2. 西南民族大学 青藏高原动物遗传资源保护与利用教育部/四川省重点实验室, 成都 610041;
3. 沈阳农业大学畜牧兽医学院, 沈阳 110866
, WANG Yong2, XU Qing1,2, BAI Wenlin3, WANG Jianglin1,2, ZHU Jiangjiang2, LIN Yaqiu1,2
2. Key Laboratory of Ministry of Education/Sichuan Province for Qinghai-Tibetan Plateau Animal Genetic Resource Reservation and Exploitation, Southwest Minzu University, Chengdu 610041, China;
3. Institute of Animal Husbandry and Veterinary Medicine, Shenyang Agricultural University, Shenyang 110866, China
肉质性状(比如肉的嫩度、风味与多汁性)会受动物脂肪沉积程度的影响[1]，因此近年来，动物脂肪沉积关键基因的功能研究逐渐受到畜牧工作者的重视。动物发育早期，脂肪沉积主要由脂肪细胞的形成和分化引起。研究表明，转录因子在高度组织和精确调控的脂肪细胞分化过程中起着关键作用[2]。DNA结合结构域、负责核定位的信号肽序列和转录调控域这3个结构域是转录因子所应具有的[3]。Kruppel样转录因子(Kruppel-like factors，KLFs)作为常见于真核生物的基础转录因子，羧基端含有高度保守的DNA结合结构域是其主要的结构特征，该结构域由3个连续的锌指模体组成[4]。锌指结构域通过特异结合启动子序列中GC-box、GT-box(也称为CACCC)等结合元件，对基因调控起重要的作用[5]。
Kruppel样转录因子2(Kruppel-like transcription factor 2，KLF2)于1995年在小鼠中被首次分离，因其在肺部表达丰富，故又称KLF2为肺脏Kruppel样转录因子(lung Kruppel-like transcription factor，LKLF)[6]。Wu等[7]研究发现，KLF2亦在脂肪组织中高表达，但仅仅在小鼠前体脂肪细胞中表达，在成熟脂肪细胞中不表达，并且研究还表明，KLF2通过抑制过氧化物酶体增殖物激活受体γ(peroxisome proliferator activated receptor γ，PPARγ)在转录水平的表达来抑制小鼠前体脂肪细胞的分化[8]。林森等[9]研究发现，KLF2 mRNA的表达水平与牦牛背最长肌IMF含量呈正相关，推测其可能为牦牛肉质性状的候选基因。本实验室前期研究表明，KLF4具有抑制山羊肌内前体脂肪细胞分化的作用，且在这个过程中KLF2也发生了显著的变化[10]，推测该基因可能参与山羊肌内脂肪细胞分化。
因此，本研究利用RT-PCR方法克隆山羊KLF2基因的锌指结构域，利用荧光定量PCR(real-time quantitative PCR，qPCR)方法检测其在不同组织和不同诱导分化阶段山羊肌内脂肪细胞中的表达模式[11]，构建其组织及细胞时序表达谱；利用油红O染色从形态学观察干扰KLF2对山羊肌内前体脂肪细胞分化的影响，利用qPCR检测成脂分化标志基因和KLFs的表达变化，拟初步阐明KLF2的调控途径。研究结果为进一步阐明KLF家族网络调控山羊肌内脂肪细胞分化的分子机制提供了重要的数据支持。
1 材料与方法 1.1 试验材料 1.1.1 试验样品的采集以1周岁左右的健康简州大耳羊(n=5)作为试验动物，购自四川省简阳市大哥大牧业有限公司，心、肝、脾、肺、肾、背最长肌、股二头肌、臂三头肌、皮下脂肪和腹间脂肪等组织于早晨屠宰后快速采集并置于液氮内保存。原代肌内前体脂肪细胞由实验室前期分离得到并冻存于液氮罐内备用。
1.1.2 主要试剂Trizol与SYBR® Premix Ex TaqTM (2×)购自TaKaRa公司；Revert Aid First Strand cDNA Synthesis Kit、Opti-MEM、Lipofectamine® RNAIMAX Reagent购自Thermo公司；油酸、DEPC购自Sigma公司；胰蛋白酶、PBS和DEME/F12培养基购自GE公司；血清购自Gemini公司；国产乙醇、氯仿等试剂。
