畜牧兽医学报  2020, Vol. 51 Issue (9): 2227-2237. DOI: 10.11843/j.issn.0366-6964.2020.09.020    PDF    
副猪嗜血杆菌Apd-ELISA抗体检测试剂盒的制备和初步应用
田杨, 刘云宝, 马辉, 潘其聪, 肖静, 陈焕春, 蔡旭旺, 徐晓娟     
华中农业大学动物医学院, 农业微生物学国家重点实验室, 武汉 430070
摘要:旨在对副猪嗜血杆菌(Haemophilus parasuis,HPS)的黏附素蛋白(autotransporter passenger domain,Apd)ELISA抗体检测方法进行参数优化、临界值确定和应用评价,获得性能稳定的副猪嗜血杆菌病抗体检测试剂盒。首先通过猪的免疫攻毒试验获得HPS阴、阳性对照血清,优化Apd-ELISA的反应参数;然后用背景确认的阴、阳性血清确定其临界值,并对封闭液及酶标板的包装方式进行选择;最后用Apd-ELISA试剂盒对临床样品进行检测并与荷兰Biocheck的OppA-ELISA试剂盒进行比较。结果表明,抗原包被质量浓度为0.5 μg·mL-1、被检血清以1:200倍稀释后反应45 min以及二抗稀释度为1:15 000时,Apd-ELISA的反应背景下降,区分度提高。根据背景确认的27份阳性和40份阴性血清的OD630 nm值以及临界值计算公式(S-N)/(P-N),得到Apd-ELISA的阴阳性临界值是0.33。证实用封闭液K封闭和真空包装的酶标板可以在50℃保存4 d(相当于在4℃保存22个月)。用Apd-ELISA试剂盒检测1 179份临床血清,表明母猪、后备和育肥猪以及仔猪的HPS血清阳性率分别为83.76%、61.09%和27.48%。与荷兰的Biocheck试剂盒进行比较,发现Apd-ELISA与Biocheck试剂盒(OppA-ELISA)对HPS临床阴性血清和疫苗免疫血清检测的符合率为100%,对HPS临床阳性血清的符合率仅为4.76%(6/126)。然而,Apd-ELISA与OppA Western blot的阳性符合率可达到73.02%(92/126)。本研究获得了能有效区分HPS阴、阳性血清和稳定保存的Apd-ELISA抗体检测试剂盒,可用于HPS灭活疫苗免疫后的抗体检测和副猪嗜血杆菌病的血清抗体检测。
关键词副猪嗜血杆菌    ELISA试剂盒    抗体检测    临界值    封闭液    
Development and Preliminary Application of Apd-ELISA Kit for Antibody Detection of Haemophilus parasuis
TIAN Yang, LIU Yunbao, MA Hui, PAN Qicong, XIAO Jing, CHEN Huanchun, CAI Xuwang, XU Xiaojuan     
State Key Laboratory of Agricultural Microbiology, College of Veterinary Medicine of Huazhong Agricultural University, Wuhan 430070, China
Abstract: The present study aimed to develop an ELISA for detecting antibodies of Haemophilus parasuis by optimization of reaction conditions, determination of its cutoff value and evaluation of its application with autotransporter passenger domain (Apd) as the coating antigen. Firstly, the porcine sera from immunization and challenge experiments were used as HPS-positive and -negative control sera to optimize the Apd-ELISA reaction parameters and conditions. Next, the cutoff value was determined based on testing of the serum samples with confirmed background, and then the blocking solutions and the packing methods of plates were selected. Finally, Apd-ELISA was used to detect clinical serum samples and then compared with the Biocheck OppA-ELISA kit from Netherland. With the coating antigen at 0.5 μg·mL-1, the tested sera being diluted at 1:200 and incubation for 45 min and HRP-labeled goat anti-pig second antibody being diluted at 1:15 000, Apd-ELISA displayed the improved discriminative capability and the reduced background signal. The cutoff value was determined to be 0.33 by calculation formula (S-N)/(P-N) and the OD630 nm value of the 27 positive porcine sera and 40 negative porcine sera with the confirmed background. The blocking solution K and the vaccum package can preserve ELISA plates for 4 days at 50 ℃ (comparable to 22 months at 4 ℃). Detection of 1 179 clinical sera with Apd-ELISA indicated that the positive rates were 83.76%, 61.09% and 27.48% in sows, fattening pigs and piglets, respectively. Compared with the OppA-ELISA kit from Biocheck (OppA-ELISA), Apd-ELISA showed 100% identity to the results of OppA-ELISA kit in clinically negative sera and experimentally positive sera from the pigs immunized with the inactivated vaccine, but 4.76%(6/126)identity to the results in the sera from clinically positive sera. However, Apd-ELISA displayed 73.02%(92/126)identity to the results of OppA-Western blot in the sera from clinically and experimentally infected pigs. The present study obtained the Apd-ELISA kit that can effectively distinguish HPS-positive and -negative sera and can be stably preserved, which would be applied for antibody monitoring among pigs immunized with HPS-inactivated vaccine and subjected to infection of H. parasuis.
Key words: Haemophilus parasuis    ELISA kit    antibody detection    cutoff value    blocking solutions    

