生活在高原的哺乳动物经历了长期的自然选择和进化过程，对高海拔低氧环境具有良好的适应性，不会出现高山病的症状。世代生活在高寒低氧环境的牦牛也具有这种适应能力。动物机体对氧气的吸收是通过肺进行的，而肺对低氧环境的应答机制决定了其能否给予机体足够的氧气。牦牛肺具有对高原低氧环境特有的适应性能力和适应性结构[1-2]。由于胶原纤维、弹性纤维和平滑肌是肺结构的重要组成部分，为了探索牦牛肺的结构与低氧适应性的联系，本研究对肺纤维和平滑肌成分产生具有重要作用的两种因子——结缔组织生长因子(connective tissue growth factor，CTGF)和碱性成纤维细胞生长因子2(fibroblast growth factors-2，FGF-2)进行研究。通过检测这两种因子在不同年龄牦牛肺内的准确分布时间、位置和表达量分析其在牦牛肺低氧适应性结构形成中的作用。
CTGF属于一类富含半胱氨酸的生长因子家族，最初是从人脐静脉内皮细胞中分离出来[3]，具有促有丝分裂、趋化细胞、诱导黏附和促进细胞增生等作用，并可通过促进肺动脉平滑肌增殖、纤维增生而参与肺动脉重构，与肺的纤维化有密切关系[4-5]。近来进一步发现，CTGF与包括血管、皮肤、心、肾、肺及肝等组织器官纤维化发生发展密切相关[6-7]。研究结果显示，博来霉素诱导肺纤维化形成初期肺动脉高压和肺血管壁结构重塑，出现肺动脉管壁肌层和内皮层细胞CTGF表达增多，这可能是肺动脉高压维持和发展有关的机制之一[8]。
FGF-2也称为FGF-β，是一种通过FGF-2基因编码的生长因子和信号蛋白。FGF-2是成纤维细胞生长因子家族的成员。已知现在有24种FGF成员，并且已经确定了4种受体(FGFR)。FGF-2是一种促细胞分裂的肝素结合蛋白，能诱导多种细胞的分化增殖，对小鼠肺上皮的发育有重要作用[9]。FGF家族对于肺发育和维持有显著作用，能参与上皮分支、肺间质增生和扩张，诱导肺的发育，并在肺纤维化进程中导致肺血管平滑肌细胞、成纤维细胞和上皮细胞的增殖[10]。另外，Guzy等[11]研究表明，FGF有助于肺上皮的恢复，但会加剧博来霉素导致的肺纤维化，提示FGF在肺纤维化中起一定的作用。FGF在疾病导致的肺损伤恢复中能起到治疗作用[12]。
哺乳动物肺的发育与纤维成分和平滑肌成分的变化密切相关。肺应对低氧环境时也会表现为肺间质纤维成分的增加和肺动脉结构重塑，而肺动脉结构重铸主要表现为中膜的增厚，是中膜平滑肌细胞肥大和纤维成分增加造成的。CTGF和FGF-2这两种因子就是直接作用于成纤维细胞和平滑肌细胞，与肺脏发育的结构形成和低氧应答、适应变化有直接的关系，在功能上具有很强的相关性[10, 13]。本课题组之前的初步研究中证实了CTGF和FGF-2在成年牦牛肺中也有分布[14]。为了研究这两种因子在不同年龄牦牛肺中的准确分布位置和表达量，研究它们在牦牛肺特有结构形成过程中的作用，本研究拟通过检测这两种因子在不同年龄段牦牛肺内的详细分布位置与表达量，研究它们在牦牛肺低氧适应性结构形成中的作用。
1.1 材料与方法 1.1 试验动物与材料本试验分别在甘南藏族自治州和青海省西宁市采集初生(1~7日龄)、幼年(1~2岁)、成年(3~6岁)及老年(7~10岁) 健康牦牛肺组织样品，固定于4%多聚甲醛溶液中。用于免疫印迹和实时荧光定量试验的样品存放于液氮中，之后移至-80 ℃冰箱中备用。
1.2 免疫组织化学检测1.2.1 抗体来源 CTGF多克隆抗体(Rabbit Anti-CTGF antibody，bs-0743R)和FGF-2多克隆抗体(Rabbit Anti-FGF-2 antibody，bs-0217R)均购自北京博奥森生物科技有限公司。
1.2.2 免疫组织化学(immunohistochemistry，IHC) 经多聚甲醛固定的肺组织样品，石蜡包埋、制作4 μm厚的石蜡切片，置于烤片机烘烤2~6 h，60 ℃。切片脱蜡至水，柠檬酸盐缓冲液抗原修复15 min，温度自然冷却至室温。分别进行抗体孵育(37 ℃ 2 h 30 min)。一抗1∶300稀释后使用，空白对照用PBS代替抗体。按照SP试剂盒说明书进行操作，DAB显色，经苏木精复染、分化和返蓝后脱水、透明并用中性树胶封片。