1.2 试验方法 1.2.1 山羊KLF2基因锌指结构域克隆及同源性比对根据GenBank上牛KLF2基因(Bos taurus, XM_001787366)的保守序列，利用软件设计预测长度为454 bp的特异性引物(Primer Premier 5.0，表 1)。PCR反应体系：12.5 μL的2×High-Fidelity Master Mix，上下游引物(10 μmol·L-1)各1 μL，1 μL的肺cDNA (50 ng·μL-1)，9.5 μL的ddH2O。PCR反应程序：98 ℃预变性2 min；98 ℃变性10 s，57 ℃退火15 s，72 ℃延伸40 s，35个循环；72 ℃延伸5 min，12 ℃保存。按照离心柱型DNA纯化回收试剂盒操作说明回收获得的目的片段，并采用2%凝胶电泳进行检测；用pMD-19T载体连接转化后进行PCR鉴定，电泳检测正确的菌液送至公司测序(成都擎科梓熙生物技术有限公司)。利用ORF Finder(NCBI)预测cDNA序列上的开放阅读框，并翻译为氨基酸序列；利用Conserved Domain(NCBI)预测结构域(https://www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/cdd/wrpsb.cgi)；利用BLAST(NCBI)对测序后获得的山羊锌指结构域与其他物种进行氨基酸序列同源性比对。
|
表 1 克隆引物 Table 1 Primers for cloning |
引物序列参考文献[10]，根据山羊不同组织内参基因的筛选结果[12]，选择TBP作为内参基因，引物序列参考文献[13]。采用qPCR技术检测KLF2基因在简州大耳羊各组织中的表达水平。qPCR反应体系：10 μL的2×SYBR® Premix Ex TaqTM PCR，上、下游引物(10 μmol·L-1)各1 μL，1 μL的模板cDNA, 7 μL的ddH2O。qPCR反应程序：95 ℃预变性3 min；95 ℃变性10 s，60 ℃退火10 s，72 ℃延伸15 s，循环40次。每个组织设5个生物学重复，每个待测样本设3个技术重复。
1.2.3 山羊KLF2在肌内脂肪细胞中的时序表达取实验室冻存的7日龄原代山羊肌内前体脂肪细胞，37 ℃水浴融化，加含10% FBS的完全培养基1 500 r·min-1离心5 min，弃上清液后移至培养瓶，完成复苏。当细胞融合度达60%~80%时，经胰蛋白酶消化使细胞悬浮，1 500 r·min-1离心5 min后弃上清，加入完全培养基使细胞重悬并充分混匀，随后使用细胞计数板进行计数，调整细胞密度至1×106个·mL-1后接种至培养瓶或培养板中。待F3代的细胞长至80%融合时，在培养基中加入50 μmol·L-1油酸诱导细胞进行分化。分别收集0、12、24、36、48、60、96 h的细胞。利用TRIzol法提取细胞总RNA，用Thermo反转录试剂盒得到cDNA。以“1.2.2”中的方法，利用qPCR检验KLF2基因在不同发育时期山羊背最长肌肌内脂肪细胞中表达的差异，根据实验室对山羊肌内前体脂肪细胞分化过程中内参基因的筛选，选择UXT及其引物序列作为试验的内参基因[13]，反应条件同“1.2.2”。
1.2.4 siRNA的化学合成及干扰效果的检测和筛选由InvitrogenTM公司合成山羊KLF2基因干扰siRNA两对，序列信息见表 2，分别命名为KLF2-siRNA1和KLF2-siRNA2。转染至80%融合的F3代山羊肌内脂肪细胞。完全培养液在转染前4 h弃掉，并在每孔细胞加入450 μL Opti-MEM(12孔板)。将加入了3 μL转染试剂和2 μL 20 μmol·L-1siRNA的Opti-MEM(50 μL)混液室温孵育5~10 min后滴加到细胞中，混匀放置37 ℃、5% CO2的培养箱中培养，6 h后1 mL油酸诱导液(50 μmol·L-1)滴加到每孔细胞进行诱导分化。TRIzol法提取48 h后收集到的细胞总RNA，反转录成的cDNA用于qPCR技术检测干扰效果，反应条件同“1.2.2”。
|
|
表 2 siRNA序列信息 Table 2 siRNA sequences |
干扰KLF2基因后, 利用油红O染色观察其对山羊肌内前体脂肪细胞分化的形态学影响。将油红O储存液(异丙醇+油红O)加入蒸馏水配成油红O工作液，过滤，10%甲醛固定后进行染色，最后用显微镜观察脂滴形态并拍照。将异丙醇加入已染色的油滴样本中，收集溶解液，使用酶标仪检测溶解液的OD值(波长490 nm)，进行定量分析。
1.2.6 干扰KLF2基因对山羊肌内前体脂肪细胞分化的影响80%融合的F3代山羊肌内前体脂肪细胞(12孔板)按照“1.2.4”中的方法，分别采用Negative control、KLF2-siRNA2进行转染，转染后6 h弃去原培养基，按照“1.2.3”中的方法诱导细胞分化，分别诱导分化2 d，提取总RNA，进行qPCR，检测KLF2和KLFs及脂肪分化标志基因mRNA表达情况，标志基因[14]和KLFs基因引物序列均参考文献[10]，qPCR反应条件同“1.2.2”。
1.2.7 数据处理与分析用“平均值±标准差(Mean±SD)”来表示数据，用2-ΔΔCt对qPCR所取得的数据进行均一化处理。利用SPSS 18.0软件的One-way ANOVA进行显著性检验分析，当P < 0.05时，认为差异有统计学意义。
