8-氮鸟嘌呤(8-azaguanine, 8-AG) 是鸟嘌呤的三唑类似物, 其作为嘌呤核苷酸生物合成的抑制剂能够干扰正常的生物合成途径[1]。8-AG具有抗肿瘤活性, 特别是对急性淋巴细胞白血病具有显著效果[2, 3]。研究发现, 8-AG对多倍体(high-ploidy) 乳腺癌细胞具有特异性杀伤作用[4], 也可增强自然杀伤细胞活力[5]。然而, 耐药性限制了8-AG作为抗癌药物的应用[2, 3], 且其耐药机制尚未明确。
细胞自噬是真核生物进化保守的物质降解过程, 利用溶酶体将受损细胞器或蛋白聚集体降解再利用, 使细胞能够在营养缺乏或应激的条件下维持基本活性和生存能力[6]。自噬-溶酶体途径在细胞稳态中起关键作用, 其功能障碍与多种病理过程有关, 如神经元变性、衰老和肿瘤发生等[7]。哺乳动物自噬启动激酶ULK1 (Unc-51-like autophagy activating kinase 1) 是参与自噬膜成核的关键自噬蛋白, 在自噬诱导中发挥重要作用[8]。在营养充足情况下, 哺乳动物雷帕霉素靶蛋白复合物1 (mammalian target of rapamycin complex 1, mTORC1) 通过磷酸化ULK1丝氨酸757位点, 阻止ULK1活化并抑制自噬发生[9, 10]; 在葡萄糖缺乏情况下, AMP激活蛋白激酶(AMP activated protein kinase, AMPK) 通过磷酸化ULK1丝氨酸317和777位点激活自噬[10]。自噬可促进癌细胞在如营养限制、缺氧及抗癌药物治疗等应激条件下的存活, 因此, 抑制自噬可以提高肿瘤细胞对抗癌药物的敏感性[11-13]。
本研究通过细胞活力测定、流式细胞术检测细胞凋亡、Western blot法检测自噬标记蛋白(LC3和p62) 及Akt (protein kinase B)/mTORC1信号通路蛋白等实验, 分析8-AG对肝癌细胞自噬及凋亡的影响, 旨在揭示8-AG的耐药机制, 为提高其临床治疗效果提供新策略。
材料与方法细胞与试剂 肝癌细胞株HepG2、宫颈癌细胞株HeLa、人胚胎肾细胞株HEK-293T [购自ATCC (American type culture collection)] 以及肝癌细胞株SMMC-7721 (天津市第三中心医院高英堂研究员馈赠) 培养于含10%胎牛血清、100 u·mL-1青霉素和0.1 mg·mL-1链霉素的DMEM (Dulbecco's modified eagle medium) 培养基(Gibco公司), 置于37 ℃、5% CO2细胞培养箱; 8-AG (纯度99.82%, Selleckchem公司); 除特殊说明外, 所有化学品均购自Sigma Aldrich公司; phospho-Akt (p-Akt)、Akt和β-actin抗体(Santa Cruz Biotechnology公司); caspase-9、caspase-3、phospho-p70S6K、phospho-ULK1、ATG7 (autophagy-related gene 7) 和p62抗体(Cell Signaling Technology公司); GAPDH (glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase) 抗体(Biodragon公司); 辣根过氧化物酶标记山羊抗兔和抗小鼠二抗(Sungene Biotech公司)。
质粒构建和稳定细胞系 GFP-LC3 (green fluorescent protein-LC3) 质粒构建参照已报道文章[14]。应用Lipofectamine 2000® (Invitrogen公司), 将pMD2.G和psPAX2 (CloneTech公司) 转染至HEK-293T细胞并生成慢病毒颗粒, 用pLVX-AcGFP-LC3慢病毒感染HeLa细胞获得稳定表达GFP-LC3的细胞, 并选择1 μg·mL-1嘌呤霉素筛选至少2周。