副猪嗜血杆菌(Haemophilus parasuis,HPS)是定植于猪上呼吸道的革兰阴性菌,在猪免疫力低下或受到应激时会引起副猪嗜血杆菌病(又称为格拉瑟病,Glässer’s disease)[1]。副猪嗜血杆菌病可导致猪的多发性浆膜炎、关节炎和脑膜炎以及败血症和死亡,是当前我国养猪业的重要细菌性疾病之一,在断奶仔猪中可引起30%的死亡率[2],但国内尚无ELISA抗体检测试剂盒用于血清学诊断、疫苗免疫后抗体监测及副猪嗜血杆菌病的抗体检测。细菌性病原的抗体检测方法通常难以建立,尤其是HPS有15个血清型和27%的不能分型的菌株[3]。早期的HPS抗体检测方法有补体结合试验、间接血凝试验和ELISA,所使用的抗原成份有细菌超声波破碎后的上清(多糖和蛋白)、热酚水法提取的LPS,但所建立的方法既不稳定,又容易出现假阴性[4-6]。近年来,国内有使用HPS细胞膨胀致死毒素(CdtB),外膜蛋白(Omp2)和寡肽通透酶(OppA)等大肠杆菌表达的蛋白作为诊断抗原建立的ELISA和间接血凝的抗体检测方法[7-10]。国内市场也已有荷兰BioChek公司的HPS ELISA抗体检测试剂盒,以寡肽通透酶(OppA)作为诊断抗原[11-12]。但大肠杆菌有与HPS的CdtB结构和功能相似的同源蛋白(44%氨基酸一致性)[13],胸膜肺炎放线杆菌有与外膜蛋白Omp2同源的蛋白(42%~71%氨基酸一致性)[14]。HPS的OppA在大肠杆菌、伤寒沙门菌、多杀性巴氏杆菌和耶尔森菌都有同源蛋白(55%~57%氨基酸一致性)[15-16]。所以用此类蛋白建立抗体检测方法或试剂盒,有可能会受到其他病原同源蛋白抗体的影响而产生交叉反应。黏附素蛋白(autotransporter passenger domain,Apd)为HPS所特有的一种位于细菌表面的蛋白[17],在HPS的15个血清型菌株和不能分型菌株中都含有该蛋白,而在其他相关猪的细菌性病原中没有同源或类似蛋白[18]。本研究对Apd-ELISA抗体检测方法的反应参数、阴阳性判定标准以及封闭液和包装方式进行优化和选择,进行了1 179份临床血清样品的检测和比较,初步获得了性能稳定、结果判定准确和可稳定保存的HPS ELISA抗体检测试剂盒,该试剂盒可用于HPS灭活疫苗免疫后的抗体检测和副猪嗜血杆菌病的血清检测。

1 材料与方法 1.1 主要试剂

胰蛋白胨大豆琼脂(trypton soy agar, TSA),胰蛋白胨大豆肉汤(trypton soy broth, TSB)购自Difco。新生牛血清(NCS)购自浙江天杭生物科技股份有限公司。烟酰胺腺嘌呤二核苷酸(nicotinamide adenine dinucleotide, NAD)购自上海阿拉丁生化科技股份有限公司。BCA蛋白浓度测定试剂盒购自Biosharp。HRP-羊抗猪IgG购自武汉安特捷生物技术有限公司。HPS灭活疫苗A和B分别购自武汉科前生物股份有限公司(血清4型和5型)和海博莱生物,酶标板稳定剂K和F分别购自武汉科前生物股份有限公司和福因德科技(武汉)有限公司。HPS的OppA-ELISA抗体检测试剂盒购自荷兰Biocheck公司。

