2022, Vol. 57
2. 福建农林大学农学院, 福建 福州 350002
2. College of Agriculture, Fujian Agriculture and Forestry University, Fuzhou 350002, China
地黄(Rehmannia glutinosa L.) 为玄参科植物, 以块根入药, 为我国著名的“四大怀药”之一。地黄药材用量大、疗效确切, 在2012年版《国家基本药物目录》所列203种中成药组方中使用频率名列第二[1], 是我国中药材及中药饮片出口前十大品种之一[2]。地黄富含苯乙醇苷(phenylethanoid glycosides, PhGs) 类成分, 其具有抗氧化、免疫调节、增强记忆、神经保护、抗炎、抗肿瘤、保肝等药理活性[3]。其中含量较高的毛蕊花糖苷(acteoside) 曾作为《中国药典》 (2015版) 中地黄质量控制的指标性成分。虽然近年来关于地黄毛蕊花糖苷的生物合成途径及其关键酶基因已有较多研究[4-6], 然而, 其他苯乙醇类成分的生物合成机制目前还未见报道。苯乙醇苷类化合物是一类由苯乙醇苷元经糖苷键与糖基结合而成的苷类化合物, 因多数化合物糖上连有咖啡酰基或阿魏酰基, 又称其为苯丙素类化合物(phenylpropanoid glycosides, PPGs)。目前从地黄中分离出的苯乙醇苷成分至少有26种[7, 8], 含量较高的有毛蕊花糖苷、肉苁蓉苷A、松果菊苷、2′-乙酰毛蕊花糖苷和异毛蕊花糖苷等。解析苯乙醇苷类生物合成的途径及调控机制对于保障地黄药材质量的稳定性具有重要意义。
转录组测序是获得植物基因转录水平序列信息及表达丰度的有效手段。基于Illumina平台和BGI平台的二代测序具有高通量、检测阈值宽、重复性好等特点, 是筛选差异表达基因的理想工具, 已经广泛用于地黄生长发育、逆境胁迫和品质形成等分子机制研究[5, 9, 10]。然而, 二代测序获得的转录本片段较小, 大量转录本没有完整的开放阅读框(ORF), 获取的遗传信息量有限。基于PacBio RS Ⅱ测序平台的第三代单分子测序技术具有长读、长测序的优势, 文库构建时不再需要将转录本打断, 不经过组装直接检测转录本的完整结构, 成功地获取高可信度的剪切位点和转录本模型, 对于无参考基因组物种的转录组研究具有非常突出的优势[11-13]。然而, 地黄的全长转录组测序目前还未见报道。
本研究基于地黄全长转录组测序获得地黄的全长转录本数据库, 推导了参与6个苯乙醇苷成分生物合成的催化酶基因, 在地黄全长转录本数据库中鉴定出参与苯乙醇苷类成分合成的催化酶基因的序列, 分析了催化酶基因的表达特性及其与毛蕊花糖苷生物合成的相关性, 为揭示地黄苯乙醇苷类成分生物合成的分子机制奠定了基础。
材料与方法实验材料 转录组测序选择地黄主栽品种温85-5, 经河南农业大学王丰青副教授鉴定为Rehmannia glutinosa L.。地黄种植在河南省焦作市温县亢村(35º3′31″N, 113º7′17″E) 怀药种植基地, 4月中下旬播种, 9月20日随机选取3株长势良好的地黄植株, 分离膨大的块根、茎和叶片液氮速冻后放入-80 ℃冰箱保存备用。
RNA提取、建库和测序 混合等量的冷冻叶、茎和块根组织, 以TRIzol法提取地黄的总RNA。利用Clontech SMART cDNA第一链合成试剂盒合成全长cDNA, 利用Blue PippinTM进行片段大小筛选和PCR扩增, 将得到的cDNA加上SMRT bell接头, 构建单分子实时(SMRT) cDNA文库。测序平台为Pacific Biosiences RS Ⅱ, 测序委托华大基因科技公司进行。利用生物信息软件对全长转录本进行聚类, 得到一致性序列, 获得地黄的全长转录组数据。
功能注释 利用BLAST软件将获得的全长转录本与NR (NCBI非冗余蛋白序列数据库)、NT (NCBI非冗余核苷酸序列数据库)、COG (同源蛋白数据库)、KEGG (京都基因与基因组数据库)、Swissprot (蛋白质序列数据库) 等数据库进行比对, 获得同源基因、蛋白的注释信息。使用Blast2GO及NR的注释结果进行GO (基因功能分类数据库) 注释。利用InterProScan5进行Interpro (蛋白结构域数据库) 注释。
CDS预测 使用TransDecoder软件识别全长转录本中的候选编码区域, 首先提取最长的开放阅读框, 然后通过Blast比对SwissProt数据库和Hmmscan搜索Pfam蛋白同源序列, 从而预测编码区域。同时, 未能注释的转录本用ESTScan进行编码区预测。
基因-代谢共表达网络构建 基于课题组利用二代转录组测序获得的地黄12个组织的转录组数据[14], 获得与全长转录本一致的序列, 根据基因表达量的FPKM值, 利用DPS软件[15]与不同组织的毛蕊花糖苷含量进行Pearson相关分析。利用Cytoscape[16]软件构建催化酶基因与毛蕊花糖苷的共表达网络。分别以不同颜色的实线代表统计的相关性, 红线代表极显著正相关(P < 0.01), 黄线代表显著正相关(P < 0.05), 蓝线代表显著负相关(P < 0.05)。
