动物体内和体表定植有大量微生物，这些共生微生物彼此之间、微生物与宿主之间通过相互的合作与竞争，形成了动态的、稳定的微生态平衡。在传统研究中，人们主要是在纯培养技术基础上对微生物进行研究，然而自然环境中微生物种类复杂，纯培养技术条件下可培养的种类仅占其1%，这极大地限制了人们在微生物多样性研究中的进展[1]。相关研究表明那些未培养微生物是可以被开发和利用的，未被纯培养的微生物才是微生物群体中的绝大多数[2]。近年来，传统意义上的微生物学和现代信息技术形成交叉，使得人们可以从新的维度对微生物的特性与功能进行研究，其中，与动物样本相关的肠道菌群基因组脱氧核糖核酸(deoxyribo nucleic acid, DNA)测序的通量和准确性的大幅提高，使得宏基因组测序等技术得以广泛应用[2]。尽管这种基于DNA信息分析解读的方法能帮助我们了解特定状态的微生物组成，但仍然限制了以获取活培养物为基础的微生物制药等相关行业的发展。因此微生物培养组学等基于活培养物分离、鉴定和开发的技术显得尤为重要[4]。
近年来，培养组学的发展使得可培养的人体细菌库剧增，人们对宿主-细菌之间相互作用关系的认知进一步加深。培养组学在动物医学中的应用使可培养的细菌大量增加，在临床致病菌分离鉴定中发现了新的分类群，且减少了在宏基因组学研究中的尚未明确分配的操作分类单元(operational taxonomic units, OTUs)。本篇综述在介绍培养组学研究方法的同时，重点介绍培养组学新技术在动物医学领域的应用现状，并展望其未来的发展趋势。
1 微生物菌群培养组学的发展与研究方法培养技术是传统微生物学研究的重要方法，但由于技术和条件的限制，绝大多数微生物无法在体外进行人工培养，难以分离到新的菌株，作为补充，宏基因组学在鉴定新微生物的过程中发挥了巨大作用。宏基因组学最早是由Handlesman提出的，是指特定环境下全部微生物基因组的总和。宏基因组学以环境样本中的总DNA作为研究对象，通过构建宏基因组文库，加以克隆、异源表达等步骤来筛选有用基因及其产物，继而分析在复杂环境中的微生物多样性及种群结构、代谢活动等，可用于鉴定新的生物活性物质、筛选医药、开发新型酶[1]。但是宏基因组学也存在许多局限，首先由于测序读长较短，物种间的鉴别难度较大，使得菌种的精确分类变得困难；其次在宏基因组学分析中，分析工具亟待进一步优化以缩短工作时间，并应尽量减少存在于不同实验室之间分类分配方面的异质性；此外，宏基因组学因其“深度偏差”(depth biases)缺陷，对低密度菌群(≤105CFU·mL-1)并不敏感，难以体现低密度菌群的分类学特征[5]。相关研究表明，肠道菌群种类多样性远超于宏基因组学预测范围[6]，且宏基因组学受多种变量干扰，不同的培养方式、DNA提取方法、信息分析软件差异都会对测序结果产生影响[7]；宏基因组学测序得到的DNA片段里也有相当一部分难以识别和归类(即未分配OTUs)。综合以上原因，基于传统培养方法，结合高通量快速鉴定方法的培养组学(culturomics)逐渐建立。培养组学是一种利用多种条件对微生物进行纯培养的方法，其通过模拟微生物生长的自然条件使微生物区系在体外得以重建，再利用基质辅助激光解析电离飞行时间质谱法(MALDI-TOF-MS)和16S核糖体RNA(rRNA)测序对体外重建的细菌进行鉴定[8-9]。Lagier等[6]使用培养技术来证明使用培养组学在研究肠道微生物区系方面的效果不亚于焦磷酸测序。Angelakis等[10]通过一系列研究，认为通过结合宏基因组学与培养组学方法，可以比较完整地分类未知物种。事实上，初步研究发现，这两种方法的检测重复率为15%，以宏基因组学和培养组学方法研究属和种水平上的微生物区系都能观察到明显的互补性[10]。关于宏基因组学和培养组学的优缺点比较见表 1。