2 结果 2.1 山羊KLF2基因锌指结构的克隆及同源性分析以简州大耳羊肺组织cDNA为模板，经PCR扩增后获得KLF2基因锌指结构序列454 bp，提交GenBank获得登录号为KU041748.1，其中包括CDS序列452 bp。氨基酸序列(ANA52636.1)同源性比对显示(图 1)，KLF2锌指结构域在各个物种中高度保守，山羊KLF2三个锌指结构氨基酸序列与绵羊、牛、小鼠、猪、马、猕猴和人的同源性分别为100.00%、100.00%、100.00%、98.39%、98.39%、98.39%和98.38%。
|
白色部分表示100%同源性；灰色部分表示≥50%同源性 White color indicate 100% homology; Gray color indicate more than 50% homology 图 1 不同物种KLF2锌指结构氨基酸序列同源性比对 Fig. 1 Homology comparison of amino acid sequence of KLF2 zinc finger structure among different species |
以TBP为内参，脂肪组织为参照，通过qPCR技术检测KLF2基因在简州大耳羊各组织中的表达情况，结果表明，KLF2基因表达于山羊心、肝、脾、肺、肾、背最长肌、股二头肌、臂三头肌、皮下脂肪和腹间脂肪组织中，在肺中的表达量最高，显著高于其他组织(P < 0.05)，腹间脂肪与其他组织相比也存在较高水平的表达(P < 0.05，图 2)。
|
不同字母表示差异显著(P < 0.05)，下同 Different letters indicate significant difference (P < 0.05), the same as below 图 2 山羊KLF2基因在不同组织中的表达分析 Fig. 2 Expression analysis of KLF2 gene in goat tissues |
以UXT为内参，对照诱导0 h的表达水平，分析KLF2基因在简州大耳羊肌内前体脂肪细胞分化过程中的表达情况。结果显示(图 3)，KLF2基因表达水平呈下降-上升-下降趋势，且在诱导分化12 h显著低于分化前(P < 0.05)。
|
图 3 KLF2基因在山羊肌内前体脂肪细胞分化过程中的表达 Fig. 3 The expression levels of KLF2 gene during goat intramuscular preadipocyte differentiation |
采用qPCR技术检测KLF2-siRNA干扰后KLF2的表达情况，以UXT为内参，阴性对照组表达水平为参照，结果显示，KLF2-siRNA2对目的基因表达水平干扰效果更佳，达到约44.4%(图 4A)。
|
A. KLF2干扰效果检测；B.油红O染色形态学观察(200×)；C.油红O染色提取检测脂肪含量 A. Expression efficiency after interfering KLF2; B. Morphological observation of Oil red O staining(200×); C. The detection of fat content by Oil red O staining extract 图 4 干扰效果检测及油红O染色结果 Fig. 4 Expression efficiency after interfering KLF2 and the result of Oil red O staining |
对转染的细胞进行油红O染色，结果显示，干扰肌内前体脂肪细胞的KLF2基因后，细胞中的脂滴聚集明显多于对照组(图 4B)。油红O提取法结果显示，干扰组所形成的脂滴数量明显高于对照组，两组间有显著差异(P < 0.05，图 4C)。
2.6 干扰KLF2对脂肪细胞分化标志基因和KLFs家族其他成员表达的影响qPCR结果表明，在山羊肌内前体脂肪细胞中干扰KLF2后，脂肪细胞分化标志基因C/EBPβ表达量显著上调了43.6%(P < 0.05)，PPARγ表达量极显著上调了48.5%(P < 0.01)，而LPL、AP2、SREBP1和Pref1基因的表达水平没有发生显著变化(P>0.05，图 5)。
|