1.2 菌株、质粒和Apd和OppA蛋白

HPS血清5型强毒株SH0165为本实验室分离鉴定和保存[19],用于攻毒试验。弱毒株SH0165Δcap(荚膜多糖合成蛋白基因缺失)为本课题组构建[20],用于猪的感染试验。HPS用含有10%胎牛血清和补充20 μg·mL-1 NAD的TSA或者TSB培养。大肠杆菌BL21(DE3)购自北京全式金生物技术有限公司。Apd蛋白原核表达质粒pET-apd由本实验室构建[18]。Apd蛋白的制备,用质粒pET-Apd转化大肠杆菌BL21(DE3),在37 ℃条件下,用0.8 mmol·L-1的IPTG诱导4 h,镍柱亲和层析纯化目的蛋白,BCA试剂盒测定浓度后稀释并包被酶标板[18]。参考HPS SH0165株的序列(NC_011852.1)设计上下游引物5′-GATGCAAACAACCTTTA-3′和5′-CTGCTTAATGATATAAAGGTT -TC-3′,扩增oppA基因构建表达质粒pET-OppA。表达质粒pET-OppA转化大肠杆菌BL21(DE3),在20 ℃条件下,0.2 mmol·L-1的IPTG诱导10 h,镍柱亲和层析纯化目的蛋白,BCA试剂盒测定浓度后用于Western blot检测。

1.3 血清

1.3.1 优化ELISA反应参数的HPS阴阳性对照血清   用HPS菌体ELISA筛选阴性仔猪用于动物试验[18]。免疫和感染2次,间隔两周。第2次接种后2周采血分离血清,采血2 d后用SH0165菌株2×1010CFU进行攻毒。试验一获得的51份血清用于条件优化前后ELISA反应条件的评价(表 1,标注a),其中免疫组攻毒后未发病的12份血清作为HPS阳性血清(表 1,标注b),PBS对照组发病的12份血清作为HPS阴性血清(表 1,标注c)。用HPS菌体ELISA对12份阳性和12份阴性血清进行检测,选择OD630 nm值与所在组别平均值最接近的血清作为HPS的阴阳性对照血清,51#和26#用于反应参数和条件的优化以及临界值公式中n值的确定(表 1,标注b, c)。

表 1 猪的免疫保护试验制备副猪嗜血杆菌阴阳性血清 Table 1 Preparation of H. parasuis-positive and -negative sera by pig immunization and challenge experiments

1.3.2 确定试剂盒临界值的阴阳性血清   试验一有16份血清作为HPS阳性血清(表 1,标注b, d),试验二有11份血清也作为HPS阳性血清(表 1,标注b’, d)。40份HPS阴性血清系用HPS菌体ELISA从330份不同日龄健康猪血清中筛选,其中4份来自哺乳仔猪、23份来自保育猪、13份来自育肥猪。

1.3.3 试剂盒包装条件评价用阴阳性血清   18份阳性血清中的12份阳性血清来自商业疫苗A免疫组(表 1,标注b),6份来自HPS弱毒株感染组(表 1,标注d’);18份阴性血清从临床筛选的40份阴性血清中选取。

1.4 间接ELISA基本反应程序

将抗原用包被液(碳酸盐缓冲液,pH9.6)做适当稀释,100 μL·孔-1加入酶标板4 ℃包被过夜。用洗涤液(含有0.05%Tween-20的PBS)200 μL·孔-1洗涤3次,加封闭液(含5%脱脂乳的洗涤液)200 μL·孔-137 ℃温育2 h,洗涤3次。用样品稀释液(PBS含有0.05% Tween-20,0.5%BSA)稀释被检血清,加100 μL·孔-137 ℃作用1 h,洗涤3次。加稀释后的HPR标记的羊抗猪二抗(ABclonal)100 μL·孔-137 ℃作用30 min,洗涤3次。加底物液四甲基联苯胺(TMB)和30% H2O2各50 μL·孔-1,混匀室温避光显色10 min,加50 μL·孔-1终止液氢氟酸(0.25%),10 min内在酶标仪上测波长630 nm的OD630 nm值。

1.5 封闭液和包装条件的选择

用酶标板稳定剂K、F和5%脱脂乳(M)对包被的ELISA板进行封闭。封闭的酶标板用真空包装(Vacuum)、塑封袋包装(Bag)、不包装(Open)3种包装方式。根据商业封闭剂的使用说明,加封闭液K120 μL·孔-137 ℃孵育2 h;加封闭液F 150 μL·孔-1 37 ℃孵育1 h;加5%脱脂牛奶200 μL·孔-137 ℃孵育2 h。脱脂牛奶封闭后用洗涤液洗3次,封闭液F和K封闭后不洗涤。

1.6 Western blot

纯化的OppA蛋白经SDS-PAGE电泳后转移到硝化纤维素膜上,用含5%脱脂乳的TBST(20 mmol·L-1 Tris-HCl,150 mmol·L-1 NaCl,0.05%Tween20,pH 7.4)室温封闭2 h。用TBST洗涤3次,将转移后的膜在标记的部位切开,每张膜包含蛋白相对分子质量标准和OppA。将126份临床猪血清用含有5%脱脂牛奶的TBST以1:100稀释后室温孵育2 h,抗-His标签的单抗做1:5 000稀释后孵育作为阳性对照。用TBST洗涤3次,在封闭液中加入1:5 000稀释的HRP标记的羊抗猪IgG抗体(ABclonal)室温孵育1 h。用TBST洗涤3次,用Clearity Western ECL底物(Bio-Rad,Hercules,CA,USA)显色,观察结果。