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表 1 宏基因组学和培养组学的优缺点比较 Table 1 Comparison of the advantages and disadvantages between metagenomics and culturomics |
培养组学首先需要对样本进行多重条件的培养，目的在于抑制多数有生长优势的微生物，并促进低浓度微生物的生长，再利用适当的条件对特定的分类群进行培养，其显著优势是使用基于细菌表面蛋白分子量检测的MALDI-TOF-MS技术对微生物进行高通量快速鉴定。如果质谱法未能鉴定成功，则需对样本进行细菌核糖体(16S rRNA)基因序列分析，即分析比较细菌rRNA序列的相关性以确定细菌种系的发生关系，若测序结果与最新的参考菌株相似匹配度低于98.65%，该样本分离株可能是一个新物种[11]。将得到的疑似新物种进行全基因组测序，最后，用分类基因组学描述或命名新分离的细菌，将从MALDI-TOF质谱和基因组测序得到的数据以统一格式上传至相应数据库，包括GenBank 16S rRNA登录号和菌株数等信息，以便于快速共享培养组学发现的新物种信息。培养组学的工作流程如图 1所示。
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图 1 培养组学研究技术路线 Fig. 1 The technical route of culturomics |
由于有不同的生长特性，一些对营养要求比较高的微生物只有在含稀有元素、特定的营养配比和适当的培养环境中才能被成功培养。培养组学首要的是提供多种培养条件，以筛选动物体内挑剔细菌的最佳生长条件。以专性厌氧菌为例，为满足其生长条件，需要提供特定的设备和专门的试剂，包括含有多种补充剂(碳源、大量元素、金属和一些生长因子)的复杂培养基。此外，为能在缺氧条件下培养细菌，已经设计出大量厌氧系统如厌氧罐、厌氧室和加斯帕系统等[12]。最后是选择和鉴定由于低阈值浓度(少于105CFU·mL-1)而没有被焦磷酸测序检测到的少数细菌群体。通过向培养基中添加抗生素[13]和其他抑制剂[14]、主动或被动过滤细菌[15]、对粪便样本进行热休克[16]、加入噬菌体[17]等方法可以抑制培养基中生长旺盛的菌种。还可以通过使用血培养瓶[11]，添加粪便提取物[18]，添加抗坏血酸[11]、瘤胃液[19]、脂质[20]等来富集生长贫瘠的菌种。
2 培养组学在反刍动物瘤胃微生物研究中的应用反刍动物出生之际，其消化道中不含细菌等微生物。随着不断与外界环境接触，其机体内微生物区系得以建立，且瘤胃环境内的微生物种类和数量最多，其中细菌占据主导地位，除此之外还有原虫、厌氧真菌等[21]。反刍动物的消化主要依赖于瘤胃环境中的微生物群，其对反刍动物的生产性能具有重要的影响作用[22]。有研究表明，瘤胃内容物的细菌总密度为1010~1011 CFU·g-1，其中纤毛虫含量为104~106个·g-1，真菌密度为102~104 CFU·g-1[22-23]。瘤胃微生物的组成结构、特定微生物组的质量和数量可以影响动物的能量吸收效率[24]，生产上可以通过改变日粮组分以改变瘤胃微生物组成来影响宿主动物，从而影响其生理功能[25]。微生物培养组学的诞生，极大地推进了反刍动物瘤胃微生物的研究进展，大量未知的瘤胃微生物可以通过已确定和未确定的厌氧培养基(含瘤胃液)进行培养，相关的基于微生物区系体外重建和高通量测序的研究也促进了反刍动物瘤胃微生物培养组学的发展。