C/EBPα. CCAAT增强子结合蛋白α基因；C/EBPβ. CCAAT增强子结合蛋白β基因；PPARγ.过氧化物酶体增殖物激活受体γ基因；LPL.脂蛋白脂肪酶；AP2.激活蛋白2基因；SREBP1.固醇调节元件结合蛋白1基因；Pref1.脂肪前体细胞因子1基因。**表示与对照组相比差异极显著(P < 0.01)；*表示与对照组相比差异显著(P < 0.05)；下同 C/EBPα. CCAAT enhancer binding protein α gene; C/EBPβ. CCAAT enhancer binding protein β gene; PPARγ. Peroxisome proliferator-activated receptor γ gene; LPL. Lipoprotein lipase; AP2. Activator protein 2 gene; SREBP1. Sterol regulatory element binding protein 1 gene; Pref1. Preadipocyte factor-1 gene. **. The difference was extremely significant, compared with the control group (P < 0.01); *.The difference was significant, compared with the control group (P < 0.05); The same as below 图 5 干扰KLF2对脂肪分化标志基因表达的影响 Fig. 5 The effect of KLF2 RNAi on the mRNA expression levels of the adipose differentiation marker gene |
干扰KLF2后，KLF1、KLF13、KLF14、KLF15和KLF16表达水平极显著上调了74.4%、67.0%、108.7%、104.2%、313.7%(P < 0.01)，KLF3、KLF6、KLF8、KLF9及KLF11表达水平分别极显著下调了41.0%、58.4%、53.1%、23.9%、46.8%(P < 0.01)，KLF4表达水平显著下调了36.5%(P < 0.05)。KLF5、KLF7、KLF10、KLF12、KLF17表达水平则无显著变化(P>0.05，图 6)。
|
图 6 干扰KLF2对KLFs家族成员表达的影响 Fig. 6 The effect of KLF2 RNAi on the mRNA expression level of KLFs family members |
KLF2具有广泛的生物学功能，比如在人和小鼠的抗炎、抗氧化和稳定血管内皮、脂肪细胞分化等方面都发挥着重要作用[7, 15-19]，但在山羊脂肪沉积方面的作用尚未见报道。本研究在克隆获得山羊KLF2锌指结构域的基础上，阐明了其组织表达特性，发现其在山羊肺和腹间脂肪中表达水平较高，推测其在山羊肺和脂肪中存在重要调控作用。Wani等[20]通过Northern分析发现，KLF2除了在人肺中高表达外，在心、胰腺、胎盘和骨骼肌中均有表达；Wani等[21]研究发现，KLF2在小鼠肺组织中显著性表达，Zhang等[22]发现，KLF2在鸡脂肪组织中表达水平最高，说明KLF2基因的表达具有物种特异性。本研究通过检测KLF2在山羊肌内前体脂肪细胞分化过程中的表达差异来进一步确定KLF2基因在机体细胞生长过程中的表达模式。从开始到分化12 h下降，然后从12~36 h呈上升趋势并在第36 h达到最高，随后相对表达量又开始呈下降趋势，这与高霞等[23]对猪DFAT细胞诱导分化后KLF2 mRNA表达量呈逐步下降趋势的结果一致。同时杨珣等[24]和刘京霞等[25]在诱导间充质干细胞成脂分化时KLF2的表达模式与本研究结果一致，即诱导分化早期，KLF2 mRNA表达增加；而成脂分化开始后，KLF2 mRNA的表达下降，表明KLF2可作为脂肪分化负调控转录因子而发挥作用。
为了阐明KLF2在山羊肌内脂肪细胞分化中的调控作用，本研究在明确山羊KLF2表达模式的基础上，利用研究基因功能的重要手段—RNA干扰技术来确定KLF2对山羊肌内脂肪细胞分化的具体调控作用。进一步研究发现，干扰KLF2后，山羊肌内脂肪细胞内脂滴积聚增多，这表明KLF2可能是山羊肌内脂肪沉积的负调控因子，这与Wu和Banerjee等[7-8]在3T3-L1细胞中的报道相类似。Li等[26]指出，除KLF6外KLFs家族其他成员主要是通过招募转录辅助调节因子调节PPARγ和CEBPs转录来参与脂肪细胞分化，如KLF4通过C/EBPβ调控3T3-L1前体脂肪细胞分化发挥作用[27]，KLF5和KLF15结合激活PPARγ并与CEBPs协同发挥作用[28]。Zhang等[22]报道，KLF2可以通过抑制C/EBPα和PPARγ的表达来抑制鸡前体脂肪细胞分化，Lee等[29]研究发现，KLF2通过抑制PPARγ来抑制3T3-L1前体脂肪细胞分化。本研究则发现，干扰KLF2后C/EBPβ和PPARγ表达水平显著上调，推测可能是通过它们发挥作用，但具体的调控机制则需进一步利用双荧光素酶报告基因试验来进行确定。