1.2.3 结果判定 以阳性表达强度为综合判定标准。深棕黄色为强阳性表达，浅棕黄色为阳性表达，接近背景色或者无色为阴性。照片均通过Olympus DP71显微照相系统进行拍摄。
1.3 Western blot检测1.3.1 蛋白样品的制备 使用含有蛋白酶抑制剂的RIPA裂解缓冲液(RIPA lysis buffer)从不同年龄段牦牛肺组织中提取总蛋白样本。各称取0.1 g至离心管中，分别加入1 mL RIPA裂解液和10 μL PMSF，放置摇床3 h使组织充分被裂解，用4 ℃离心机离心10 min(转速13 000 r·min-1)，收集上清液-80 ℃保存。
1.3.2 方法与步骤 上样缓冲液与检测蛋白按1∶3混匀，至金属浴100 ℃变性10 min，离心后放-20 ℃储存。用12%聚丙烯酰胺凝胶电泳后，将目的蛋白电转至PVDF膜上，5%脱脂奶粉室温封闭2 h 30 min，一抗室温孵育2 h，二抗室温孵育1 h，用化学发光仪扫描。
1.4 qRT-PCR检测1.4.1 牦牛不同年龄肺总RNA提取及反转录 使用TRIzol试剂从牦牛肺组织提取总RNA，使用分光光度计测定提取总RNA浓度和纯度。根据cDNA逆转录试剂盒说明书，使用特异性引物逆转录总RNA。
1.4.2 基因引物的合成 根据基因库中的牛CTGF、FGF-2，β-actin内参基因序列，目的基因引物由擎科生物科技有限公司合成，β-actin由北京华大基因合成。引物序列见表 1。
|
表 1 目的基因及内参基因引物序列 Table 1 Primers sequence of target gene and β-actin |
1.4.3 qRT-PCR检测CTGF和FGF-2在不同年龄牦牛肺中mRNA的表达 使用Lightcycler96(Roche，美国)进行qRT-PCR。反应总体系20 μL，TB Green Premix Ex Taq Ⅱ(Tli RNaseH Plus)(2×)10 μL，上下游引物各0.8 μL，cDNA模板1 μL，ddH2O 7.4 μL。反应程序：95 ℃预变性5 min；95 ℃变性5 s，58 ℃退火30 s，72 ℃延伸30 s，共40个循环。为保证表达量的稳定性，每个样品做4个重复。反应完成后，利用LightCycler®96分析其熔解曲线，来确定样品扩增的特异性。确定循环阈值(cycle threshold, Ct)，采用2-ΔΔCt法计算目的基因的相对表达量，数据均采用平均值±标准误表示。
1.5 数据分析数据用“平均值±标准误(x±sx)”来表示，以单因素ANOVA分析法(SPSS for mac V24.0)进行统计学分析，均以P < 0.05为显著性差异，P>0.05为不显著性差异。
2 结果 2.1 免疫组织化学检测2.1.1 CTGF在不同年龄牦牛肺内的分布与表达 CTGF在不同年龄牦牛肺终末细支气管和伴行肺动脉中均有分布。CTGF主要分布于终末细支气管黏膜上皮克拉拉细胞和管壁平滑肌细胞、肺动脉内皮细胞以及中膜平滑肌细胞。
从整体表达强度比较，初生组阳性表达较强、幼年和成年组逐渐下降、老年组又表现强表达(图 1)。
|
a. 初生组；b. 幼年组；c. 成年组；d. 老年组；e. 空白对照；TB.终末细支气管；PA.肺动脉； .肺动脉内皮细胞； .肺动脉中膜平滑肌细胞； .克拉拉细胞； .气管管壁平滑肌细胞