2.1 瘤胃微生物纯培养技术Hungate滚管技术以及手套厌氧培养箱已广泛应用于厌氧微生物的分离培养[23]。由于不同的微生物对生长环境和特殊偏好营养物的需求各异，研究者可据此设计不同的培养方案对其进行筛选、分离、鉴定、纯培养。培养和筛选过程中，可以通过调整生长环境参数(如培养基酸碱度、营养因子等)抑制杂菌生长，从而减少杂菌对目标微生物增殖的影响。主要的操作方法为在厌氧室内取部分瘤胃内容物样品，厌氧环境：50 mL·L-1H2、200 mL·L-1CO2、750 mL·L-1N2。采用0.22 μm滤膜过滤后的1×厌氧磷酸盐缓冲液，以10倍稀释法将样品从原液稀释至10-6浓度。每块培养基分别接种100 μL不同浓度的样品混合液，在厌氧室内39 ℃培养3 d。作为空白对照，每种培养基类型取2个培养基，不进行接种，与其他培养基一起孵育。此外，取适量用于稀释瘤胃样品的缓冲液，接种至培养基作参照。上述培养结束后，取1 mL无菌无氧的8.5 g·L-1NaCl溶液均匀刮洗平板，用吸管收集该平板上所有的微生物，以备后续鉴定[26]。以现有的微生物培养方法为基础，不断地改进培养设备，综合并优化各项培养条件/方式，可以更好地对目标微生物进行体外纯培养。
2.2 细菌鉴定技术研究16S rRNA扩增和测序技术为描述新的细菌种类和分离培养细菌提供了便利，提高了细菌鉴定的效率[27]。rDNA分子测序分析技术是微生物群种属研究上应用较成熟的方法。由于16S rRNA基因由9个高变区组成[10]，对细菌进行种属鉴定时常选择的鉴定区域为16S rDNA的V3、V4区[28]，在细菌的科、属、种鉴定以及进化分析中常用的核糖体数据库有Silva、Green-Gene和Ribosomal Database Project(RDP)等[29]。尽管原核生物16S rRNA基因序列分析技术广泛应用于细菌菌种的分类鉴定，但是其经济成本和时间成本较高，限制了该技术在培养组学中的应用。2009年，首次有报道称MALDI-TOF-MS作为一种新的病原微生物快速诊断方法，可满足临床上对微生物“属”和“种”的两级精确鉴定的需要[30]，该方法具有快速、工作程序简单、灵敏度高、分辨率高的优点，通过检索特征性质质谱峰数据库或与已知微生物的质谱峰比较可以实现对微生物的快速鉴定[31]。MALDI-TOF-MS在培养组学中的创新应用使广大研究者探索复杂的菌群环境成为可能。
2.3 培养基类型、样品稀释度和系统发育与瘤胃微生物可培性的关系目前，反刍动物瘤胃微生物培养组学中亟待解决的难题是有关影响培养因素的研究，以及如何增强未知微生物可培育性。2018年，Zehavi等[26]研究显示，多因素性状决定了瘤胃微生物的可培育性。培养基类型、样品稀释度均会影响瘤胃微生物在凝胶平板上的丰度，且后者的影响作用更甚。另外，瘤胃环境中OTUs丰度与可培养性呈正相关。瘤胃的复杂性和功能谱系超出了当前人们预期，但是其中一部分稀有的微生物中可以在纯培养中进行研究，这使人们得以更深入地了解瘤胃生态系统及其功能。
反刍动物瘤胃微生物群的培养是瘤胃微生物培养组学研究的重要内容之一。随着瘤胃微生态系统研究技术的进一步发展，反刍动物消化系统微生物功能得以深入研究。计算机科学与自然生命科学的交叉融合，使得组学技术在诠释瘤胃微生物的组成功能及代谢特征中作用凸显，尤其是在瘤胃微生物资源研究中，培养组学的重要性不言而喻。在瘤胃微生物培养组学研究中找出该系统生境中可被培养的部分以及各种影响其可培性的因素十分重要。采集样品的稀释度与实验过程中使用的各种类型的培养基都会影响瘤胃微生物的可培性，说明在体外重建瘤胃微生物系统仍需要大量细致的培养条件试验和探索。研究人员通过培养组学发现瘤胃微生物的复杂性及其功能谱系远超预期。因此，通过对瘤胃微生物区系进行体外重建，以深入了解其生态/生物功能，对开发应用瘤胃微生物资源具有重要意义。