研究显示，KLFs家族成员之间存在等级调控现象，即成员之间可互相影响，如若一个成员表达发生变化就会引起其他成员改变表达，体现在功能上则是协同或者拮抗作用[30-31]。本研究发现，干扰KLF2后，KLF1、KLF13、KLF14、KLF15、KLF16 mRNA表达水平极显著上调，推测这些基因可能与KLF2存在拮抗关系；而干扰KLF2后，KLF3、KLF4、KLF6、KLF8、KLF9、KLF11 mRNA表达水平显著下调，推测它们可能与KLF2存在协同关系。研究发现，KLF4负调控山羊肌内脂肪细胞分化[10]，KLF9负调控山羊肌内脂肪细胞分化(数据尚未发表)，均可能与KLF2存在协同关系，这些为本研究结果提供了证据支持，但KLF2调控山羊肌内前体脂肪细胞分化的分子机理仍需继续试验证明。
4 结论本研究成功克隆得到山羊KLF2锌指结构域，且与其他物种同源性高度保守。qPCR结果显示，KLF2在山羊各组织中均表达，其中在肺和腹间脂肪中表达量较高。KLF2可能通过PPARγ和C/EBPβ抑制山羊肌内脂肪细胞分化，且这种作用可能是协同KLF3、KLF4、KLF6、KLF8、KLF9、KLF11来进行的。
| [1] | CHUNG E R, SHIN S C, SHIN K H, et al. SNP discovery in the leptin promoter gene and association with meat quality and carcass traits in Korean cattle[J]. Asian-Australas J Anim Sci, 2008, 21(12): 1689–1695. DOI: 10.5713/ajas.2008.80112 |
| [2] | NI B, FARRAR J S, CHEN S S, et al. A novel role for PTK2B in cultured beige adipocyte differentiation[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2018, 501(4): 851–857. DOI: 10.1016/j.bbrc.2018.05.021 |
| [3] | LOMBERK G, URRUTIA R. The family feud:turning off Sp1 by Sp1-like KLF proteins[J]. Biochem J, 2005, 392(1): 1–11. |
| [4] | SWAMYNATHAN S K. Krüppel-like factors:three fingers in control[J]. Hum Genomics, 2010, 4(4): 263–270. DOI: 10.1186/1479-7364-4-4-263 |
| [5] | BIEKER J J. Krüppel-like factors:three fingers in many pies[J]. J Biol Chem, 2001, 276: 34355–34358. DOI: 10.1074/jbc.R100043200 |
| [6] | ANDERSON K P, KERN C B, CRABLE S C, et al. Isolation of a gene encoding a functional zinc finger protein homologous to erythroid Krüppel-like factor:identification of a new multigene family[J]. Mol Cell Biol, 1995, 15(11): 5957–5965. DOI: 10.1128/MCB.15.11.5957 |
| [7] | WU J H, SRINIVASAN S V, NEUMANN J C, et al. The KLF2 transcription factor does not affect the formation of preadipocytes but inhibits their differentiation into adipocytes[J]. Biochemistry, 2005, 44(33): 11098–11105. DOI: 10.1021/bi050166i |
| [8] | BANERJEE S S, FEINBERG M W, WATANABE M, et al. The Krüppel-like factor KLF2 inhibits peroxisome proliferator-activated receptor-γ expression and adipogenesis[J]. J Biol Chem, 2003, 278(4): 2581–2584. DOI: 10.1074/jbc.M210859200 |
| [9] |
林森, 林亚秋, 柏雪, 等. 牦牛KLF2基因功能区克隆及组织表达分析[J]. 家畜生态学报, 2017, 38(7): 16–19, 37.