基因表达谱分析 为了分析催化酶基因在地黄不同组织中的时空表达模式, 获得共表达网络中与毛蕊花糖苷含量显著相关的候选基因在幼嫩叶(L1)、展开叶(L3)、衰老叶(L5)、上部茎(S1)、中部茎(S2)、下部茎(S3)、种栽(SS)、上部块根(HTR)、中部块根(MTR)、幼嫩的花蕾(YB)、成熟的花蕾(MaY) 和完全开放的花(MF) (图 1) 中的FPKM值, 分别计算其log2值, 利用MeV 4.9.0[17]绘制表达量热图。
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Figure 1 Features of the 12 tissues of R. glutinosa. L1: Tender leaf; L3: Fully expanded leaf; L5: Old leaf; S1: Top of stem; S2: Middle piece of stem; S3: Lower stem; SS: Seed stock; HTR: Head of tuberous root; MTR: Middle of tuberous root; YB: Young flower bud; MaB: Mature flower bud; MF: Fully opened flower |
通过提取地黄根、茎、叶样品的总RNA, 构建了2个ISO-Seq文库, 利用Pacific Biosience RS Ⅱ测序平台测序2个SMRT cell (测序模块), 共获得1 053 569 121原始数据(311 633 reads), 插入的序列(ROI) 数分别为172 573条和139 060条, 平均长度分别为3 316 bp和3 461 bp, 序列质量均超过0.90。2个模块测序共获得311 633个ROI, 根据序列是否包含正确的5′端引物和3′端引物以及poly-A尾, 共获得非嵌合序列115 241条, 长度分别为1 440 bp和1 825 bp (表 1)。通过序列聚类, 进一步获得一致性序列分别为28 766条和44 426条, 其中高质量序列分别为19 764条和28 652条, 平均长度分别为2 512 bp和3 382 bp。2个模块的高质量一致性序列去冗余后获得27 773条最终转录本序列, 碱基数为66 103 978 bp, 平均长度2 380 bp, N50长度2 694 bp, 用于后续的分析。
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Table 1 Results of PacBio sequencing of R. glutinosa |
应用Blast、Blast2GO和InterProScan5软件, 把所有的转录本与NR、NT、GO、COG、KEGG、Swissprot和Interpro等数据库进行比对, 结果共有27 399个基因(98.65%) 得到注释(表 2)。地黄转录组在NR数据库中共注释得到26 552个基因, 占比95.6%, 其中与芝麻(Sesamum indicum) 比对上的序列最多, 有21 623个基因, 占比达到81.44% (图 2A)。其他比对率较高的物种分别为中粒咖啡(Coffea canephora)、林烟草(Nicotiana sylvestris) 和葡萄(Vitis vinifera) 等, 分别有597、333和315个基因(图 2A)。在GO数据库中共有8 423个基因被注释, 根据功能可分为生物进程(biological_process)、细胞组分(cellular_component) 和分子功能(molecular_ function) 3个大类(图 2B)。地黄转录组在与NR、COG、KEGG、Swissprot和Interpro 5个数据库比对之后均注释到的基因有12 893个, 分别单独注释到的基因分别有347、0、13、10和561个(图 2C)。
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Table 2 Summary of functional annotation results for R. glutinosa transcripts. Nr: NCBI non-redundant protein sequences; Nt: NCBI nucleotide sequences; KEGG: Kyoto encyclopedia of genes and gonomes; COG: Clusters of orthologous groups; GO: Gene ontology |