Western blot实验 使用RIPA (radio immunoprecipitation assay) 裂解液提取细胞蛋白, 通过BCA (bicinchoninic acid) 检测试剂盒(Beyotime公司) 对总蛋白进行定量。等量的蛋白质样品经SDS-PAGE (sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis) 处理后转移至PVDF (polyvinylidene fluoride) 膜(Millipore公司)。经5%脱脂牛奶封闭后, 于4 ℃孵育抗体过夜, 与相应二抗孵育2 h后, 应用化学发光检测系统检测免疫印迹条带并应用ImageJ软件分析其灰度值。
细胞活力分析 细胞接种于96孔板, 每孔约8×103个细胞, 加入3-(4, 5-dimethylthiazol-2-yl)-2, 5-diphenyl tetrazolium bromide (MTT) (20 μL, 5 mg·mL-1) 于37 ℃继续孵育4 h, 应用酶标仪在490 nm检测吸光度。
细胞凋亡分析 采用Annexin V-FITC (fluorescein isothiocyanate) 凋亡分析试剂盒(Sungene公司) 检测药物处理后细胞的凋亡情况。使用Accuri C6流式细胞仪(BD Biosciences公司) 评估细胞凋亡情况。
活性氧(reactive oxygen species, ROS) 和线粒体膜电位(mitochondria transmembrane potential, MMP) 检测 细胞内ROS含量测定采用DCFH-DA染色法, 将5×105个细胞接种于60 mm培养皿, 加入8-AG处理24 h。在37 ℃下, 用10 mmol·L-1 DCFH-DA染色30 min。收集细胞, 用荧光显微镜分析荧光。对于线粒体膜电位MMP检测, 将JC-1探针在37 ℃下与细胞孵育20 min, 洗涤后用荧光显微镜观察。
RNA干扰 构建表达ATG7 shRNA (short hairpin RNA) 的pLKO.1-puro慢病毒载体(靶定ATG7 mRNA序列的互补序列为5'-CCGGCCCAGCTATTGGAACA CTGTACTCGAGTACAGTGTTCCAATAGCTGGGTT TTT-3')。非靶shRNA对照载体(SHC002) 由Sigma公司获得。用慢病毒感染细胞, 并选择1 μg·mL-1的嘌呤霉素处理至少2周。
统计学分析 数据为3次独立实验结果的平均值±标准差(x±s)。使用GraphPad Prism version 8.0软件的非配对student-t检验或单因素方差分析(ANOVA) 进行统计学显著性分析。P < 0.05视为差异显著。
结果 1 8-AG抑制肝癌细胞活力并诱导凋亡利用MTT法检测8-AG对HepG2和SMMC-7721细胞活力的影响(图 1A), 处理24或48 h后, 8-AG均以剂量依赖性方式抑制细胞活力, 对HepG2细胞的半数抑制浓度(half maximal inhibitory concentration, IC50) 值分别为10.78和5.32 μmol·L-1, 对SMMC-7721细胞的IC50值分别为9.99和5.11 μmol·L-1。其中10 μmol·L-1的8-AG处理48 h对肝癌细胞的活力有显著抑制作用, 抑制率约50%。Annexin V/PI (propidium iodide) 双染实验结果显示, 8-AG处理24 h后, HepG2和SMMC-7721细胞凋亡水平明显升高(图 1B)。使用荧光染料JC-1检测8-AG对线粒体膜电位的影响(图 1C), 结果显示, 8-AG处理可导致红色荧光减弱, 绿色荧光增强, 表明8-AG可增加线粒体膜通透性。此外, Western blot实验分析显示, 8-AG处理导致凋亡蛋白BimS、cleavage-caspase 9和cleavage-caspase 3蛋白水平显著升高(图 1D), 进一步说明8-AG可诱导细胞内源性凋亡。
