2. 中山大学公共卫生学院
蚊传疾病是一类通过携带病毒的蚊子的叮咬传播的急性传染病,其中以登革热、流行性乙型脑炎(以下简称为“乙脑”)、疟疾、黄热、基孔肯雅和西尼罗为代表的蚊传疾病给人类公共卫生安全造成了极大的威胁[1]。随着全球经济进程的加快、旅游和贸易的快速发展、生态环境的不断改变,气候变暖等因素为蚊传疾病的扩大流行或重新暴发创造了条件[2, 3]。鉴于蚊传疾病日益严重的威胁,世界卫生组织在2014年世界卫生日上提出“小小叮咬危害大”的口号,提醒人们蚊传疾病对于人类公共卫生安全的潜在威胁不可忽视。本研究将从血清学角度,综述蚊传疾病的检测方法。
1 蚊传疾病的概况据世界卫生组织估计,每年世界上可能有5 000万至1亿登革热感染病例[4]。20万人感染黄热病,3万人因此失去生命,其中90%发生在非洲[5]。中国目前没有报道西尼罗病例,但中国与疫情国家和地区交往密切,赴非洲、东南亚等虫媒疾病高流行区经商务工人员大幅增多,导致该传染病的输入性风险增加。此外,新发虫媒疾病不断出现,Li等[6]在新疆维吾尔自治区喀什地区的农村居民房和牲畜圈环境采集的蚊虫中,分离到一种中国从未发现过的蚊虫传播病毒-塔希纳病毒。蚊传疾病流行过程具备传染源、传播途径及易感人群3个基本环节。因此,针对蚊传疾病对应的策略包括控制污染源、保护易感人群、切断传播途径。其中控制污染源依赖于早发现、早控制。
2 蚊传疾病的血清学检测技术目前,蚊传疾病的实验室检测技术手段,包括病毒分离和培养、鉴定病毒的核酸及血清学分析。直接检测病毒的方法需要较高的实验室设备和实验条件和专业的技术人员,而且往往耗时较长,不适合于日常检测,尤其是流行性调查。核酸检测技术虽然具有较高的检测灵敏度,但其检测视窗较短,仅在出现症状的一周内才能检测到,然而在此阶段,往往未引起患者足够的重视。因此,血清学的相关研究已成为蚊传疾病检测的发展的一种重要方向。根据抗体标记和检测系统的不同,血清学分析方法主要有以下5种:胶体金免疫层析技术、酶联免疫技术、免疫荧光技术、中和抗体技术和生物传感器技术。
2.1 胶体金免疫层析技术胶体金免疫层析技术是以胶体金为示踪标记物,通过偶联纳米金的单克隆抗体从外周血中捕获到抗原形成复合物,在缓冲液的层析作用下移动,最后被固定在硝酸纤维膜的二抗捕获,当大量胶体金聚集时出现可视化的色带,因而用于定性或半定量的快速免疫检测[7]。杨宇等[8]利用胶体金免疫层析技术,建立快速检测西尼罗病毒抗体的方法。秦红等[9]建立的纳米金层析免疫法快速检测黄热病病毒,该方法具有快速、简便、结果直观和不需特殊仪器等优点,因此,适合于口岸卫生检疫现场和基层人员使用。虽然胶体金免疫层析技术应用广泛,但该技术具有一定的局限性,比如检测结果通过人眼判读容易存在差异,对于较高病毒血症时则容易产生假阴性的结果[10]。为了解决胶体金灵敏度低的内源性缺陷,史蕾等[11]研制出能够检测黄热病毒的超顺磁免疫层析快速检测卡,该方法采用超顺磁纳米微球取代金胶体,并由高灵敏度磁信号阅读仪测量检测线上的磁性微球所产生的局部磁场效应,相对传统免疫层析技术,其检测灵敏度提高了1个数量级。
2.2 酶联免疫技术(enzyme-linked immunosorbent assay,ELISA)ELISA是以免疫学反应为基础,将抗原、抗体的特异性反应与酶对底物的高效催化作用相结合起来的一种敏感性很高的免疫分析方法。近年来,ELISA技术发展比较迅速,已经建立了三明治法、间接法以及竞争法等多种不同模式的检测方法。为了进一步提高ELISA技术的检测灵敏度和特异性,科研工作者聚焦于高活性的抗原抗体的制备。其中黄病毒囊膜蛋白E是重要的嗜性决定因子,是病毒抗体的主要中和表位。研究发现西尼罗、乙脑和登革热的E蛋白结构域III在结构上存在细微的差异,尤其是在中和位点区域,而该区域被认为是与受体结合的区域。这一发现引起了多个研究小组对结构域III作为抗原的检测效果的研究。Alonso-Padilla J等[12]研究结果表明,利用细菌表达的重组结构域III作为抗原建立的ELISA方法可以很好的鉴别西尼罗、乙脑、登革热和墨累溪谷脑炎病毒;常娓娓等[13]采用西尼罗囊膜蛋白E结构域III基因,经大肠杆菌表达纯化出的重组蛋白作为诊断抗原,建立检测西尼罗抗体的竞争ELISA方法。韦艳等[14]采用大肠杆菌系统表达乙脑病毒NS1蛋白具有较好的免疫原性,为乙脑病毒的诊断试剂提供参考依据。考虑到抗原的来源和稳定性等问题,采用抗原多肽代替全蛋白成为新的研究思路,美国FOCUS研制一种含有西尼罗病毒2个抗原的序列多肽构成的重组抗原WNRA,并将WNRA包被于微孔板,建立了西尼罗河病毒ELISA检测试剂盒。多项目联检也是ELISA展的一个方向。Araújo等[15]采用NS1和IgM联合检测检测脑脊液样本,阳性率从50%(NS1检测)提高到了92.3%(NS1和IgM)。Gowri等[16]通过检测NS1和prM可以实现登革热的早期检测,同时可以有效区分登革热和乙脑的感染。虽然ELISA技术在过去的二十多年中普遍使用,但是该技术相对耗时。为了克服该缺点,Nunes等[17]发展一种快速的ELISA检测方法(即将抗原和酶标抗体预先混合),该方法在保持原有的检测灵敏度和特异性的基础上,降低了检测成本和检测时间。
2.3 免疫荧光实验(immunofluorescence assay,IFA)IFA是在免疫学、生物学和显微镜技术的基础上建立起来的一项技术,既有免疫学反应的特异性和敏感性,又有显微镜技术的准确性和直观性的优点。主要流程包括病毒感染细胞的标本制作和荧光抗体的染色等步骤,以登革热抗原检测为例,首先采集患者外周血液抗凝处理,分2步离心分离后取单核细胞层涂片、干燥和固定,加异硫氰酸荧光素标记的登革热病毒抗体反应,冲洗多余荧光抗体后用荧光显微镜观察单核细胞荧光,以30个视野中平均每个视野>0.5个阳性细胞为阳性。80年代初,Monath等[18]开展IFA技术应用于黄热病诊断以及评估接种17D黄热疫苗后的抗体水平的研究;Vene等[19]则在该技术的基础上,建立了登革热的诊断方法,结果与蚀斑减少中和试验方法基本一致。Niedrig等[20]利用欧蒙生物芯片公司开发的间接免疫荧光检测血清中黄热病特异的IgM和IgG,在150份接种17D黄热疫苗血清中,该方法的检测的灵敏度和特异性均达到95%。