LIN S, LIN Y Q, BAI X, et al. Cloning and tissue expression analysis of KLF2 gene Domian in yak[J]. Acta Ecologiae Animalis Domastici, 2017, 38(7): 16–19, 37. DOI: 10.3969/j.issn.1673-1182.2017.07.004 (in Chinese) |
| [10] |
林森.KLF4对山羊肌内前体脂肪细胞分化的调控作用[D].成都: 西南民族大学, 2018.
LIN S.Regulation of KLF4 on intramuscular preadipocyte differentiation in goat[D].Chengdu: Southwest Minzu University, 2018.(in Chinese) http://kns.cnki.net/KCMS/detail/detail.aspx?dbcode=CMFD&filename=1018789827.nh |
| [11] |
李倩, 林亚秋, 朱江江, 等. 山羊FGF21基因克隆及其在肌内脂肪细胞中的表达模式研究[J]. 畜牧兽医学报, 2017, 48(1): 31–38.
LI Q, LIN Y Q, ZHU J J, et al. Cloning of goat FGF21 gene and its expression pattern in intramuscular adipocyte[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2017, 48(1): 31–38. (in Chinese) |
| [12] |
池永东, 王永, 朱江江, 等.山羊不同组织内参基因表达的选择[C]//2018年全国养羊生产与学术研讨会论文集.蚌埠: 中国畜牧兽医学会养羊学分会, 2018: 2.
CHI Y D, WANG Y, ZHU J J, et al.Selection of gene expression in different tissues of goats[C]//China Animal Husbandry and Veterinary Society Yang Sheep Branch.Bengbu: Yangxue Branch of Chinese Society of Animal Husbandry and Veterinary Medicine, 2018: 2. (in Chinese) |
| [13] |
许晴, 林森, 朱江江, 等. 山羊肌内前体脂肪细胞诱导分化过程中内参基因的表达稳定性分析[J]. 畜牧兽医学报, 2018, 49(5): 907–918.
XU Q, LIN S, ZHU J J, et al. The expression stability analysis of reference genes in the process of goat intramuscular preadipocytes differentiation in goat[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2018, 49(5): 907–918. (in Chinese) |
| [14] |
林森, 林亚秋, 朱江江, 等. Wnt10b对山羊前体脂肪细胞分化相关基因表达的影响[J]. 畜牧兽医学报, 2018, 49(4): 685–692.