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Figure 2 Functional annotation of full-length transcripts of R. glutinosa. A: Species distribution of annotated transcripts in NR database; B: Classification diagram of GO annotation; C: The venn diagram between NR, COG, KEGG, Swissprot and Interpro |
为了预测基因的蛋白编码序列(CDS), 首先利用BLSAT把能够最好匹配到功能数据库的转录本作为CDS, 共预测到26 560个CDS, 平均长度为1 019 bp, GC含量为44.42% (表 3)。此外, 未能注释的转录本用ESTScan进行CDS预测, 共鉴定出676个CDS, 平均长度为3 142 bp, GC含量为44.07%。利用两种方法共鉴定出27 236个CDS, 平均长度为1 072 bp。
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Table 3 Quality metrics of predicted CDS. N50: A weighted median statistic that 50% of the total length is contained in CDS great than or equal to this value. GC/%: The percentage of G and C bases in all CDS |
毛蕊花糖苷的生物合成途径目前已经比较清楚, 分别由苯丙氨酸(L-phenylalanine) 经苯丙氨酸解氨酶(phenylalanine ammonia-lyase, PAL)、肉桂酸-4-羟化酶(cinnamate-4-hydroxylase, C4H)、香豆酸-3-羟化酶(coumarate-3-hydroxylase, C3H) 和4-香豆酸辅酶A连接酶(4-coumarate-CoA ligase, 4CL) 催化下形成的咖啡酰-CoA (caffeoyl CoA), 由酪氨酸(tyrosine) 在多酚氧化酶(polyphenol oxidase, PPO)、酪氨酸脱羧酶(tyrosine decarboxylase, TyDC)/多巴脱羧酶(DOPA decarboxylase, DODC)、铜胺氧化酶(copper-containing amine oxidase, CuAO)、乙醇脱氢酶(alcohol dehydrogenase, ALDH) 和糖苷转移酶(UDP-glucose lucosyltransferase, UGT) 形成羟基酪醇苷(hydroxytyrosol glucoside), 咖啡酰CoA和羟基酪醇苷在莽草酸-O-羟基肉桂酰转移酶(shikimate O-hydroxycinnamoyltransferase, HCT) 和UGT催化下经缩合、糖苷化形成毛蕊花糖苷(acteoside)[5]。然而, 有关其他苯乙醇苷类成分的生物合成途径仍不清楚。
本研究推测了在植物中含量比较高的苯乙醇苷类成分异毛蕊花糖苷(isoacteoside)、松果菊苷(echinacoside)、肉苁蓉苷A (cistanosides A)、肉苁蓉苷F (cistanosides F)、2′-乙酰毛蕊花糖苷(2′-acetylacteoside) 和leonoside F生物合成中参与的催化酶(图 3)。肉苁蓉苷F由咖啡酸(caffeic acid) 经UGT糖苷化而来, leonoside F则由羟基酪醇苷经UGT糖苷化和甲基化酶(O-methyltransferase, OMT) 催化生成。异毛蕊花糖苷可能由羟基酪醇苷和咖啡酰CoA经HCT缩合及糖苷化形成, 也有可能是由毛蕊花糖苷转化而来。松果菊苷是毛蕊花糖苷在UGT催化下糖苷化合成, 而肉苁蓉苷A则由松果菊苷甲基化而来。2′-乙酰毛蕊花糖苷是毛蕊花糖苷和乙酰CoA在乙酰转移酶作用下形成的, 与半乳糖苷乙酰转移酶(EC: 2.3.1.18) 最为类似, 命名为2′-乙酰毛蕊花糖苷合酶(2′-acetylacteoside synthase, AAS)。
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Figure 3 Biosynthetic pathway of phenylethanoid glycosides. PAL: Phenylalanine ammonia-lyase; C4H: Cinnamate-4-hydroxylase; C3H: Coumarate-3-hydroxylase; TyDC: Tyrosine decarboxylase; PPO: Polyphenol oxidase; CuAO: Copper-containing amine oxidase; ALDH: Alcohol dehydrogenase; UGT: UDP-glucose lucosyltransferase; 4CL: 4-Coumarate-CoA ligase; HCT: Shikimate O-hydroxycinnamoyltransferase; AAS: 2′-Acetylacteoside synthase; OMT: O-Methyltransferase |