a. Newborn group; b. Young group; c. Adult group; d. The elderly group; e. Blank control; TB. Terminal bronchiole; PA. Pulmonary artery;  . Pulmonary artery endothelial cells;  . Smooth muscle cells in the media of pulmonary artery;  . Clara cell;  . Smooth muscle cells of tracheal wall
图 1 不同年龄牦牛肺CTGF的分布
Fig. 1
Distribution of CTGF in yak lung at different ages
|
2.1.2 FGF-2在不同年龄牦牛肺内的分布与表达 FGF-2主要分布于终末细支气管管壁平滑肌细胞和肺动脉中膜平滑肌细胞；在终末细支气管黏膜上皮克拉拉细胞以及血管内皮细胞也有少量分布。从整体表达强度比较，FGF-2在所有年龄段平滑肌细胞中均维持较高的表达水平，在克拉拉细胞中有较弱的表达。(图 2)。
|
a. 初生组；b. 幼年组；c. 成年组；d. 老年组；e. 空白对照；TB. 终末细支气管；PA.肺动脉； .肺动脉内皮细胞； .肺动脉中膜平滑肌细胞； .克拉拉细胞； .气管管壁平滑肌细胞
a. Newborn group; b. Young group; c. Adult group; d. The elderly group; e. Blank control; TB. Terminal bronchiole; PA. Pulmonary artery;  . Pulmonary artery endothelial cells;  . Smooth muscle cells in the media of pulmonary artery;  . Clara cell;  . Smooth muscle cells of tracheal wall
图 2 不同年龄牦牛肺FGF-2的分布
Fig. 2
Distribution of FGF-2 in yak lung at different ages
|
2.2.1 CTGF在不同年龄牦牛肺内的蛋白表达 CTGF在不同年龄组牦牛肺均能检测到表达，初生组表达量最高，成年组表达量最低。初生组与老年组相比差异性不显著(P>0.05)；分别与其他各组比较表现为差异性显著(P < 0.05)(图 3)。
|
A. Western blot结果；B. CTGF蛋白表达量分析，不同字母表示差异显著(P < 0.05)，相同字母表示差异不显著(P>0.05) A. The result of Western blot; B. Analysis of CTGF protein expression, different letters mean significant difference (P < 0.05), same letters mean no significant difference (P>0.05) 图 3 不同年龄牦牛肺CTGF蛋白表达量 Fig. 3 Expression of CTGF protein in yak lung at different ages |
2.2.2 FGF-2在不同年龄牦牛肺内的蛋白表达 FGF-2在不同年龄组牦牛肺均能检测到表达，以初生组表达量最高，成年组表达量最低。初生组与幼年组比较差异性不显著(P>0.05)，与其他两组比较差异性显著(P < 0.05)(图 4)。
|
A. Western blot结果；B. FGF-2蛋白表达量分析，不同字母表示差异显著(P < 0.05)，相同字母表示差异不显著(P>0.05) A. The result of Western blot; B. Analysis of FGF-2 protein expression, different letters mean significant difference (P < 0.05), same letters mean no significant difference (P>0.05) 图 4 不同年龄牦牛肺FGF-2蛋白表达量 Fig. 4 Expression of FGF-2 protein in yak lung at different ages |