作者前期在HeLa细胞中证实8-AG可以启动细胞自噬(数据未发表), 为评估8-AG对肝癌细胞自噬的影响, 本研究检测了8-AG处理后肝癌细胞HepG2和SMMC-7721中LC3-II和p62的水平。Western blot实验结果显示, 在HepG2和SMMC-7721细胞中, 8-AG处理可导致LC3-II水平显著增加, p62水平显著降低(图 2A、B)。此外, 与巴弗洛霉素A1 (bafilomycin A1, Baf A1) 单独处理相比, 8-AG和Baf A1共处理可导致LC3-II显著积累(图 2C、D)。上述结果表明, 8-AG促进肝癌细胞的自噬。
研究表明, 哺乳动物自噬启动激酶ULK1在自噬诱导中具有重要作用, mTORC1通过磷酸化ULK1丝氨酸757位点阻止其激活。Western blot实验结果显示, 在HepG2和SMMC-7721细胞中, 8-AG处理导致磷酸化ULK1 (p-ULK1) 水平显著降低。此外, 8-AG也会明显抑制mTORC1底物核糖体蛋白激酶p70S6K的磷酸化水平(图 3A), 表明8-AG降低了mTORC1的活性。由于mTOR是Akt信号传导的主要效应蛋白, 本研究检测了8-AG对Akt活性的影响。如图 3A所示, 8-AG显著抑制Akt磷酸化, 但未影响其总蛋白水平。这些数据表明, 8-AG通过Akt/mTORC1/ULK1信号诱导自噬发生。已有研究证明氧化应激能够负调控Akt信号通路, 因此本研究检测了8-AG对细胞ROS水平的影响。结果显示, 在8-AG处理的细胞中, ROS含量明显增加, 并且抗氧化剂N-乙酰半胱氨酸(N-acetyl-L-cysteine, NAC) 能够阻止其产生(图 3B)。进一步实验结果显示, NAC阻断8-AG诱导的LC3-II积累(图 3C、D), 表明8-AG以ROS依赖性方式诱导自噬。
为评估自噬在8-AG诱导的细胞死亡中的作用, 本研究利用RNA干扰技术将HepG2和SMMC-7721细胞自噬相关蛋白ATG7基因敲低。如图 4A所示, ATG7敲低有效降低8-AG引起的LC3-II积累, 表明自噬被抑制。MTT结果显示, ATG7敲低明显增加8-AG (10 μmol·L-1, 24或48 h) 对细胞活力的抑制(图 4B)。此外, 流式细胞术实验结果显示, ATG7敲低显著增加Annexin V/PI双染阳性细胞的数量(图 4C)。Western blot实验结果进一步显示, ATG7敲低显著增加8-AG诱导的BimS、cleavage-caspase 9和cleavage-caspase 3的升高(图 4D)。这些结果表明, 8-AG引起的自噬能够削弱其细胞毒性。
利用自噬抑制剂氯喹(chloroquine, CQ) 和Baf A1研究HepG2和SMMC-7721细胞对8-AG的敏感性。MTT实验结果显示, 与单独使用8-AG处理相比, CQ或Baf A1联合使用显著增加8-AG对细胞活力的抑制作用(图 5A)。流式细胞术实验结果显示, 8-AG和CQ或Baf A1联合用药显著增加两种肝癌细胞的凋亡率(图 5B)。此外, Western blot实验结果显示, 与单独8-AG处理相比, CQ或Baf A1联合使用显著增加cleavage-caspase 9和cleavage-caspase 3的水平(图 5C)。上述结果表明抑制自噬增加肝癌细胞对8-AG的敏感性。
本研究结果表明, 8-AG通过抑制Akt/mTORC1信号通路引起ULK1去磷酸化活化, 诱导保护性自噬从而削弱其对肝癌细胞的细胞毒性。因此, 抑制自噬可以增加癌细胞对8-AG治疗的敏感性。
