecology of sulfur cycling near the sulfate-methane transition of deep-sea cold seep sediments[J]. Environmental Microbiology, 2021, 23(11): 6844-6858. DOI:10.1111/1462-2920.15796 ( 0) |
| [15] |
刘莉君. 典型深海海域可培养细菌多样性及三株海洋新菌的分类鉴定[D]. 青岛: 中国海洋大学, 2020. Liu L J. The Diversity of Cultivable Bacteria in Typical Deep Seas and the Identification of Three Novel Marine Bacteria[D]. Qingdao: Ocean University of China, 2020. ( 0) |
| [16] |
He Y, Lin D, Chen B, et al. Paracoccus albicereus sp. nov., isolated from the shallow-sea hydrothermal system off Kueishantao Island[J]. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2023, 73(8): 005998. ( 0) |
| [17] |
Lyu L, Lai Q, Li J, et al. Paracoccus amoyensis sp. nov., isolated from the surface seawater along the coast of Xiamen Island, China[J]. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2021, 71(3): 004685. ( 0) |
| [18] |
Cui X, Liu Y, Xu Y, et al. Paracoccus everestensis sp. nov., a novel bacterium with great antioxidant capacity isolated from the north slope of Mount Everest[J]. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2022, 72(9): 005562. ( 0) |
| [19] |
Meng X L, Ming H, Huang J R, et al. Paracoccus halotolerans sp. nov., isolated from a salt lake[J]. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2019, 69(2): 523-528. DOI:10.1099/ijsem.0.003190 ( 0) |
| [20] |
Friedrich C G, Quentmeier A, Bardischewsky F, et al. Novel genes coding for lithotrophic sulfur oxidation of Paracoccus pantotrophus GB17[J]. Journal of Bacteriology, 2000, 182(17): 4677-4687. DOI:10.1128/JB.182.17.4677-4687.2000 ( 0) |
| [21] |
Ding W, Wang S, Qin P, et al. Anaerobic thiosulfate oxidation by the Roseobacter group is prevalent in marine biofilms[J]. Nature Communications, 2023, 14(1): 2033. DOI:10.1038/s41467-023-37759-4 ( 0) |
| [22] |
Albina P, Durban N, Bertron A, et al. Adaptation of neutrophilic Paracoccus denitrificans to denitrification at highly alkaline pH[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2020, 27(17): 22112-22119. DOI:10.1007/s11356-020-08360-9 ( 0) |
| [23] |
Huan C, Lyu Q, Wang Z, et al. Conversion behavior of heterotrophic nitrification-aerobic denitrification bacterium Paracoccus denitrificans HY-1 in nitrogen and phosphorus removal[J]. Journal of Water Process Engineering, 2024, 62: 105347. DOI:10.1016/j.jwpe.2024.105347 ( 0) |
| [24] |
Fuqua W C, Winans S C, Greenberg E P. Quorum sensing in bacteria: The LuxR-LuxI family of cell density-responsive transcriptional regulators[J]. Journal of Bacteriology, 1994, 176(2): 269-275. DOI:10.1128/jb.176.2.269-275.1994 ( 0) |
| [25] |
Waters C M, Bassler B L. Quorum sensing: Cell-to-cell communication in bacteria[J]. Annual Review of Cell and Developmental Biology, 2006, 22(1): 319-346. ( 0) |
| [26] |
Saurav K, Burgsdorf I, Teta R, et al. Isolation of marine Paracoccus sp. Ss63 from the Sponge Sarcotragus sp. and characterization of its quorum-sensing chemical-signaling molecules by LC-MS/MS analysis[J]. Israel Journal of Chemistry, 2016, 56(5): 330-340. DOI:10.1002/ijch.201600003 ( 0) |
| [27] |
Morinaga K, Nagakubo T, Nomura N, et al. Involvement of membrane vesicles in long-chain-AHL delivery in Paracoccus species[J]. Environmental Microbiology Reports, 2020, 12(3): 355-360. DOI:10.1111/1758-2229.12843 ( 0) |