2 结果 2.1 Apd-ELISA反应参数和条件的优化

将Apd蛋白从2 μg·mL-1倍比稀释至0.125 μg·mL-1,酶标二抗稀释为1:5 000、1:10 000、1:15 000、1:20 000后进行方阵滴定。HPS阴阳性对照血清51#和26#进行1:100稀释。结果显示,当抗原包被质量浓度为0.5 μg·mL-1、二抗稀释度为1:15 000时,阳性和阴性血清OD630 nm的P/N值(12.996)最大。固定抗原包被质量浓度为0.5 μg·mL-1和二抗稀释浓度为1:15 000,将阴阳性血清进行1:50、1:100、1:200、1:400倍稀释,37 ℃作用30、45、60、75 min。结果显示,血清以1:200倍稀释、反应时间为45 min时,P/N值(13.505)最大,故待检血清最佳稀释倍数为1:200,最佳反应时间为45 min。

反应参数和条件固定后,对动物试验1中的51份血清进行检测。结果表明,条件优化后阴性对照组的OD630 nm值从0.547±0.439降为0.362±0.332,ELISA反应背景显著降低,商业灭活疫苗A免疫组OD630 nm值从1.438±0.389降为1.188±0.367。可见,条件优化降低了ELISA反应背景和样品OD630 nm值的离散度。灭活疫苗B组在条件优化前后OD630 nm值在阴阳性分布区间都有,这可能与其刺激机体产生Apd抗体水平的不均一有关(图 1)。

A.ELISA反应条件优化前检测;B. ELISA反应条件优化后检测 A. Detection using Apd-ELISA before and after optimization; B. Detection using Apd-ELISA before and after optimization 图 1 ELISA反应条件优化前后检测试验猪血清 Fig. 1 Detection of serum samples from the animal experiment using Apd-ELISA prior to and after optimization
2.2 Apd-ELISA临界值的确定

间接ELISA临界值通常用OD630 nm+ n *s表示,可分3步确定: ①临界值计算公式中的n值;②多份阴性样品的标准差;③实际检测中的阴性对照值[21-22]。首先将HPS阴阳性对照血清(51#和26#)从1:100倍比稀释至1:204 800,每个稀释度做8个重复,测定平均值OD630 nm并计算对应的t[22]。当稀释度为1:12 800时,t=2.571>2.145[t(0.05, 14)],阴阳性血清样品的OD630 nm差异显著(P < 0.05), 当稀释度为1:25 600时,阳性血清的OD630 nm小于阴性血清的OD630 nm,说明该方法已经不能区分阴阳性血清(表 2)。所以,临界值中的n为2.57。然后用Apd-ELISA对40份阴性血清进行检测,其OD630 nm值为0.189±0.118。最后根据临界值=OD630 nm+ n *s可得0.492,即被检血清的OD630 nm≥ 0.492时为阳性,OD630 nm < 0.492时为阴性。

表 2 测定ELISA临界值中标准差倍数 Table 2 Measurement of multiple of standard deviation for the cutoff value of ELISA

为了提高结果判定的准确性,OD630 nm(0.492)没有作为Apd-ELISA试剂盒阳性判定的临界值,而是使用了(S-N)/(P-N)值。其中S(Sample)代表待测样品OD630 nm值,取临界值0.492;N(Negative)代表阴性对照的OD630 nm值,取40份阴性猪血清的OD630 nm值0.189;P(Positive)代表阳性对照的OD630 nm值,取HPS免疫和感染并获得保护的27头猪的平均OD630 nm值1.110。根据公式(S-N)/(P-N)可得(0.492-0.189)/(1.110-0.189),计算获得临界值为0.33。接下来,根据临界值计算公式中P和N的OD630 nm,对组装试剂盒用阴阳性对照血清进行标定,使阴性对照的OD630 nm值在0.10~0.20,阳性对照的OD630 nm为1.10~1.20,保证P与N的差值在1.0左右。检测血清样品后,根据样品OD630 nm值和阴阳性对照血清的OD630 nm值,通过公式(S-N)/(P-N)计算,当(S-N)/(P-N)≥0.33时判定为阳性,(S-N)/(P-N) < 0.33判定为阴性。