3 培养组学在禽类盲肠中的研究进展尽管包括家禽在内的有关动物的肠道微生物区系的信息不断增加[32]，但目前肠道微生物区系的大多数数据仍然集中于人类[33]。在复杂、动态的动物肠道微生物群落大家族里，细菌占据主导地位[34]，肠道菌群极大地影响着机体健康稳态，禽类的肠道菌群主要是厚壁菌门(Firmicutes)和拟杆菌门(Bacteroidetes)[35]，这一点与哺乳动物类似。此外，其肠道菌群在嗉囊、肌胃、十二指肠、空肠、回肠、盲肠和直肠等肠道主要区段的分布不完全相同[36]。研究显示，盲肠是禽类胃肠道中细菌数量和种类最多的部位，鸡的盲肠内容物中细菌载量密度约为1010~1011 CFU·g-1[37]。鸡的一生中，盲肠菌群在不断地演替和置换[38]。禽肠道微生物菌群对宿主健康和生产性能具有重要的生理学意义[39]。在任何特定的环境中，饮食、遗传因素和人类的影响都可以影响胃肠道中的细菌群落[40]。分析动物的微生物区系组成获得了越来越多的关注，因为这能够预测具体群落的组成结构和相关的代谢物，继而从根本上影响宿主生理的各个方面[41]。近年来，基于高通量测序的宏基因组学方法，对动物的肠道微生物区系的组成分析取得了快速进展。然而，为能从机理层面详细了解肠道微生物与其宿主和/或自然生态系统中的其他细菌的相互作用，则需要分离和培养肠道微生物区系的单个成员(菌种)[42]。培养组学通过使用多种培养条件模拟肠道环境，并利用MALDI-TOF-MS和16S rRNA扩增测序鉴定所培养的微生物区系，可以对禽类肠道的微生物群进行体外重建和种群功能研究。此外，微生物培养组学可以使人们了解不同禽类盲肠微生物区系的差异以及人类活动对盲肠微生物区系的影响。
3.1 盲肠微生物区系体外重建与MALDI-TOF-MS快速鉴定为能最大限度地检测细菌多样性，需要采用不同的培养条件和方法进行微生物区系培养。首先针对菌群进行细化分析，拟定50~70个培养条件，并不断调整条件尽可能使所有细菌都能生长。使用含有血液和瘤胃液的液体培养基增菌培养，将所有试剂放置在厌氧柜(其中气体环境由170 mL·L-1CO2、800 mL·L-1N2和29.9 mL·L-1H2组成)中24 h，以满足厌氧培养条件。然后，在固体培养基中进行有氧和厌氧继代培养，进一步确定10~20个最佳培养条件[43]。
MALDI-TOF-MS用于菌落鉴定的判断标准主要依赖待检测菌株与数据库标准菌株质谱图的匹配度，用匹配得分表示，若匹配得分小于0，并显示红色，提示数据库内无匹配的标准菌株质谱图；若匹配得分为0~1.699并显示红色，表明待测菌株与标准质谱图有较大差异，可以判定不是同一种细菌；若匹配值为1.700~1.999并显示黄色，表明待测菌株与标准质谱图存在一定差异，系统无法提供可靠的鉴定结果，需要再次鉴定；若匹配值>2.000并显示绿色，表明待测细菌与标准菌株质谱图十分类似，可以确定为同一种细菌[44]。
3.2 基于16S rRNA基因的靶向扩增序列测定研究禽类盲肠微生物群组成和功能通过对禽类盲肠微生物区系进行16S rRNA基因的靶向扩增序列测定，可以实现对微生物群落的深入表征和不同微生物的相对丰度的量化。这种方法在其他领域已经使用了几年，但直到2011年首次报道基于此方法的有关鸡的胃肠道微生物区系表征的研究成果[45]。16S rRNA基因由9个高变区组成[10]，迄今为止，对鸡肠道的微生物研究已经涵盖了V1-V3、V3-V4、V4-V5、V1、V3或V4区域[46]，一般采用Roche454测序技术，近年发展有Illumina MiSeq、HiSeq和Ion PGM等测序系统[17]。所生成序列的生物信息处理可以通过采用诸如QIIME[11]和Mothur[18]的开源平台来实现，这些平台依赖于诸如GreenGenes、核糖体数据库项目(RDP)等公共数据库对物种进行分类。由于禽类每个胃肠道区段的微生物均具有复杂的多样性，故它们通常被作为独立的生态系统来研究。然而，肠道的不同部分，相互间仍紧密联系，不同区段的胃肠道细菌群落组成同样存在相互的影响[47]。此外，由于研究过程中DNA提取方案、16S rRNA测序基因区的选择和微生物群落特征方面的差异，不同研究之间差异较大，这使得相互参照或借鉴研究方案存在一定困难。