根据转录组注释的结果, 共鉴定出143个转录本, 编码11个催化酶(表 4)。其中编码4CL的转录本最多, 有24个, 其次为HCT (19个), C4H和C3H的转录本比较少, 分别有5个和4个。由于目前半乳糖苷乙酰转移酶(LacA) 的报道主要是在细菌和真菌中, 植物中未见报道, 在已经注释的基因里没有找到地黄的同源蛋白AAS编码基因。143个转录本平均片段大小为1 765.19 bp, 不同催化酶基因中PAL和CuAO的转录本片段平均值较大, 分别为2 045.57 bp和2 027.6 bp, C3H的转录本平均值最小, 仅有1 047.75 bp。
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Table 4 Identified enzyme genes involved in phenylethanoid glycosides biosynthesis |
利用获得的三代转录本数据, 以鉴定出的苯乙醇苷生物合成途径催化酶的转录本为查询序列, 在本实验室已有的数据库中进行同源比对, 共鉴定到78条高度一致的序列, 发现编码同一催化酶的多条全长转录本同时比对到同一条Unigene。课题组前期对地黄叶、茎、块根和花器官等12个组织的毛蕊花糖苷含量和转录组进行了分析[14], 通过分析78个催化酶基因与毛蕊花糖苷的相关性, 构建了毛蕊花糖苷与催化酶基因的共表达调控网络(图 4)。有14个催化酶基因与毛蕊花糖苷含量呈极显著正相关(P < 0.01), 包括3个PPO基因(Full_16519、Full_16855和Full_17485)、3个PAL基因(Full_9693、Full_14537和Full_10312)、2个HCT基因(Full_19075和Full_19442)、2个C4H基因(Full_19380和Full_21774), 4CL、TyDC、UGT和C3H基因各1个。1个C4H编码基因Full_21774的表达量与毛蕊花糖苷含量的相关性最强, 相关系数达到0.92。此外, 还有3个UGT基因(Full_19832、Full_15803和Full_20225) 和2个CuAO基因(Full_9276和Full_18410) 的表达量与毛蕊花糖苷含量呈显著正相关(P < 0.05)。另外, 还有6个基因的表达量与毛蕊花糖苷含量呈显著负相关(P < 0.05), 是否参与其他苯乙醇苷类成分的生物合成有待于进一步研究。
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Figure 4 Gene-metabolite correlation network representing the enzyme genes and acteoside involved in phenylethanoid glycosides biosynthesis |
分析根据基因-代谢调控网络筛选到的与毛蕊花糖苷合成呈正相关或负相关的催化酶基因的表达特性, 结果(图 5) 表明, 25个催化酶基因被分为4个类群。类群Ⅰ包含6个基因, 其主要特征是在叶片中具有较高的表达量, 尤其是衰老的叶片(L5) 中的表达量高, 同时在花器官中也有较高的表达量, 尤其是幼嫩的花蕾(YB), 这与地黄毛蕊花糖苷的积累模式相似。类群Ⅱ包含8个基因, 它们的表达模式与类群Ⅰ的类似, 主要差异表现为这些基因在茎的不同部位(S1~S3) 和块根不同部位(SS、HTR和MTR) 中的表达量较低, 尤其是块根中的表达量, 这与毛蕊花糖苷的含量变化一致性很高。类群Ⅲ中包含5个基因, 其主要特征是在叶中的表达量较高, 尤其是衰老的叶片中表达量最高, 与毛蕊花糖苷的含量也呈正相关。类群Ⅳ包含6个基因, 这些基因的表达均与毛蕊花糖苷的含量呈负相关, 其主要特征是在茎和块根的不同部位中表达量较高, 如编码甲基化酶的OMT基因Full_24924, 可能参与特定苯乙醇苷成分的生物合成。
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Figure 5 Heat map representing expression dynamics of enzyme genes involved in phenylethanol glycoside biosynthesis pathway in different tissues. L1: Tender leaf; L3: Fully expanded leaf; L5: Old leaf; S1: Top of stem; S2: Middle piece of stem; S3: Lower stem; SS: Seed stock; HTR: Head of tuberous root; MTR: Middle of tuberous root; YB: Young flower bud; MaB: Mature flower bud; MF: Fully opened flower |