8-AG是一种核苷酸合成抑制剂, 作为抗代谢物干扰正常的生物合成途径, 从而抑制癌细胞特别是急性淋巴白血病细胞[2, 3]的生长。然而, 耐药性限制了其作为抗肿瘤药物的临床使用[2, 15, 16]。已有多项研究探讨了8-AG的潜在耐药机制, 例如, 在人急性白血病T细胞CEM和MOLT3中, 8-AG仅诱导MOLT3细胞凋亡, 这可能与其高表达表面抗原CD26有关[3], 而在CEM细胞中, 促凋亡蛋白Bax的缺少可能降低了对8-AG的敏感性[17]。此外, 8-AG可以被次黄嘌呤磷酸核糖转移酶1 (hypoxanthine phosphoribosyltransferase 1, HPRT1) 激活, 因此高倍性乳腺癌中HPRT1的基因量增加可以提高肿瘤细胞对该药物的敏感性[4]。作者发现8-AG促进肝癌细胞的自噬, 并且抑制自噬能够促进8-AG诱导的细胞死亡。已有研究证实在化疗药物和放射治疗中, 自噬可促进肿瘤细胞的存活[18], 抑制自噬可促进癌细胞死亡并增强药物敏感性[11, 12, 19, 20]。因此, 本研究结果揭示了8-AG耐药性的一种新机制, 为其临床应用提供新的策略, 尤其是对8-AG耐药的肿瘤治疗。
哺乳动物细胞自噬调节主要包括mTORC1和AMPK两种途径[9, 10]。mTORC1复合体中的活性mTOR激酶磷酸化并抑制ULK1, 从而抑制自噬活性, 相反, mTORC1的失活导致ULK1在丝氨酸757位点去磷酸化激活[10]。此外, AMPK激活结节性硬化症肿瘤抑制因子TSC1/2以抑制应激条件下的mTORC1[21, 22]。AMPK还可以通过磷酸化ULK1丝氨酸317位点直接激活自噬[10]。在本研究中, 8-AG处理导致mTORC1下游两个靶标蛋白p70S6K和ULK1的磷酸化水平减少, 表明8-AG抑制mTORC1活性。虽然AMPK途径也参与自噬启动的控制, 但磷酸化AMPK水平在8-AG处理后没有明显增加(数据未显示)。这些结果进一步表明, 8-AG通过Akt/mTORC1/ULK1途径诱导自噬, 而非依赖AMPK信号通路。此外, 更多的研究需要揭示8-AG是否也通过直接与mTOR相互作用或间接激活TSC2来抑制mTORC1的活性。
此外, 作者结果表明8-AG能够显著增加细胞内ROS水平并降低线粒体的膜电位。NAC可以阻断8-AG诱导的LC3-II增加, 表明ROS是8-AG介导自噬的上游调节因子。已有研究报道氧化应激条件下, ROS能够对Akt信号产生负调节作用[23-25], 这为8-AG抑制Akt/mTORC1信号提供了一种可能机制, 更多研究需要进一步阐明8-AG如何增加细胞内ROS的水平。
促凋亡蛋白BIM是BCL2蛋白家族成员, 对细胞凋亡程序启动起关键作用[26]。选择性剪接产生3种BIM亚型, 包括BimEL、BimL和BimS, 其中BimS促凋亡活性最强[27]。BIM蛋白可以刺激线粒体释放细胞色素c, 从而激活caspase蛋白级联反应[27]。本研究发现8-AG还可以上调BimS蛋白的表达、caspase 9和caspase 3的激活。由于shRNA介导的ATG7敲低显著增加了BimS的蛋白水平, 并促进细胞凋亡, 因此, BimS通过自噬降解可能是8-AG凋亡阻滞的原因之一。有趣的是, 8-AG降低了BimEL蛋白的表达, 并且ATG7敲低不能恢复8-AG处理细胞中BimEL蛋白的丰度, 表明其他机制可能参与调节BIM稳定性以消除8-AG的细胞毒性。例如, 细胞外信号调节激酶(extracellular signal-regulated kinase, ERK) 在丝氨酸55、65和73位点磷酸化BimEL, 通过泛素-蛋白酶体途径降解BimEL[28]。更多的研究需要阐明8-AG是否也能增加ERK的活性, 或促进泛素-蛋白酶体途径。
本研究表明, 8-AG能够通过Akt/mTORC1/ULK1信号通路诱导保护性自噬, 抑制自噬可以增加肝癌细胞对其的敏感性。8-AG与自噬抑制剂联合使用为提高肿瘤治疗效果提供了新的策略。
作者贡献: 徐俊亭负责细胞培养及Western blot实验; 李殿龙负责RNA干扰及流式细胞实验; 王旭负责蛋白提取及ROS检测; 蔺洁茹负责质粒构建; 郝燕飞负责细胞免疫荧光; 张鑫朋负责MTT实验; 刁爱坡参与文章讨论; 刘振兴负责实验设计与论文撰写。
利益冲突: 所有作者均声明不存在利益冲突。
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