2.3 Apd-ELISA试剂盒封闭液和包装方式的选择

确定了Apd-ELISA试剂盒的临界值后,对酶标板的封闭液和包装方式进行了选择。通常认为包被的ELISA酶标板在37 ℃放置1 d相当于在4 ℃放置48 d[24]。在此基础上,根据阿伦尼乌斯公式$\ln k = \frac{{ - Ea}}{{RT}} + C$,计算可求得酶标板在50 ℃放1 d相当于4 ℃存放162 d[25]。作者对3种封闭液和3种包装方式下的酶标板在50 ℃存放4 d进行检测。结果表明,脱脂乳封闭的酶标板保存到第2天,阳性血清OD630 nm值降至临界值以下,而商业化封闭液F和K在第4天时仍然没有下降(图 2A);与此同时,18份阴性血清一直显示低于临界值(图 2B)。对封闭液F和K在抽真空和袋装在50 ℃存放4 d的结果进一步分析,表明封闭液K在抽真空条件下18份阳性血清检测OD630 nm值最高(P>0.05)(图 2C),所以笔者选择封闭液K封闭和抽真空包装。根据阿伦尼乌斯公式计算,使用该条件封闭和保存的酶标板在可以4 ℃存放22个月[25]

A.18份阳性血清在50 ℃存放4 d检测;B. 18份阴性血清在50 ℃存放4 d检测;C.封闭液K和F在抽真空和袋装50 ℃存放4 d检测阳性血清(NS.P>0.05) A. Detection of 18 positive sera stored at 50 ℃ for 4 days; B. Detection of 18 negative sera stored at 50 ℃ for 4 days; C. Detection of 18 positive sera with plates being blocked by commercial blocking solutions K and F and then packaged under vaccum or in bags (NS.P>0.05) 图 2 封闭液(F、K、M)和包装条件(真空、塑封袋和不包装)的比较 Fig. 2 Comparison of the blocking solutions (F, K, M)and package conditions (vaccum, bag and open)
2.4 Apd-ELISA试剂盒的应用和比较

收集2018年我国8个省份14个猪场的猪血清样品1 179份,用Apd-ELISA试剂盒进行了检测。结果显示,不同猪场的母猪Apd-ELISA抗体阳性率在73.5%~100.0%,后备和育肥猪阳性率在40.0%~100.0%,仔猪阳性率在0~75.0%(表 3)。母猪、后备和育肥猪、仔猪的总阳性率依次为83.76%(428/511)、61.09%(168/275)、27.48%(108/393),见表 3

表 3 用Apd-ELISA试剂盒检测1 179份临床血清样品 Table 3 Detection of 1 179 clinical serum samples using Apd-ELISA kit

从上述样品中选取126份Apd-ELISA阳性和29份Apd-ELISA阴性血清,用Biocheck公司的OppA-ELISA试剂盒检测。结果表明,两种方法的阴性符合率为100%(29/29),而阳性符合率为4.76%(6/126), 见表 4。对动物试验获得的27份阳性血清(表 1,标b, b’, d, d)进行检测,灭活疫苗免疫血清与Biocheck试剂盒检测结果的符合率为100%(15/15),而弱毒株ΔcapD感染血清的符合率为8.33%(1/12),见表 4

表 4 Apd-ELISA与Biocheck试剂盒检测182份血清样品 Table 4 Detection of 182 serum samples by using Apd-ELISA and Biocheck kit

为了探索两种方法阳性符合率低的原因,笔者表达了HPS的OppA蛋白,以其作为抗原通过Western blot(WB)对126份Apd-ELISA阳性血清进行了检测。结果表明,母猪血清的符合率为80.28%(57/71),后备和育肥猪的为69.77%(31/40),仔猪的为45.45%(5/11),总阳性率为73.02%(92/126),比Biocheck试剂盒的4.76%(6/126)的符合率显著上升(表 4)。此外,OppA-WB检测15份灭活疫苗免疫血清全部为阳性100%(15/15);12份弱毒株ΔcapD感染血清50%(6/12)为阳性,这也比Biocheck试剂盒8.33%(1/12)的阳性率明显上升(表 4)。

然后测定了Biocheck试剂盒检测阳性的6份临床血清以及动物试验确认阳性的27份血清的效价(表 4e标注)。结果表明,6份临床血清的效价在1:200~1:1 600,27份动物试验血清的效价在1:400~1:3 200(表 5)。用Apd-ELISA检测27份动物试验血清的效价范围基本一致,但Biocheck试剂盒检测15份灭活苗免疫血清全部为阳性,而12份弱毒株ΔcapD感染血清中仅1份为阳性(表 5)。所以笔者推测,有可能是OppA蛋白抗体水平在HPS感染血清和疫苗免疫血清中存在较大差异,而Apd蛋白抗体在两种血清中差异比较小。

表 5 33份Apd-ELISA阳性血清的抗体效价 Table 5 The antibody titer of 33 Apd-ELISA positive sera
3 讨论