LIN S, LIN Y Q, ZHU J J, et al. Effect of Wnt10b on the expression of precursor adipocytes differentiation related genes in goat[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2018, 49(4): 685–692. (in Chinese) |
| [15] | JHA P, DAS H. KLF2 in regulation of NF-κB-Mediated immune cell function and inflammation[J]. Int J Mol Sci, 2017, 18(11): 2383. DOI: 10.3390/ijms18112383 |
| [16] | VAN AGTMAAL E L, BIERINGS R, DRAGT B S, et al. The shear stress-induced transcription factor KLF2 affects dynamics and angiopoietin-2 content of Weibel-Palade bodies[J]. PLoS One, 2012, 7(6): e38399. DOI: 10.1371/journal.pone.0038399 |
| [17] | HELBING T, ROTHWEILER R, KETTERER E, et al. BMP activity controlled by BMPER regulates the proinflammatory phenotype of endothelium[J]. Blood, 2011, 118(18): 5040–5049. DOI: 10.1182/blood-2011-03-339762 |
| [18] | BOON R A, LEYEN T A, FONTIJN R D, et al. KLF2-induced actin shear fibers control both alignment to flow and JNK signaling in vascular endothelium[J]. Blood, 2010, 115(12): 2533–2542. DOI: 10.1182/blood-2009-06-228726 |
| [19] | NOVODVORSKY P, CHICO T J. The role of the transcription factor KLF2 in vascular development and disease[J]. Prog Mol Biol Transl Sci, 2014, 124: 155–188. DOI: 10.1016/B978-0-12-386930-2.00007-0 |
| [20] | WANI M A, CONKRIGHT M D, JEFFRIES S, et al. cDNA isolation, genomic structure, regulation, and chromosomal localization of human lung Kruppel-like factor[J]. Genomics, 1999, 60(1): 78–86. DOI: 10.1006/geno.1999.5888 |
| [21] | WANI M A, MEANS JR R T, LINGREL J B. Loss of LKLF function results in embryonic lethality in mice[J]. Transgenic Res, 1998, 7(4): 229–238. DOI: 10.1023/A:1008809809843 |
| [22] | ZHANG Z W, RONG E G, SHI M X, et al. Expression and functional analysis of Krüppel-like factor 2 in chicken adipose tissue[J]. J Anim Sci, 2014, 92(11): 4797–4805. DOI: 10.2527/jas.2014-7997 |
| [23] |
高霞, 李方正, 郇延军, 等. 猪DFAT细胞成脂再分化过程中KLF2和PPARγ的表达[J]. 畜牧兽医学报, 2017, 48(1): 68–74.
GAO X, LI F Z, HUAN Y J, et al. The expression patterns of KLF2 and PPARγ during the adipogenic redifferentiation of porcine DFAT cells[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2017, 48(1): 68–74. (in Chinese) |
| [24] |
杨珣, 李秋晨, 吴欢欢, 等. KLF2和KLF15基因在hBMSCs定向分化中的动态表达[J]. 基础医学与临床, 2012, 32(8): 899–905.
YANG X, LI Q C, WU H H, et al. Dynamic expression of KLF2 and KLF15 during the lineage commitment process of human bone marrow mesenchymal stem cells[J]. Basic & Clinical Medicine, 2012, 32(8): 899–905. (in Chinese) |
| [25] |
刘京霞, 李方正, 朴英姬, 等. 猪脂肪源间充质干细胞诱导成脂分化及Krüppel样因子2的表达[J]. 解剖学报, 2015, 46(5): 616–622.
LIU J X, LI F Z, PIAO Y J, et al. Differentiation of porcine adipose mesenchymal stem cells into adipocytes and the expression of Krüppel like factor 2[J]. Acta Anatomica Sinica, 2015, 46(5): 616–622. (in Chinese) |
| [26] | LI D, YEA S, LI S D, et al. Krüppel-like factor-6 promotes preadipocyte differentiation through histone deacetylase 3-dependent repression of DLK1[J]. J Biol Chem, 2005, 280(29): 26941–26952. DOI: 10.1074/jbc.M500463200 |
| [27] | BIRSOY K, CHEN Z, FRIEDMAN J. Transcriptional regulation of adipogenesis by KLF4[J]. Cell Metab, 2008, 7(4): 339–347. DOI: 10.1016/j.cmet.2008.02.001 |
| [28] | ROSEN E D, MACDOUGALD O A. Adipocyte differentiation from the inside out[J]. Nat Rev Mol Cell Biol, 2006, 7(12): 885–896. DOI: 10.1038/nrm2066 |
| [29] | LEE H, KANG R, KIM Y S, et al. Platycodin D inhibits adipogenesis of 3T3-L1 cells by modulating Kruppel-like factor 2 and peroxisome proliferator-activated receptor γ[J]. Phytother Res, 2010, 24(S2): S161–S167. DOI: 10.1002/ptr.3054 |
| [30] | FUNNELL A P W, MALONEY C A, THOMPSON L J, et al. Erythroid Krüppel-like factor directly activates the basic Krüppel-like factor gene in erythroid cells[J]. Mol Cell Biol, 2007, 27(7): 2777–2790. DOI: 10.1128/MCB.01658-06 |
| [31] | EATON S A, FUNNELL A P W, SUE N, et al. A Network of Kruppel-like Factors (Klfs):klf8 is repressed by klf3 and activated by klf1 in vivo[J]. J Biol Chem, 2008, 283(40): 26937–26947. DOI: 10.1074/jbc.M804831200 |