3.3 禽类肠道管腔和黏膜微生物群的研究偏向以前对禽类肠道的研究主要集中在管腔样本上，而忽略了主要由黏蛋白和多糖组成的黏膜，这些黏膜促进了不同微生物群体的定植。在人、小鼠、猕猴、猪和牛身上进行的研究表明，管腔和黏膜相关的微生物区系结构之间存在差异[48-49]。与腔内营养物质持续流动不同，黏膜结构更稳定，营养更平衡，这可能影响某些细菌种类选择定植区域[50]。最近对管腔和黏膜相关微生物的比较显示，肉鸡的回肠和盲肠黏膜中的微生物群落更为丰富[51]。研究胃肠道不同部分管腔和黏膜细菌群落之间的差异，可以更好地弄清宿主与微生物之间相互作用。传统体外培养和基于16S rRNA基因序列测序仍是目前研究禽类肠道微生物菌群的主要方法[52]，利用多学科跨领域合作的组学技术可以使我们深入了解动物机体微生物种群之间、微生物与宿主之间生理相互作用与生态演化关系，进而探讨禽类肠道微生物菌群的功能和意义以预防和治疗某种特定疾病[53]。
在动物生产研究中，人们越来越关注动物体内微生物区系的特征[54]。大多数对家禽微生物区系的研究都集中在对胃肠道(gastrointestinal tract, GIT)样本进行独立培养的分析[55]，虽然应用独立培养分析可对群落进行有效分类，但存在分辨率较低和无法系统阐明细菌基因组学和功能的问题。但是，通过培养组学，选择最佳培养条件和新型方案(高通量快速检测微生物菌落，特定微生物如变形杆菌的培养)可以使我们深入认识不同养殖模式下的家禽的盲肠微生物区系的差异，明确人类活动等外界环境对家禽盲肠微生物区系的影响，不仅在一定程度上支持培养独立性研究的结果，还可以为下一步的全基因组和功能分析提供细菌单克隆样本，故具有广阔的应用价值。
4 培养组学在猪鼻腔微生物区系研究中的应用当前动物微生物群的研究对象大都集中于肠道或粪便，但其他部位也有重要的微生物群，如鼻腔[56]。以猪为例，目前，对猪鼻微生物群的研究还很有限，相关的培养研究主要集中在特定的病原体上，鼻腔内共生微生物区系可能与这些病原体相互作用，以抑制或增强其定植和携带。已经有一些关于猪扁桃体组织微生物区系的研究显示，在18~20周龄的猪鼻腔中，变形杆菌门细菌占主导地位，厚壁菌门和梭杆菌门细菌相对常见，其他门少量存在[57]。扁桃体和鼻部的微生物群很可能是相似的[57]。
虽然研究有限，但鼻腔微生物区系十分重要，实际上，猪的健康状态同其鼻腔内的带菌状态密切相关。其中，一个潜在的重要领域是耐甲氧西林金黄色葡萄球菌(methicillin-resistant Staphylococcus aureus, MRSA)的定植。自2005年以来，MRSA已成为影响猪产业的一个重要病原。MRSA不但引起猪的疾病，它还可以威胁人类健康。据报道，国际上猪的MRSA携带率很高[58]，在一些国家，接触携带病原体的猪是人感染MRSA的主要原因[59]。虽然农场中MRSA的存在率可能非常高，但并不是所有暴露于MRSA的猪都会被感染，原因尚不清楚，但一种可能性是内源性鼻部微生物区系的保护作用，这可能是一种潜在的MRSA控制干预方法，提示我们可以通过改变鼻部微生物区系来降低MRSA携带的可能性。先前的研究表明，牲畜相关的耐甲氧西林金黄色葡萄球菌(livestock associated -MRSA，LA-MRSA)仅在人和猪体内定居，近年来，有文献指出LA-MRSA还在健康伴侣动物和马体内定居，这表明LA-MRSA已经开始向其他动物传播[60-62]。人与动物之间的耐甲氧西林金黄色葡萄球菌的交换影响着耐甲氧西林金黄色葡萄球菌的流行病学，并对全世界各个国家和地区的耐甲氧西林金黄色葡萄球菌定植和感染的防控造成了巨大负担[63]。以前的研究主要借助于分子学方法，包括宏基因组学研究，以阐明猪鼻微生物区系的组成。除了灵敏度较低外，这些方法仍未能对迄今未知的细菌类群进行进一步的功能代谢表征分析。为了获得定植于猪鼻内和猪口鼻上的活的、已知的和未知的细菌种类的相关数据，Schlattmann等[64]使用培养组学方法进行研究。尽管这种方法也存在局限，即不能检测在运输过程中死亡的微生物，也检测不了不能在特殊设计的培养基上生长的微生物，但可以建立一个包含猪鼻腔微生物群可培养部分菌株的生物库。这样，既可以有效地描述新的分类群，也可以对产生的分离株进行综合鉴定，为今后的相关研究提供依据和基础数据。