| [28] |
Dong Y H, Wang L H, Xu J L, et al. Quenching quorum-sensing-dependent bacterial infection by an N-acyl homoserine lactonase[J]. Nature, 2001, 411(6839): 813-817. DOI:10.1038/35081101 ( 0) |
| [29] |
Dong Y H, Xu J L, Li X Z, et al. AiiA, an enzyme that inactivates the acylhomoserine lactone quorum-sensing signal and attenuates the virulence of Erwinia carotovora[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2000, 97(7): 3526-3531. DOI:10.1073/pnas.97.7.3526 ( 0) |
| [30] |
Hentzer M, Wu H, Andersen J B, et al. Attenuation of Pseudomonas aeruginosa virulence by quorum sensing inhibitors[J]. European Molecular Biology Organization Journal, 2003, 22(15): 3803-3815. ( 0) |
| [31] |
LaSarre B, Federle M J. Exploiting quorum sensing to confuse bacterial pathogens[J]. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2013, 77(1): 73-111. DOI:10.1128/MMBR.00046-12 ( 0) |
| [32] |
Rasmussen T, Givskov M. Quorum sensing inhibitors: A bargain of effects[J]. Microbiology, 2026, 152(4): 895-904. ( 0) |
| [33] |
Chu Y Y, Nega M, Wölfle M, et al. A new class of quorum quenching molecules from Staphylococcus species affects communication and growth of gram-negative bacteria[J]. Public Library of Science Pathogens, 2013, 9(9): e1003654.. ( 0) |
| [34] |
Ayyappan S V, Bhaskaran K. Extracellular lactonase-mediated quorum quenching by a novel Bacillus velezensis[J]. Federation of European Microbiological Societies Microbiology Reviews, 2022, 369(1): fnac095. DOI:10.1093/femsle/fnac095 ( 0) |
| [35] |
刘燕. 冲绳海槽可培养细菌多样性及4株海洋新菌的分类鉴定[D]. 青岛: 中国海洋大学, 2016. Liu Y. Diversity Ofcultivable Bacteria in the Okinawa Trough and Taxonomic Analysis of Four Novel Bacteria[D]. Qingdao: Ocean University of China, 2016. ( 0) |
| [36] |
程景广. 冲绳海槽等深海环境可培养细菌多样性及2株硫氧化菌的基因组学分析[D]. 青岛: 中国海洋大学, 2017. Cheng J G. Diversity of Culturable Bacteria from Deep-Sea Environments Such as Okinawa Trough and Studies on Genomes of Two Sulfur-Oxidizing Bacteria[D]. Qingdao: Ocean University of China, 2017. ( 0) |
| [37] |
岳丽, 李娟娟, 翟欣奕, 等. 南海台湾冷泉区可培养细菌的多样性研究[J]. 中国海洋大学学报(自然科学版), 2025, 55(2): 175-184. Yue L, Li J J, Zhai X Y, et al. The diversity of culturable bacteria Taiwan cold seep in the South China Sea[J]. Periodical of Ocean University of China, 2025, 55(2): 175-184. DOI:10.16441/j.cnki.hdxb.20240075 ( 0) |
| [38] |
杜瑞, 于敏, 程景广, 等. 冲绳海槽热液区可培养硫氧化细菌多样性及其硫氧化特性[J]. 微生物学报, 2019, 59(6): 1036-1049. Du R, Yu M, Cheng J G, et al. Diversity and sulfur oxidation characteristics of cultivable sulfur oxidizing bacteria in hydrothermal fields of Okinawa Trough[J]. Acta Microbiologica Sinica, 2019, 59(6): 1036-1049. ( 0) |
| [39] |
高笛. 冲绳海槽热液区具群体感应与淬灭活性菌株的多样性及嗜热氢弧菌的比较基因组学研究[D]. 青岛: 中国海洋大学, 2022. Gao D. Diversity of Bacteria with Quorum Sensing and Quorum Quenching Activities in Hydrothermal Fields of Okinawa Trough and Comparative Genomic Analysis of Hydrogenovibrio thermophilus[D]. Qingdao: Ocean University of China, 2022. ( 0) |
| [40] |
Moore E, Arnscheidt A, Ger K. Simplified protocols for the preparation of genomic DNA from bacterial cultures[M]//Akkermans A D L, Elsas J D, Bruijn F J. Molecular Microbial Ecology Manual. Norwell, Massachusetts: Kluwer Academic Publishers, 2004: 3-18.