目前虽然地黄的基因组已被报道[18], 但由于地黄可能是同源四倍体, 且基因组庞大, 杂合度高, 完整解析地黄的遗传信息仍需要大量的转录组数据。基于第二代高通量测序获得的转录组数据库虽然能够为解析地黄发育、胁迫响应和次生代谢产物合成机制提供宝贵的基因信息[4, 14, 19], 但由于测序技术方面的不足, 冗余片段较多, 拼接片段短, 大量基因没有全长的编码序列, 限制了应用转录组技术对地黄基因的功能研究。如Zhou等[4]应用Illumina HiSeq 2500测序平台获得地黄块根和叶混合样品的96 961条Unigene, 平均长度678.3 bp。Zhi等[19]利用Illumina HiSeq 2500测序平台测序4个地黄品种块根菊花心和非菊花心共24个样品的转录组, 组装获得150 405条Unigene, 平均长度1 244 bp。本研究利用第三代单分子测序共获得27 773条最终转录本序列, 平均长度达2 380 bp, 测序质量远高于第二代测序技术。
苯乙醇苷类成分具有重要的药理活性, 在植物中广泛分布。毛蕊花糖苷是含量较高的一种苯乙醇苷成分, 据报道至少在150种植物中发现了毛蕊花糖苷[20], 其生物合成途径目前研究较多。最早是利用前体饲喂橄榄(Olea europaea) 细胞实验初步构建了毛蕊花糖苷的生物合成途径, 认为来源于酪氨酸途径的羟基酪醇和来源于苯丙氨酸途径的咖啡酸共同合成毛蕊花糖苷[21]。课题组进一步完善了毛蕊花糖苷的生物合成途径, 推测咖啡酸在4CL催化下生成咖啡酰基辅酶A, 红景天苷在PPO催化下生成羟基酪醇苷或羟基酪醇在UGT催化下生成羟基酪醇苷, 咖啡酰基辅酶A和羟基酪醇苷在HCT和UGT作用下经缩合、糖苷化修饰产生毛蕊花糖苷[5]。本研究通过分析几个在地黄中含量较高的苯乙醇苷类成分的分子结构, 推测了参与异毛蕊花糖苷、松果菊苷、肉苁蓉苷A、肉苁蓉苷F、2-乙酰毛蕊花糖苷和leonoside F的催化酶, 并在地黄中鉴定出除AAS以外的其他苯乙醇苷成分合成的催化酶基因, 为进一步研究这些成分在地黄中的合成机制提供了依据。
催化酶基因鉴定和功能研究是解析药效成分生物合成机制的关键。课题组前期利用二代转录组测序数据在地黄中鉴定出毛蕊花糖苷生物合成途径的219个催化酶基因, 其中54个基因在水杨酸诱导后上调表达[5]。本研究共鉴定出143个参与苯乙醇苷成分生物合成途径的催化酶基因转录本, 检测到的数量少于之前利用二代数据获得转录本, 但转录本的长度明显较二代转录本更长。可能的原因是三代测序获得的全长转录组中转录本数量少于二代测序, 虽然二代测序获得的转录本数量多, 但长度短, 且与测序时的样本量有关[22]。利用全长转录组获得的催化酶基因转录本的数量虽然少, 但质量更高, 进行表达谱分析及功能研究更加可靠。结合基因组信息是去除冗余转录本或假转录本的有效手段, 然而, 由于已经报道的地黄基因组测序结果仍需完善(染色体挂载率约为56.21%), 用于分析本研究鉴定的全长转录本存在困难。主要苯乙醇苷成分毛蕊花糖苷在地黄的叶和花器官中含量较高, 其次为茎, 在块根中含量最低[14]。基因-代谢调控网络分析发现19个催化酶基因的表达量与毛蕊花糖苷的含量呈正相关, 催化酶基因的表达量也是在叶和花中比较高, 在块根中表达量较低, 可能参与毛蕊花糖苷的生物合成。6个催化酶基因与毛蕊花糖苷含量呈负相关, 其中包括1个OMT基因Full_24924, 说明此Full_24924可能参与leonoside F或肉苁蓉苷A的生物合成。
本研究首次利用Pacific Biosience RS Ⅱ测序平台获得了地黄的三代全长转录组, 推导了苯乙醇苷类成分的生物合成途径并对催化酶基因进行了鉴定, 分析了催化酶基因与毛蕊花糖苷的调控关系, 为地黄苯乙醇苷类成分生物合成的分子机理奠定了基础。
作者贡献: 王丰青是本文的第一作者和通讯作者, 负责研究工作的实验设计, 生物合成途径推导、催化酶基因鉴定、表达谱分析和论文的撰写; 杨旭负责样品采集工作, 参与论文的撰写; 左鑫参与数据分析工作; 苗春妍参与实验材料的种植和管理; 张重义参与研究内容的设计和稿件修改。
利益冲突: 本文的研究内容无任何利益冲突。
| [1] |
Yang CR, Xu M, Song H, et al. National essential drugs and traditional Chinese medicine resources[J]. Mod Chin Med (中国现代中药), 2016, 18: 1513-1520. |
| [2] |
Huo W, Jiang L. Analysis of export trend of Chinese medicinal herbs and decoction pieces in 2015[J]. Mod Chin Med (中国现代中药), 2016, 18: 512-514. |
| [3] |