4.1 对猪鼻腔微生物群可培养菌株的体外重建以及细菌鉴定技术采集健康猪的鼻腔和鼻部表面的拭子样本，将拭子在9 g·L-1盐水中混匀，并制备1:10、1:100和1:1 000稀释液。向含5 g·L-1绵羊血的哥伦比亚琼脂平板、巧克力琼脂平板、哥伦比亚CAP琼脂平板和麦康凯琼脂平板中分别接种各个稀释液100 μL，有氧培养24 h(巧克力琼脂，50 mL·L-1 CO2)。Schaedler琼脂平板、添加卡那霉素/万古霉素的Schaedler琼脂平板、巧克力琼脂和哥伦比亚CAP琼脂平板分别接种等量的样品进行厌氧培养，分别培养48 h后取单个菌落[64]。首先用MALDI-TOF-MS进行初步分类鉴定，当鉴定得分>2.0分可以视为对菌株在种的水平上精确鉴定，随后对未能通过质谱鉴定的细菌，使用16S rRNA进行下一步鉴定。当分离株与NCBI和RDP数据库中系统发育最接近的模式种的序列相似性 < 98.7%时，则被认为代表该属内新种；当分离株与NCBI和RDP数据库中系统发育最接近的模式种的序列相似性 < 95%时，被认为该科内新属[65]。
4.2 不同研究方法阐述猪鼻微生物区系结果的差异Schlattmann等[64]使用定性的、广泛的培养组学，通过MALDI-TOF MS和16S rRNA基因测序，共培养出314个微生物种，并对其进行了鉴定，还根据常用的16S rRNA相似性阈值分离了51个迄今未描述的细菌分类群。在这365种微生物中，有147种(40.2%)属于硬壁菌门，112种(30.7%)属于变形菌门，89种(24.4%)属于放线菌门，16种(4.4%)属于类杆菌门，1种(0.3%)属于梭杆菌门。猪鼻微生物区系多样性很高，365个细菌类群中有183个(50.1%)类群只能从所有样品中分离到1次，几乎每个样本可以鉴定出13~50个分类群。此外，关于样本相似性的一个突出因素主要是个体本身，即同一个体的鼻腔和鼻部表面的拭子样本总体上相似[64]。
Lowe等[57]运用高通量条码454-FLX焦磷酸测序技术，对猪扁桃体微生物群落的组成和结构进行深入表征分析，并定义健康猪扁桃体中的核心微生物组。他发现在所有被检查的动物中都有巴氏杆菌科，故将扁桃体的核心微生物群定义为以巴氏杆菌科为主。这与使用培养组学研究猪鼻腔微生物区系的结果有所不同，通过培养组学发现到的巴氏杆菌科数量少得多。此外，通过培养组学未能分离到放线杆菌属、碱性链球菌、消化链球菌，仅发现少量韦洛氏菌，而这些细菌可以通过焦磷酸测序被大量检测到。这些差异可能源于多种原因，如采样地点不同、检测方法差异和是否经过抗生素治疗等。
Weese等[66]用16S rRNA基因扩增和测序描述适屠宰年龄猪的鼻部微生物区系，以评估养殖场管理对鼻部微生物区系的影响，并初步评估微生物区系MRSA携带的影响。该研究中集中的优势门也是变形杆菌，但他们报告了与培养组学发现的不同的优势属：摩拉菌、冷杆菌和假单胞菌占相对丰度的71.4%。通过培养组学不仅可以分离到这些属的细菌，还能分离到不动杆菌属和气球菌属(占上述Weese研究报告的相对丰度的4.8%和1.8%)。这表明通过培养学也可以检测到一定的流行率。此外，Weese的研究报告了与Schlattmann相似的一个发现，即乳球菌定植与MRSA分离呈负相关，但是Schlattmann等[64]使用的培养组学方法不能证实Weese的结论：葡萄球菌是MRSA阴性猪的指示性OTU，因为使用培养组学几乎在所有的个体和样本中都发现了葡萄球菌。