2.4 中和抗体技术中和抗体的存在使病毒不能吸附和穿入宿主细胞,使病毒失去感染力。基于该生物学机制,建立了一种病毒特异性抗体检测方法,基本流程是在体外条件下将病毒与特异性抗体混合并发生反应,再将混合物接种至敏感的宿主体内,然后测定残存的病毒感染力。该方法具有敏感性高和特异性强的特点,能够有效的克服黄病毒血清学检测过程中的交叉反应的问题[21]。因此,中和抗体技术为世界卫生组织推荐为蚊传疾病检测的金标准[22]。Roehrig等[23]建立了基于中和抗体技术的登革热检测的标准操作流程。Thomas等[24]考察中和抗体技术对登革热感染阶段(首次感染和二次感染)的进行分析,结果表明中和抗体技术的检测结果与选择细胞种类等测试条件有很大关系。中和抗体技术的缺点是要使用活的宿主系统,病毒对宿主产生作用需要一定的时间,因此耗时较长,不能用于大规模的调查[25]。此外,由于该技术通常需要使用活病毒,必须在生物安全III级以上实验室进行操作,且需要特异性中和抗体,费时费力,不适于在普通实验室开展检测。
2.5 生物传感器技术近年来,无标记生物分子检测技术不断出现,其中尤以表面等离子共振在生命科学领域的应用进展最为令人瞩目。表面等离子共振(surface plasmon resonance,SPR)技术作为新一代的医学诊断技术具有高灵敏度和高特异性的特点。基于SPR技术,Kumbhat等[26]构建了登革热快速检测生物传感器,该传感器将牛血清白蛋白偶联的登革热病毒抗原固定于SPR芯片作为检测探针,直接实时检测血清样本的特异IgM而不需标记。Sikarwar等[27]利用SPR技术筛选出高效价的重组HRPII抗原的特异性多克隆和单克隆抗体,并建立了无标记疟疾快速检测方法。Jahanshahi等[28]同样尝试将SPR技术发展成为登革热病毒快速检测平台,该平台采用4种登革血清型灭活病毒作为探针,直接检测血清样本中的IgM,10 min内完成检测过程,检测的灵敏度达到83%~93%,特异性达到100%。考虑到无标记检测技术的检测灵敏度的局限性,科研工作者发展了多种信号放大机制,并派生出多种高灵敏度检测技术,实现痕量检测的目标。例如,Chang等[29]发展一种基于磁泳荧光的传感器,应用于快速检测血清样品中的登革热病毒,该方法在15 min内完成检测,其检测的灵敏度达到10 PFU/mL;Dias等[30]采用碳纳米管作为电极发展一种电化学免疫传感器,应用于检测登革热非结构蛋白NS1,检测灵敏度达12 ng/mL。Cavalcanti等[31]采用光盘作为电极构建检测NS1的电化学生物传感器,检测线性范围为1~100 ng/mL,检测的最低灵敏度为0.33 ng/mL。Fang等[32]介绍一种采用交错排布的微电极的免疫电化学传感器用于登革热的诊断,该设计采用了微型电极,实现便携式,适合于现场快速检测。
3 展望蚊传疾病在全世界范围内是一种重要的多发病,是世界各国面临的最重要的社会问题之一。随着全球经济一体化进程的加快,各国和地区之间的商业贸易活动日益频繁,人员流动性大,蚊传疾病在全球快速传播的风险日益严重。我国是有多种蚊传疾病流行国家,2014年广州登革热的暴发严重影响了整个广东省的社会生活及经济活动。当前和今后相当长的时期内快速诊断技术将是蚊传疾病预防与治疗的最主要手段,而要解决蚊传疾病的快速准确诊断这一重大问题必须从长远和现实两个角度入手。从长远的角度,必须加大对蚊传疾病基础研究的力度,彻底探明疾病发生与发展的原因和规律,找出从根本上预防和治疗蚊传疾病的有效途径;从现实的角度,应立足于对蚊传疾病已有的认识程度,寻求行之有效检测手段,力求尽早发现、明确诊断,从而作到对疾病及早有针对性的预防,避免播散。无论出自应用实验科研的目的,还是应用于实际临床应用的需求,都需要有先进的技术方法与工具。
| [1] | Tolle MA. Mosquito-borne diseases[J]. Current Problems in Pediatric and Adolescent Health Care, 2009, 39 (4) :97–140 . |
| [2] | 易彬樘, 张治英, 徐德忠, 等. 气候因素对登革热媒介伊蚊密度影响的研究[J]. 中国公共卫生,2003,19 (2) :129–131. |
| [3] | 邓天福, 莫建初. 全球变暖与蚊媒疾病[J]. 中国媒介生物学及控制杂志,2010,21 (2) :176–177. |
| [4] | 世界卫生组织.登革热和重症登革热[EB/OL].[2014-03-01].http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs117/zh/. |
| [5] | 世界卫生组织.黄热病[EB/OL].[2014-03-01].http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs100/zh/ . |
| [6] | Li WJ, Wang JL, Li MH, et al. Mosquitoes and mosquito-borne arboviruses in the Qinghai-Tibet Plateau-focused on the Qinghai area,China[J]. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 2010, 82 (4) :705–711 . |