Xue ZZ, Yang B. Phenylethanoid glycosides: research advances in their phytochemistry, pharmacological activity and pharmacokinetics[J]. Molecules, 2016, 21: 991. DOI:10.3390/molecules21080991 |
| [4] |
Zhou YQ, Wang XN, Wang WS, et al. De novo transcriptome sequencing-based discovery and expression analyses of verbascoside biosynthesis-associated genes in Rehmannia glutinosa tuberous roots[J]. Mol Breed, 2016, 36: 139. DOI:10.1007/s11032-016-0548-x |
| [5] |
Wang FQ, Zhi JY, Zhang ZY, et al. Transcriptome analysis of salicylic acid treatment in Rehmannia glutinosa hairy roots using RNA-seq technique for identification of genes involved in acteoside biosynthesis[J]. Front Plant Sci, 2017, 8: 787. DOI:10.3389/fpls.2017.00787 |
| [6] |
Li XR, Zhi JY, Yang CF, et al. Cloning, subcellular location and expression analysis of an acteoside synthase gene from Rehmannia glutinosa[J]. Chin Tradit Herb Drugs (中草药), 2020, 51: 4739-4746. |
| [7] |
Li HW, Meng XL. Research progress on chemical constituents and pharmacological activities of Rehmannia glutinosa[J]. Drug Eval Res (药物评价研究), 2015, 38: 218-228. |
| [8] |
Gao Y, Peng CY, Chen XY, et al. Studies on the phenylethanoid glycosides from the fresh roots of Rehmannia glutinosa[J]. J Chin Med Mater (中药材), 2017, 40: 2073-2076. |
| [9] |
Yang YH, Li MJ, Che XJ, et al. De novo characterization of the Rehmannia glutinosa leaf transcriptome and analysis of gene expression associated with replanting disease[J]. Mol Breed, 2014, 34: 905-915. DOI:10.1007/s11032-014-0084-5 |
| [10] |
Wang FQ, Li XR, Yang CF, et al. Effects of shading on tuberous root traits, photosynthetic characteristics and gene transcription of Rehmannia glutinosa[J]. Chin Tradit Herb Drugs (中草药), 2019, 50: 4419-4429. |
| [11] |
Chen XZ, Li JR, Wang XB, et al. Full-length transcriptome sequencing and methyl jasmonate-induced expression profile analysis of genes related to patchoulol biosynthesis and regulation in Pogostemon cablin[J]. BMC Plant Biol, 2019, 19: 266. DOI:10.1186/s12870-019-1884-x |
| [12] |
Chao YH, Yuan JB, Guo T, et al. Analysis of transcripts and splice isoforms in Medicago sativa L. by single-molecule long-read sequencing[J]. Plant Mol Biol, 2019, 99: 219-235. DOI:10.1007/s11103-018-0813-y |