2.3.1 不同年龄牦牛肺内CTGF转录水平 CTGF转录水平以初生组最高，成年组最低，且各年龄组之间比较均表现为差异性显著的特征(P < 0.05)(图 5A)。
|
不同字母表示差异显著(P < 0.05)，相同字母表示差异不显著(P>0.05) Different letters mean significant difference (P < 0.05), same letters mean no significant difference (P>0.05) 图 5 不同年龄牦牛肺CTGF和FGF-2转录水平 Fig. 5 Transcriptional levels of CTGF and FGF-2 in yak lung at different ages |
2.3.2 不同年龄牦牛肺内FGF-2转录水平 FGF-2转录水平以老年组最高，且与其它组比较差异性显著(P < 0.05)；成年组次之，与其他组比较差异性显著(P < 0.05)；初生组与幼年组比较差异性不显著(P>0.05)(图 5B)。
3 讨论肺结构中包含多种纤维和平滑肌成分。肺内支气管及其分支、肺动脉管壁均有大量平滑肌、胶原纤维和弹性纤维的分布，它们构成了肺间质的结构基础。在高寒缺氧的高原条件下，牦牛并未发生右心室肥厚、肺动脉高压等高山病症状[15-16]。牦牛心肺等器官已获得稳定的遗传性组织结构，具有极强的高原低氧适应能力。在之前的研究中已经发现牦牛肺具有其独特的适应性结构，即肺动脉中膜显著增厚，也就是平滑肌细胞肥大和纤维成分增加[2]。肺对低氧适应性结构的形成机制涉及到多种细胞生长因子的参与，而CTGF和FGF-2的主要作用就是促进肺纤维成分和平滑肌细胞的生成与结构变化。
3.1 CTGF在牦牛肺的分布和表达特点长期低氧可诱导肺发生相应结构变化，主要表现在肺纤维化和肺动脉重构。由于CTGF可以通过促进肺动脉平滑肌增殖、纤维增生从而参与肺动脉重构，并与纤维化有密切关系[4-5]。在低氧造成的新生小鼠肺损伤[17]、肺上皮细胞的衰老和肺阻塞性疾病中CTGF也发挥重要的调节作用[18]。缺氧可作为一种独立因素诱导CTGF高表达，缺氧1.5 h可刺激成纤维细胞出现CTGF mRNA高表达，6 h出现相对稳定高水平表达，能促进细胞外基质的异常沉积，细胞增殖，纤维化的形成[19]。肺血管重建是肺动脉高压持续发展的重要因素，其病理变化主要表现是内皮细胞肿胀和肥大、中层平滑肌增生肥厚、胶原纤维和弹性纤维等细胞外基质成分增多。实验动物大鼠在低氧条件下饲养3周后，表现出肺小血管普遍增厚，管腔变窄，平均肺动脉压升高，右心室肥厚[13]。缺氧不同时间均可上调细胞CTGF在转录水平和蛋白水平的表达、增加Ⅰ型胶原(collagen type Ⅰ，ColⅠ)的合成, 其机制可能部分是通过激活RHO/RHO激酶信号通路及上调HIF-1α的表达促发CTGF的高表达进而引发肺成纤维细胞细胞外基质表达增加等一系列促纤维化反应[20]。试验结果表明，百草枯可引起CTGF表达增加，进而触发肺成纤维细胞的增殖、迁移和分化。因此，CTGF可能在百草枯诱导的肺纤维化中发挥重要作用，使该生长因子成为减少肺损伤的潜在药理靶点[21]。在细菌感染导致的气道重构中CTGF的表达，随反复铜绿假单胞菌感染时间的增加，CTGF在蛋白水平和转录水平的表达逐渐增强，并且CTGF与气道壁和血管壁的厚度呈正相关，试验结果提示气道和血管壁增厚，引起气道的重构[22]。