| [7] | Moody A. Rapid diagnostic tests for malaria parasites[J]. Clinical Microbiology Reviews, 2002, 15 (1) :66–78 . |
| [8] | 杨宇, 谢士嘉, 王静, 等. 胶体金免疫层析快速定量检测西尼罗病毒抗体方法的建立[J]. 中国国境卫生检疫杂志,2011,34 (5) :307–310. |
| [9] | 秦红, 龚睿, 王汉华, 等. 纳米金层析免疫法快速检测黄热病病毒[J]. 武汉大学学报:医学版,2010,31 (6) :766–770. |
| [10] | Iqbal J, Siddique A, Jameel M, et al. Persistent histidine-rich protein 2,parasite lactate dehydrogenase,and panmalarial antigen reactivity after clearance of Plasmodium falciparum monoinfection[J]. J Clin Microbiol, 2004, 42 (9) :4237–4241 . |
| [11] | 史蕾, 孙大治, 顾大勇, 等. 超顺磁免疫层析技术在黄热病毒快速检测中的应用[J]. 中国卫生检验检疫杂志,2013,44 –48. |
| [12] | Alonso-padilla J, Oya NJD, Blázquez AB, et al. Evaluation of an enzyme-linked immunosorbent assay for detection of west Nile virus infection based on a recombinant envelope protein produced in Trichoplusiani larvae[J]. Journal of Virological Methods, 2010, 166 (2) :37–41 . |
| [13] | 常娓娓, 王淑娟, 吴晓东, 等. 西尼罗河病毒病竞争ELISA检测方法的初步建立及应用[J]. 中国动物检疫,2011,28 (9) :31–34. |
| [14] | 韦艳, 王晓芳. 乙型脑炎病毒NS1蛋白原核表达及其免疫原性分析[J]. 中国公共卫生,2014,30 (5) :622–624. |
| [15] | Araújo FMC, Brilhante RSN, Cavalcanti LPG, et al. Detection of the dengue non-structural 1 antigen in cerebral spinal fluid samples using a commercially available enzyme-linked immunosorbent assay[J]. Journal of Virological Methods, 2011, 177 (1) :128–131 . |
| [16] | Gowri SS, Balaji T, Venkatasubramani K, et al. Dengue NS1 and prM antibodies increase the sensitivity of acute dengue diagnosis test and differentiate from Japanese encephalitis infection[J]. J Immunol Methods, 2014, 407 :116–119 . |
| [17] | Nunes MR, Nunes NJP, Casseb SM, et al. Evaluation of an immunoglobulin M-specific capture enzyme-linked immunosorbent assay for rapid diagnosis of dengue infection[J]. Journal of Virological Methods, 2011, 171 (1) :13–20 . |
| [18] | Monath TP, Cropp CB, Muth DJ, et al. Indirect fluorescent antibody test for the diagnosis of yellow fever[J]. Trans R Soc Trop Med Hyg, 1981, 75 (2) :282–286 . |
| [19] | Vene S, Mangiafico J, Niklasson B. Indirect immunofluorescence for serological diagnosis of dengue virus infections in Swedish patients[J]. Clinical and Diagnostic Virology, 1995, 4 (1) :43–50 . |
| [20] | Niedrig M, Lademann M, Emmerich P, et al. Assessment of IgG antibodies against yellow fever virus after vaccination with 17D by different assays:neutralization test,haemagglutination inhibition test,immunofluorescence assay and ELISA[J]. Tropical Medicine and International Health:TM and IH, 1999, 4 (12) :867–871 . |