对细菌的ELISA抗体检测方法而言,包被抗原的选择至关重要。如果选择与其他相关细菌具有同源性的组分作为抗原,有可能会导致交叉反应。即使选择了细菌特异性组分,但如果其在菌体中的含量(表达量)较低或者免疫原性差,相应方法的敏感性也可能较低。HPS的黏附素蛋白Apd是外膜蛋白,在体外培养和体内感染后都有大量表达[17]。这预示其具有良好的免疫原性。Apd在HPS的15个血清型和不能分型菌株中均存在,而猪的其他相关病原菌(包括大肠杆菌、沙门菌、支气管败血波氏杆菌、多杀性巴氏杆菌)中却没有同源蛋白;虽然猪链球菌中存在低同源性的金属内肽酶(metallo-endopeptidase)(54%同源区和27%氨基酸一致性),但并不与Apd的抗体反应[18]。这保证了Apd-ELISA方法具有较高的特异性。

在建立血清学检测方法时,已知背景的阴阳性血清也是至关重要[23, 26-27]。对血清背景的确认,通常是使用商业化试剂盒或敏感性和特异性更高的血清学方法(比如免疫印迹试验)[28-29]。但这些条件在本研究开展时都不具备,所以笔者通过猪的免疫和感染试验制备了HPS的阴阳性血清。由于HPS是猪上呼吸道的常在菌,国外研究者进行HPS的感染或攻毒试验通常使用SPF猪或未食初乳的剖腹产仔猪[31-32]。鉴于SPF猪或未食初乳的剖腹产仔猪难以获得,笔者使用HPS菌体ELISA对2~3周龄仔猪进行筛选,抗体阴性的同窝仔猪会进行动物试验。事实上,后续试验结果也证实了制备HPS阴阳性标准血清的方法是可行的。

用Biocheck的ELISA试剂盒与Apd-ELISA进行了比较试验,发现126份Apd-ELISA阳性的临床血清中,Biocheck试剂盒仅检出4.76%(6/126)为阳性(表 4)。HPS的CdtB间接ELISA也证实了与Biocheck试剂盒的阳性符合率只有25%(29/116)[8]。HPS在我国健康猪群分离率可达到22.6%,应激或病毒感染通常会导致不同程度的隐性感染而出现抗体阳性[33-34]。所以,笔者认为临床猪血清中HPS的抗体阳性率不可能这么低。正如OppA-WB检测结果所显示的一样,126份血清中有73.02%(92/126)的样品为阳性(表 4)。尽管Biocheck的ELISA试剂盒也是以OppA作为抗原,但其敏感性远不如OppA-WB。一方面由于ELISA敏感性不如WB高,另一方面受试剂盒反应参数和条件的影响。此外,灭活疫苗免疫和弱毒株ΔcapD感染血清的Apd-ELISA效价范围相当(表 5),但Biocheck试剂盒对两类血清的检测结果却不一致。笔者推测,有可能是HPS感染血清中OppA抗体水平低于疫苗免疫血清,导致了OppA-ELISA对疫苗免疫血清的检出率高,而对细菌感染血清的抗体检出率低。当然,也有可能是Apd-ELISA试剂盒存在缺陷和不足。总之,要对Apd-ELISA和OppA-ELISA进行进一步评价,既需要获取多份临床发病血清和疫苗免疫血清样品进行检测并与第3种方法比较,也需要对Apd和OppA在HPS菌体中的表达量和在HPS感染与免疫中的作用进行研究。

4 结论

1) Apd-ELISA反应参数和条件的优化降低了其反应背景,提高了对阴阳性血清的区分度。2) Apd-ELISA试剂盒的阳性判定标准定为(S-N)/(P-N)≥0.33,使用封闭液K和真空密封可使酶标板在50 ℃保存4 d(相当于4 ℃存放22个月)。3) Apd-ELISA与Biocheck(OppA-ELISA)试剂盒检测HPS阴性血清和灭活疫苗免疫血清的符合率为100%(29/29;15/15);检测阳性血清的符合率为4.76%(6/126),但与OppA-WB的阳性符合率可达到73.02%(92/126)。