本研究结果显示，CTGF主要分布于牦牛肺终末细支气管黏膜上皮克拉拉细胞和管壁平滑肌细胞；肺动脉内皮细胞以及中膜平滑肌细胞。CTGF蛋白表达水平和转录水平与年龄有关。免疫组化、Western blot检测和qRT-PCR检测趋势基本一致：CTGF在初生组表达最强，随着牦牛的生长发育，其表达水平随后呈现出先下降再上升的趋势；成年组表达最弱，老年组又有强水平表达。说明牦牛随着年龄的增长，通过自身的调节能力和适应环境的能力，已经良好的适应于高寒低氧环境；但随着年龄的进一步增加，可能由于机体机能下降，为了维持机体正常水平，CTGF的表达又出现上调。表明CTGF对牦牛肺低氧适应性结构形成和适应机能有明显影响，且在初生阶段的影响最为显著。
3.2 FGF-2在牦牛肺的分布和表达特点FGF对小鼠肺上皮、人肺的发育和维持均有显著作用[9-10]，能参与上皮分支、肺间质增生和扩张，诱导肺的发育。FGF-2在肺纤维化进程中能导致肺血管平滑肌细胞、成纤维细胞和上皮细胞的增殖。在肺纤维化和肺损伤恢复中起到治疗作用[11-12]。FGF-2可通过肺动脉内皮细胞、平滑肌细胞和成纤维细胞合成。这些细胞同时也是FGF-2的靶细胞。FGF-2可以诱导内皮细胞增殖、迁移、蛋白生成，参与细胞的信号调节，调控其它与肺血管形成有关的细胞因子从而达到促血管生成作用[23-25]。
免疫组化结果显示，FGF-2在所有年龄段牦牛肺终末细支气管管壁中膜平滑肌细胞和肺动脉中膜平滑肌细胞均有较强表达。而Western blot结果表明，FGF-2在初生组、幼年组表达较强，成年组和老年组表达水平呈现出先下降再上升的趋势，这与CTGF的表达趋势一致。同样说明FGF-2对牦牛肺低氧适应性结构形成和适应机能有明显影响，且在初生-幼年阶段的影响最为显著。qRT-PCR试验结果显示，初生组和幼年组表达量最低，老年组表达量最高，呈现一直上升趋势，说明随着年龄的增长，为了应对低氧环境，可能通过FGF-2转录水平上调来适应环境的变化。在蛋白水平和转录水平表达趋势不一致，这种差异性可能反应了基因低水平翻译成蛋白或快速的蛋白质的周转[26]。
从两种因子的分布来看，CTGF不仅在平滑肌细胞内分布，还会在黏膜上皮和内皮细胞中分布；而FGF-2主要分布于平滑肌细胞，在黏膜上皮细胞内有少量分布。说明它们生成和发挥作用的靶细胞有所不同。从蛋白表达水平来看，CTGF和FGF-2均在初生组表达量最高、成年组表达最低。它们的表达与牦牛生长发育、适应低氧环境的过程一致：初生时应对低氧环境和生长发育，CTGF和FGF-2发挥较强的作用以帮助肺应对低氧结构的生成；随着年龄的增长、肺结构发育完善，通过自身的调节能力和适应环境的能力，已经能良好地适应于高寒低氧环境，CTGF和FGF-2的作用均减弱；之后随着进入老年，机体机能下降，为了维持机体正常水平，它们的表达又出现上调。表明CTGF和FGF-2均对牦牛肺低氧适应性结构形成有明显影响，且均在初生阶段的影响最为显著。
4 结论CTGF主要分布于牦牛肺终末细支气管黏膜上皮克拉拉细胞和管壁平滑肌细胞、伴行肺动脉内皮细胞和平滑肌细胞中；FGF-2主要分布于终末细支气管中膜平滑肌细胞和肺动脉中膜平滑肌细胞。CTGF和FGF-2表达趋势相同：均在初生组最高、成年组最低、老年组又开始增加。说明CTGF和FGF-2对牦牛肺适应性结构的形成和适应性过程有关，在初生和老年时发挥的作用最为显著。
| [1] |
陈秋生, 冯霞, 姜生成. 牦牛肺脏高原适应性的结构研究[J]. 中国农业科学, 2006, 39(10): 2107–2113.
CHEN Q S, FENG X, JIANG S C. Structural study on plateau adaptability of yak lung[J]. Scientia Agricultura Sinica, 2006, 39(10): 2107–2113. DOI: 10.3321/j.issn:0578-1752.2006.10.024 (in Chinese) |
| [2] |
何俊峰, 余四九, 崔燕. 不同年龄高原牦牛肺脏的组织结构特征[J]. 畜牧兽医学报, 2009, 40(5): 748–755.