| [13] |
Zhang H, Jin JJ, Xu GY, et al. Reconstruction of the full-length transcriptome of cigar tobacco without a reference genome and characterization of anion channel/transporter transcripts[J]. BMC Plant Biol, 2021, 21: 299. DOI:10.1186/s12870-021-03091-6 |
| [14] |
Wang FQ, Li XR, Zuo X, et al. Transcriptome-wide identification of WRKY transcription factor and functional characterization of RgWRKY37 involved in acteoside biosynthesis in Rehmannia glutinosa[J]. Front Plant Sci, 2021, 12: 739853. DOI:10.3389/fpls.2021.739853 |
| [15] |
Tang QY, Zhang CX. Data Processing System (DPS) software with experimental design, statistical analysis and data mining developed for use in entomological research[J]. Insect Sci, 2013, 20: 254-260. DOI:10.1111/j.1744-7917.2012.01519.x |
| [16] |
Shannon P, Markiel A, Ozier O, et al. Cytoscape: a software environment for integrated models of biomolecular interaction networks[J]. Genome Res, 2003, 13: 2498-2504. DOI:10.1101/gr.1239303 |
| [17] |
Howe EA, Sinha R, Schlauch D, et al. RNA-Seq analysis in MeV[J]. Bioinformatics, 2011, 27: 3209-3210. DOI:10.1093/bioinformatics/btr490 |
| [18] |
Ma LG, Dong CM, Song C, et al. De novo genome assembly of the potent medicinal plant Rehmannia glutinosa using nanopore technology[J]. Comput Struct Biotechnol J, 2021, 19: 3954-3963. DOI:10.1016/j.csbj.2021.07.006 |
| [19] |
Zhi JY, Li YJ, Zhang ZY, et al. Molecular regulation of catalpol and acteoside accumulation in radial striation and non-radial striation of Rehmannia glutinosa tuberous root[J]. Int J Mol Sci, 2018, 19: 3751. DOI:10.3390/ijms19123751 |
| [20] |
He J, Hu XP, Zeng Y, et al. Advanced research on acteoside for chemistry and bioactivities[J]. J Asian Nat Prod Res, 2011, 13: 449-464. DOI:10.1080/10286020.2011.568940 |
| [21] |
Saimaru H, Orihara Y. Biosynthesis of acteoside in cultured cells of Olea europaea[J]. J Nat Med, 2010, 64: 139-145. DOI:10.1007/s11418-009-0383-z |
| [22] |
Kang H, Zhao ZL, Ni LH, et al. Transcriptome analysis and exploration of genes involved in the biosynthesis of iridoids in Gentiana crassicaulis (Gentianaceae)[J]. Acta Pharm Sin (药学学报), 2021, 56: 2005-2014. |