Strube等[67]对猪鼻微生物群进行的最新研究，与上述两项研究相比显示出一些不同。他们使用分子工具(16S rRNA基因扩增和测序、tuf基因方法分析)确定健康猪的核心微生物区系。Strube等与Schlattmann的发现相似之处：在所有鼻腔样本中都发现了不同丰度的罗氏菌、链球菌、气球菌和葡萄球菌。在用tuf基因方法分析的所有样本中，葡萄球菌属均以马胃葡萄球菌为主，而在培养组学方法中，分离到最多的葡萄球菌则是表皮葡萄球菌和溶血性链球菌。Strube等[67]认为，链球菌“与葡萄球菌和耐甲氧西林金黄色葡萄球菌呈负相关”，这一点与Schlattmann等[64]使用培养组学方法得出的结果相反：MRSA的分离与猪链球菌和副葡萄球菌呈正相关。这可能是由于这两种完全相反的技术偏差，因此需要将培养组学和分子鉴定方法结合来研究微生物区系的组成和内部的相互作用[68]。也有可能，在链球菌的一些属中，出现了一些物种对金黄色葡萄球菌的定植表现出协同或拮抗作用。
在畜牧业的集约化养殖过程中，普遍使用多种抗菌药物以防治疾病，导致动物体内的病原菌耐药性越来越强，并且不断有多重耐药菌株出现，甚至有的分离株对一些新型抗生素也有抵抗作用[69]。细菌的耐药性不仅可以在动物之间传递，也可以通过食源性动物在动物与人之间传递[70]，这使人们在面对许多细菌性疾病时显得束手无策，严重影响人类的身体健康。为了更加有效地治疗细菌性疾病，减少抗生素耐药菌，需要研究新的方法，行之有效的方法是对机体内微生物区系的调查。对猪鼻腔微生物进行培养组学研究，通过大量培养工作建立一个包含猪鼻腔微生物群可培养部分菌株的生物数据库，可以揭示微生物彼此之间的相关性，研究这些微生物群落彼此之间的协同作用或者拮抗作用，并进一步对细菌类群进行功能代谢表征分析以改善在养殖场中家畜携带LA-MRSA及其他病原微生物的情况。
5 培养组学在动物医学中的应用与未来展望微生物群落与动物胃肠道及鼻腔的相关性分析表明，大部分微生物多样性未被阐明，利用培养组学方法研究其相关性，可以揭示微生物彼此之间以及宿主动物与微生物之间的相互作用，可以更好地了解微生物群落结构和功能如何影响宿主的健康或疾病。
细菌细胞是构成微生态系统的基础单元，想要了解特定微生物在宿主健康中的影响作用，对其进行纯培养是关键一步。虽然宏基因组学技术极大地推动了人类及动物微生物群的研究进展，但它难以区分同一种内的不同菌株，无法辨别菌株是否有生理活性，也不能为后续研究工作提供生物材料。因此，纯培养的作用仍不可或缺，需通过大规模培养去发现新的菌群或分类群，进而了解微生物对宿主健康和疾病的作用。
通过培养组学发现、鉴定稀有细菌和少数群体细菌，不但可以使动物相关细菌库得以扩展，这些扩展的细菌基因组数据也能丰富高通量宏基因组学研究物种分类的序列数据库。通过精确识别，使微生物的暗物质(即宏基因组学研究中未指定的序列)得以阐明。同时，应及时更新微生物鉴定的MALDI-TOF-MS数据库，从而进一步从检测样本中发现新的分类群，形成良性循环。此外，在一个菌株的筛选过程中，所有在培养组学研究中得到的菌株资源大大增加了后续试验(体外和体内)可选菌株的范围，这些新发现的菌株也有作为益生菌的潜力，可进一步探究“细菌疗法”对动物疾病的作用。
总的来说，除了培养组学此前的贡献外，培养组学以及其他微生物体外纯化培养的方法都将促进兽医微生物研究领域的扩展进程，这些研究带来的应用价值十分深远。首先，可以校正动物胃肠道和鼻腔微生物群落组成。动物的胃肠道、鼻腔内菌群组成的变化与疾病息息相关，培养组学可在“细菌疗法”的发展中起到重要作用，可能改善动物机体因微生物群落改变导致的疾病。其次，培养组学对新型抗菌药物的研发具有很大的推动作用。细菌是广泛用于治疗动物感染的几类抗菌药物的主要来源，培养组学的发展势必使细菌库不断扩容，在不断发现新种类细菌的过程中，极有可能发现新的抗菌药物。最后，新发现的动物肠道菌群落的成员可能分泌某些能抑制病原菌的细菌毒素(由细菌产生并能抑制密切相关物种生长的蛋白质或肽毒素)，同样具有抗菌应用潜力。因此，微生物培养组学通过筛选未鉴定的分类群和每个不同物种的多个菌株，在明确微生物区系的同时，所发现的某些菌株有可能成为新型抗生素的来源。
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