参考文献
[1] LI J N, WANG S N, LI C Y, et al. Secondary Haemophilus parasuis infection enhances highly pathogenic porcine reproductive and respiratory syndrome virus (HP-PRRSV) infection-mediated inflammatory responses[J]. Vet Microbiol, 2017, 204: 35–42.
[2] 吴学敏, 张志刚, 邹忠爱, 等. 保育猪暴发副猪嗜血杆菌病的诊断及防治[J]. 养猪, 2019(6): 111–112.
WU X M, ZHANG Z G, ZOU Z A, et al. Diagnosis and control of Glässer's desease in suckling pigs[J]. Swine Production, 2019(6): 111–112. (in Chinese)
[3] OLIVEIRA S, PIJOAN C. Haemophilus parasuis:new trends on diagnosis, epidemiology and control[J]. Vet Microbiol, 2004, 99(1): 1–12.
[4] MINIATS O P, SMART N L, EWERT E. Vaccination of gnotobiotic primary specific pathogen-free pigs against Haemophilus parasuis[J]. Can J Vet Res, 1991, 55(1): 33–36.
[5] MINIATS O P, SMART N L, ROSENDAL S. Cross protection among Haemophilus parasuis strains in immunized gnotobiotic pigs[J]. Can J Vet Res, 1991, 55(1): 37–41.
[6] 魏子贡, 蔡旭旺, 金梅林, 等. 副猪嗜血杆菌抗体间接血凝检测方法的建立及应用[J]. 中国兽医科学, 2006, 36(9): 713–718.
WEI Z G, CAI X W, JIN M L, et al. Establishment and application of an indirect hemagglutination assay for detection of antibodies against Haemophilus parasuis[J]. Veterinary Science in China, 2006, 36(9): 713–718. (in Chinese)
[7] CHEN S L, CHU Y F, ZHAO P, et al. Development of a recombinant OppA-based indirect hemagglutination test for the detection of antibodies against Haemophilus parasuis[J]. Acta Trop, 2015, 148: 8–12.
[8] 刘双红, 李大鹏, 徐胜奎, 等. 副猪嗜血杆菌间接ELISA检测方法的建立[J]. 中国预防兽医学报, 2016, 38(7): 576–579.
LIU S H, LI D P, XU S K, et al. Establishment and verification of indirect ELISA for detection of antibodies against Haemophilus parasuis[J]. Chinese Journal of Preventive Veterinary Medicine, 2016, 38(7): 576–579. (in Chinese)
[9] 贾爱卿, 李春玲, 王贵平, 等. 副猪嗜血杆菌OmpP2基因的克隆、表达及间接ELISA抗体检测方法的建立[J]. 中国兽医学报, 2011, 31(9): 1266–1269.
JIA A Q, LI C L, WANG G P, et al. Cloning and expression of Haemoiphilus parasuis ompP2 gene and development of an indirect enzyme-linked immunosorbent assay for detecting antibody against Haemophilus parasuis[J]. Chinese Journal of Veterinary Science, 2011, 31(9): 1266–1269. (in Chinese)
[10] 车勇良, 陈如敬, 江斌, 等. 副猪嗜血杆菌oppA基因的克隆、表达及间接ELISA检测方法的建立[J]. 福建农林大学学报:自然科学版, 2015, 44(3): 282–288.
CHE Y L, CHEN R J, JIANG B, et al. Cloning and expression of oppA gene and development of an indirect enzyme-linked immunosorbent assay for detecting antibody against Haemophilus parasuis[J]. Journal of Fujian Agriculture and Forestry University: Natural Science Edition, 2015, 44(3): 282–288. (in Chinese)
[11] PANTOJA L G, STAMMEN B, MINTON B, et al. Serologic profiling of Haemophilus parasuis-vaccinated sows and their litters using a novel oligopeptide permease A enzyme-linked immunosorbent assay reveals unexpected patterns of serological response and maternal antibody transfer[J]. J Vet Diagn Invest, 2014, 26(1): 125–130.
[12] MACEDO N, OLIVEIRA S, TORREMORELL M, et al. Immune response to oligopeptide permease A (OppA) protein in pigs naturally and experimentally infected with Haemophilus parasuis[J]. Res Vet Sci, 2016, 107: 62–67.
[13] PONS B J, VIGNARD J, MIREY G. Cytolethal distending toxin subunit B:a review of structure-function relationship[J]. Toxins (Basel), 2019, 11(10): 595.
[14] LIAO Y H, DENG J H, ZHANG A D, et al. mmunoproteomic analysis of outer membrane proteins and extracellular proteins of Actinobacillus pleuropneumoniae JL03 serotype 3[J]. BMC Microbiol, 2009, 9: 172.
[15] GOODELL E W, HIGGINS C F. Uptake of cell wall peptides by Salmonella typhimurium and Escherichia coli[J]. J Bacteriol, 1987, 169(8): 3861–3865.
[16] TANABE M, ATKINS H S, HARLAND D N, et al. The ABC transporter protein OppA provides protection against experimental Yersinia pestis infection[J]. Infect Immun, 2006, 74(6): 3687–3691.