HE J F, YU S J, CUI Y. Characteristics of lung structure in different age plateau yak[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2009, 40(5): 748–755. DOI: 10.3321/j.issn:0366-6964.2009.05.023 (in Chinese) |
| [3] | BRADHAM D M, IGARASHI A, POTTER R L, et al. Connective tissue growth factor: a cysteine-rich mitogen secreted by human vascular endothelial cells is related to the SRC-induced immediate early gene product CEF-10[J]. J Cell Biol, 1991, 114(6): 1285–1294. DOI: 10.1083/jcb.114.6.1285 |
| [4] | YANG Z Z, SUN Z R, LIU H M, et al. Connective tissue growth factor stimulates the proliferation, migration and differentiation of lung fibroblasts during paraquat-induced pulmonary fibrosis[J]. Mol Med Rep, 2015, 12(1): 1091–1097. DOI: 10.3892/mmr.2015.3537 |
| [5] | BURGOS C M, NORD M, ROOS A, et al. Connective tissue growth factor expression pattern in lung development[J]. Exp Lung Res, 2010, 36(8): 441–450. DOI: 10.3109/01902141003714056 |
| [6] |
梁潇. 低压低氧时细胞因子的变化特点及其与心肌纤维化的关系[D]. 重庆: 重庆医科大学, 2016.
LIANG X. Changes of some cytokines and its correlation with myocardial fibrosis under hypobaric hypoxia[D]. Chongqing: Chongqing Medical University, 2016. (in Chinese) |
| [7] | TODA N, MUKOYAMA M, YANAGITA M, et al. CTGF in kidney fibrosis and glomerulonephritis[J]. Inflamm Regen, 2018, 38: 14. DOI: 10.1186/s41232-018-0070-0 |
| [8] |
崔茂香, 陈晓玲, 霍春玲, 等. 结缔组织生长因子在肺纤维化初期肺动脉中的表达[J]. 生理学报, 2008, 60(4): 535–540.
CUI M X, CHEN X L, HUO C L, et al. Expression of connective tissue growth factor in pulmonary artery at the early-stage of pulmonary fibrosis[J]. Acta Physiologica Sinica, 2008, 60(4): 535–540. DOI: 10.3321/j.issn:0371-0874.2008.04.013 (in Chinese) |
| [9] | GOTO A, YAMAZAKI N, NOGAWA H. Characterization of FGF family growth factors concerning branching morphogenesis of mouse lung epithelium[J]. Zoolog, 2014, 31(5): 267–273. DOI: 10.2108/zs130252 |
| [10] | COFFEY E, NEWMAN D R, SANNES P L. Expression of fibroblast growth factor 9 in normal human lung and idiopathic pulmonary fibrosis[J]. J Histochem Cytochem, 2013, 61(9): 671–679. DOI: 10.1369/0022155413497366 |
| [11] | GUZY R D, STOILOV I, ELTON T J, et al. Fibroblast growth factor 2 is required for epithelial recovery, but not for pulmonary fibrosis, in response to bleomycin[J]. Am J Respir Cell Mol Biol, 2015, 52(1): 116–128. DOI: 10.1165/rcmb.2014-0184OC |
| [12] | EL AGHA E, SEEGER W, BELLUSCI S. Therapeutic and pathological roles of fibroblast growth factors in pulmonary diseases[J]. Dev Dyn, 2017, 246(4): 235–244. DOI: 10.1002/dvdy.24468 |
| [13] |
张蔷, 林勇. CTGF在低氧性肺血管重建中的作用[J]. 东南大学学报: 医学版, 2005, 24(6): 395–398.
ZHANG Q, LIN Y. Expression of CTGF in pulmonary vessels of hypoxemic pulmonary hypertensive mouse[J]. Journal of Southeast University: Medical Science Edition, 2005, 24(6): 395–398. DOI: 10.3969/j.issn.1671-6264.2005.06.011 (in Chinese) |
| [14] |
蒋寒丹, 何俊峰, 崔燕. CTGF和FGF-2在成年牦牛肺脏的分布[J]. 中国兽医学报, 2017, 37(5): 888–892.