( 0) |
| [41] |
Weisburg W G, Barns S M, Pelletier D A, et al. 16S ribosomal DNA amplification for phylogenetic study[J]. Journal of Bacteriology, 1991, 173(2): 697-703. DOI:10.1128/jb.173.2.697-703.1991 ( 0) |
| [42] |
Chu W, Vattem D A, Maitin V, et al. Bioassays of quorum sensing compounds using Agrobacterium tumefaciens and Chromobacterium violaceum[J]. Quorum Sensing: Methods and Protocols, 2011, 692: 3-19. ( 0) |
| [43] |
Yin F, Gao D, Yue L, et al. Diversity of bacteria with quorum sensing and quenching activities from hydrothermal vents in the Okinawa Trough[J]. Microorganisms, 2023, 11(3): 748. ( 0) |
| [44] |
毛颖津, 高贝乐. 比较基因组学分析弧菌属群体感应通路的分布与进化[J]. 热带海洋学报, 2022, 41(1): 28-41. Mao Y J, Gao B L. Comparative genomic analysis of the distribution and evolution of quorum sensing pathways in the Vibrio genus[J]. Journal of Tropical Oceanography, 2022, 41(1): 28-41. ( 0) |
| [45] |
Su Y, Tang K, Liu J, et al. Quorum sensing system of Ruegeria mobilis Rm01 controls lipase and biofilm formation[J]. Frontiers in Microbiology, 2019, 9: 3304. ( 0) |
| [46] |
Du R, Gao D, Wang Y, et al. Heterotrophic sulfur oxidation of Halomonas titanicae SOB56 and its habitat adaptation to the hydrothermal environment[J]. Frontiers in Microbiology, 2022, 13: 888833. ( 0) |
| [47] |
Jatt A N, Tang K, Liu J, et al. Quorum sensing in marine snow and its possible influence on production of extracellular hydrolytic enzymes in marine snow bacterium Pantoea ananatis B9[J]. Federation of European Microbiological Societies Microbiology Reviews, 2015, 91(2): 1-13. ( 0) |
| [48] |
Qiu Z, Fan W, Han X, et al. Distribution, speciation and mobility of metals in sediments of the Tianxiu hydrothermal field, Carlsberg Ridge, Northwest Indian Ocean[J]. Journal of Marine Systems, 2023, 237: 103826. ( 0) |
| [49] |
Doberva M, Sanchez-Ferandin S, Toulza E, et al. Diversity of quorum sensing autoinducer synthases in the global ocean sampling metagenomic database[J]. Aquatic Microbial Ecology, 2015, 74(2): 107-119. ( 0) |
| [50] |
Schaefer A L, Taylor T A, Beatty J T, et al. Long-chain acyl-homoserine lactone quorum-sensing regulation of Rhodobacter capsulatus gene transfer agent production[J]. Journal of Bacteriology, 2002, 184(23): 6515-6521. ( 0) |
| [51] |
何昌飞. 北戴河滨海湿地细菌多样性及其芦苇碱蓬根系群体感应细菌研究[D]. 青岛: 自然资源部第一海洋研究所, 2019. He C F. Diversity and Community Structure of Soil Bacteria and Distribution and Function of QS Bacteria of Root Envitonment in Beidaihe Coastal Wetland[D]. Qingdao: First Institute of Oceanography, 2019. ( 0) |
| [52] |
Ryu D H, Lee S W, Mikolaityte V, et al. Identification of a second type of AHL-lactonase from Rhodococcus sp. BH4, belonging to the α/β hydrolase superfamily[J]. Journal of Microbiology and Biotechnology, 2020, 30(6): 937-945. ( 0) |
| [53] |
Oh H S, Yeon K M, Yang C S, et al. Control of membrane biofouling in MBR for wastewater treatment by quorum quenching bacteria encapsulated in microporous membrane[J]. Environmental Science and Technology, 2012, 46(9): 4877-4884. ( 0) |
| [54] |
Dal Bello F, Zorzi M, Aigotti R, et al. Targeted and untargeted quantification of quorum sensing signalling molecules in bacterial cultures and biological samples via HPLC-TQ MS techniques[J]. Analytical and Bioanalytical Chemistry, 2021, 413(3): 853-864. ( 0) |
| [55] |
Leinberger J, Koteska D, Boldt J, et al. Chemical quantification of N-acyl alanine methyl ester (NAME) production and impact on temporal gene expression patterns in Roseovarius tolerans EL-164[J]. BMC Microbiology, 2024, 24(1): 489. ( 0) |
| [56] |
Lami R, Urios L, Molmeret M, et al. Quorum sensing in biofilms: A key mechanism to target in ecotoxicological studies[J]. Critical Reviews in Microbiology, 2023, 49(6): 1-19. ( 0) |
| [57] |
Hmelo L R, Mincer T J, Van Mooy B A S. Possible influence of bacterial quorum sensing on the hydrolysis of sinking particulate organic carbon in marine environments[J]. Environmental Microbiology Reports, 2011, 3(6): 682-688. ( 0) |
| [58] |
Feng Q, Luo L, Chen X, et al. Facilitating biofilm formation of Pseudomonas aeruginosa via exogenous N-acy-L-homoserine lactones stimulation: Regulation on the bacterial motility, adhesive ability and metabolic activity[J]. Bioresource Technology, 2021, 341: 125727. ( 0) |
| [59] |
Morinaga K, Yamamoto T, Nomura N, et al. Paracoccus denitrificans can utilize various long-chain N-acyl homoserine lactones and sequester them in membrane vesicles[J]. Environmental Microbiology Reports, 2018, 10(6): 651-654. ( 0) |
| [60] |
Morinaga K, Yoshida K, Takahashi K, et al. Peculiarities of biofilm formation by Paracoccus denitrificans[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2020, 104(6): 2427-2433. ( 0) |
2. Laboratory for Marine Ecology and Environmental Science, Qingdao National Laboratory for Marine Science and Technology, Qingdao 266237, China;
3. Key Laboratory of Evolution & Marine Biodiversity, Ministry of Education, Ocean University of China, Qingdao 266003, China