[17] PINA-PEDRERO S, OLVERA A, PÉREZ-SIMÉ M, et al. Genomic and antigenic characterization of monomeric autotransporters of Haemophilus parasuis:an ongoing process of reductive evolution[J]. Microbiology, 2012, 158(2): 436–447.
[18] LIU Y B, DU Y J, SONG Y P, et al. Development and application of an antibody detection ELISA for Haemophilus parasuis based on a monomeric autotransporter passenger domain[J]. BMC Vet Res, 2019, 15: 436.
[19] YUE M, YANG F, YANG J, et al. Complete genome sequence of Haemophilus parasuis SH0165[J]. J Bacteriol, 2009, 191(4): 1359–1960.
[20] WANG X R, XU X J, WU Y C, et al. Polysaccharide biosynthesis protein CapD is a novel pathogenicity-associated determinant of Haemophilus parasuis involved in serum-resistance ability[J]. Vet Microbiol, 2013, 164(1-2): 184–189.
[21] LIN H X, ZHOU H, GAO L, et al. Development and application of an indirect ELISA for the detection of antibodies to porcine epidemic diarrhea virus based on a recombinant spike protein[J]. BMC Vet Res, 2018, 14(1): 243.
[22] 吴保成, 荆汝顶. 确定ELISA试验阳性临界值的探讨[J]. 中国动物检疫, 1994, 11(5): 15–16.
WU B C, JING R D. Discussion on the determination of the cutoff value of ELISA[J]. China Animal Health Inspection, 1994, 11(5): 15–16. (in Chinese)
[23] CABÁN-HERNÁNDEZ K, GAUDIER J F, RUIZ-JIMÉNEZ C, et al. Development of two antibody detection enzyme-linked immunosorbent assays for serodiagnosis of human chronic fascioliasis[J]. J Clin Microbiol, 2014, 52(3): 766–772.
[24] 罗丽, 邹莉, 戴路, 等. 尿微量白蛋白ELISA诊断试剂盒稳定剂效果研究[J]. 现代生物学进展, 2010, 10(6): 1170–1172, 1150.
LUO L, ZOU L, DAI L, et al. Effect of stabilizer on microalbuminuria ELISA test kit[J]. Progress in Modern Biomedicine, 2010, 10(6): 1170–1172, 1150. (in Chinese)
[25] 杨梅, 刘君君, 牟晓然, 等. 阿伦尼乌斯方程在体外诊断试剂有效期预测中的应用[J]. 国际检验医学杂志, 2013, 34(12): 1586–1588.
YANG M, LIU J J, MOU X R, et al. Application of Arrhenius equation in the prediction of the validity of in vitro diagnostic reagents[J]. International Journal of Laboratory Medicine, 2013, 34(12): 1586–1588. (in Chinese)
[26] LANGEREIS J D, VAN DER PASCH E S, DE JONGE M I. Serum IgM and C-reactive protein binding to phosphorylcholine of nontypeable Haemophilus influenzae increases complement-mediated killing[J]. Infect Immun, 2019, 87(8): e00299-19.
[27] BRADSHAW G L, THUESON R K, URIONA T J. Improved serodiagnostic performance for lyme disease by use of two recombinant proteins in enzyme-linked immunosorbent assay compared to standardized two-tier testing[J]. J Clin Microbiol, 2017, 55(10): 3046–3056.
[28] KOUIAVSKAIA D, PULIGEDDA R D, DESSAIN S K, et al. Universal ELISA for quantification of D-antigen in inactivated poliovirus vaccines[J]. J Virol Methods, 2020, 276: 113785.
[29] BERTOLOTTI L, MURATORE E, NOGAROL C, et al. Development and validation of an indirect ELISA as a confirmatory test for surveillance of infectious bovine rhinotracheitis in vaccinated herds[J]. BMC Vet Res, 2015, 11: 300.
[30] ZHANG B Z, KU X G, YU X X, et al. Prevalence and antimicrobial susceptibilities of bacterial pathogens in Chinese pig farms from 2013 to 2017[J]. Sci Rep, 2019, 9(1): 9908.
[31] TAKAHASHI K, NAGAI S, YAGIHASHI T, et al. A cross-protection experiment in pigs vaccinated with Haemophilus parasuis serovars 2 and 5 bacterins, and evaluation of a bivalent vaccine under laboratory and field conditions[J]. J Vet Med Sci, 2001, 63(5): 487–491.
[32] BROCKMEIER S L, REGISTER K B, KUEHN J S, et al. Virulence and draft genome sequence overview of multiple strains of the swine pathogen Haemophilus parasuis[J]. PLoS One, 2014, 9(8): e103787.
[33] ZHANG P, ZHANG C Y, AROGON V, et al. Investigation of Haemophilus parasuis from healthy pigs in China[J]. Vet Microbiol, 2019, 231: 40–44.
[34] 张永香. 副猪嗜血杆菌病的流行病学及其综合防控措施[J]. 福建畜牧兽医, 2019, 46(6): 36–37.
ZHANG Y X. Epidemiology and comprehensive control measures of Haemophilus parasuis[J]. Fujian Journal of Animal Husbandary and Veterinary Medicine, 2019, 46(6): 36–37. (in Chinese)