| [21] | 武果桃, 贺东昌, 樊振华, 等. 空斑减少中和试验测定血清抗乙脑病毒抗体[J]. 中国公共卫生,2002,18 (3) :314–315. |
| [22] | Russell PK, Nisalak A, Sukhavachana P, et al. A plaque reduction test for dengue virus neutralizing antibodies[J]. Journal of Immunology, 1967, 99 (2) :285–290 . |
| [23] | Roehrig JT, Hombach J, Barrett AD. Guidelines for plaque-reduction neutralization testing of human antibodies to dengue viruses[J]. Viral Immunol, 2008, 21 (2) :123–132 . |
| [24] | Thomas SJ, Nisalak A, Anderson KB, et al. Dengue plaque reduction neutralization test(PRNT)in primary and secondary dengue virus infections:how alterations in assay conditions impact performance[J]. Am J Trop Med Hyg, 2009, 81 (5) :825–833 . |
| [25] | Niedrig M, Sonnenberg K, Steinhagen K, et al. Comparison of ELISA and immunoassays for measurement of IgG and IgM antibody to West Nile virus in human sera against virus neutralisation[J]. J Virol Methods, 2007, 139 (1) :103–105 . |
| [26] | Kumbhat S, Sharma K, Gehlot R, et al. Surface plasmon resonance based immunosensor for serological diagnosis of dengue virus infection[J]. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 2010, 52 (2) :255–259 . |
| [27] | Sikarwar B, Sharma PK, Srivastava A, et al. Surface plasmon resonance characterization of monoclonal and polyclonal antibodies of malaria for biosensor applications[J]. Biosens Bioelectron, 2014, 60 :201–209 . |
| [28] | Jahanshahi P, Zalnezhad E, Sekaran SD, et al. Rapid immunoglobulin M-based dengue diagnostic test using surface plasmon resonance biosensor[J]. Scientific Reports, 2014, 4 :3851. |
| [29] | Chang WS, Shang H, Perera RM, et al. Rapid detection of dengue virus in serum using magnetic separation and fluorescence detection[J]. Analyst, 2008, 133 (2) :233–240 . |
| [30] | Dias AC, Gomes-Filho SL, Silva MM, et al. A sensor tip based on carbon nanotube-ink printed electrode for the dengue virus NS1 protein[J]. Biosens Bioelectron, 2013, 44 :216–221 . |
| [31] | Cavalcanti IT, Guedes MI, Sotomayor MD, et al. A label-free immunosensor based on recordable compact disk chip for early diagnostic of the dengue virus infection[J]. Biochemical Engineering Journal, 2012, 67 :225–230 . |
| [32] | Fang X, Tan OK, Tse MS, et al. A label-free immunosensor for diagnosis of dengue infection with simple electrical measurements[J]. Biosens Bioelectron, 2010, 25 (5) :1137–1142 . |
2015, Vol. 32