JIANG H D, HE J F, CUI Y. Distribution of CTGF and FGF-2 in adult yak lung[J]. Chinese Journal of Veterinary Science, 2017, 37(5): 888–892. (in Chinese) |
| [15] | DURMOWICZ A G, HOFMEISTER S, KADYRALIEV T K, et al. Functional and structural adaptation of the yak pulmonary circulation to residence at high altitude[J]. J Appl Physiol, 1993, 74(5): 2276–2285. DOI: 10.1152/jappl.1993.74.5.2276 |
| [16] | PENALOZA D, ARIAS-STELLA J. The heart and pulmonary circulation at high altitudes: healthy highlanders and chronic mountain sickness[J]. Circulation, 2007, 115(9): 1132–1146. DOI: 10.1161/CIRCULATIONAHA.106.624544 |
| [17] | ALAPATI D, RONG M, CHEN S Y, et al. Connective tissue growth factor antibody therapy attenuates hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats[J]. Am J Respir Cell Mol Biol, 2011, 45(6): 1169–1177. DOI: 10.1165/rcmb.2011-0023OC |
| [18] | YANG Z Z, SUN Z R, LIU H M, et al. Connective tissue growth factor stimulates the proliferation, migration and differentiation of lung fibroblasts during paraquat-induced pulmonary fibrosis[J]. Mol Med Rep, 2015, 12(1): 1091–1097. DOI: 10.3892/mmr.2015.3537 |
| [19] |
华锋, 崔恩海, 林勇. 缺氧对肺成纤维细胞表达结缔组织生长因子的影响[J]. 中国呼吸与危重监护杂志, 2006, 5(4): 301–303.
HUA F, CUI E H, LIN Y. Effects of hypoxia on the expression of connective tissue growth factor in lung fibroblast[J]. Chinese Journal of Respiratory and Critical Care Medicine, 2006, 5(4): 301–303. DOI: 10.3969/j.issn.1671-6205.2006.04.017 (in Chinese) |
| [20] |
高艳, 谢敏, 何正平, 等. 缺氧不同时间对人胚肺成纤维细胞RHO/RHO激酶信号通路及CTGF表达的影响[J]. 四川大学学报: 医学版, 2010, 41(6): 946–950.
GAO Y, XIE M, HE Z P, et al. The effect of hypoxia on the expression of RHO/RHO signaling pathway and CTGF of human embryonic fibroblasts[J]. Journal of Sichuan University: Medical Science Edition, 2010, 41(6): 946–950. (in Chinese) |
| [21] |
符红娜, 孙兆瑞, 葛鑫, 等. 结缔组织生长因子在百草枯致肺纤维化中的作用[J]. 中华急诊医学杂志, 2018, 27(11): 1198–1204.
FU H N, SUN Z R, GE X, et al. The role of connective tissue growth factor in pulmonary fibrosis induced by paraquat[J]. Chinese Journal of Emergency Medicine, 2018, 27(11): 1198–1204. DOI: 10.3760/cma.j.issn.1671-0282.2018.11.004 (in Chinese) |
| [22] |
文文, 赖国祥, 柳德灵, 等. 反复细菌感染致大鼠气道重构中结缔组织生长因子的表达变化及意义[J]. 中国病理生理杂志, 2012, 28(3): 546–549.
WEN W, LAI G X, LIU D L, et al. Role of connective tissue growth factor in airway remodeled in rats induced by repeated bacterial infection[J]. Chinese Journal of Pathophysiology, 2012, 28(3): 546–549. DOI: 10.3969/j.issn.1000-4718.2012.03.029 (in Chinese) |
| [23] | CAMERLIET P, JAIN R K. Molecular mechanisms and clinical applications of angiogenesis[J]. Nature, 2011, 473(7347): 298–307. DOI: 10.1038/nature10144 |
| [24] | CARMELIET P. Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis[J]. Nat Med, 2000, 6(4): 389–395. DOI: 10.1038/74651 |
| [25] | LITWIN M, RADWAŃSKA A, PAPROCKA M, et al. The role of FGF2 in migration and tubulogenesis of endothelial progenitor cells in relation to pro-angiogenic growth factor production[J]. Mol Cell Biochem, 2015, 410(1-2): 131–142. DOI: 10.1007/s11010-015-2545-5 |
| [26] | REN H, BIRCH N P, SURESH V. An optimised human cell culture model for alveolar epithelial transport[J]. PLoS ONE, 2016, 11(10): e0165225. DOI: 10.1371/journal.pone.0165225 |