2. 中国农业科学院北京畜牧兽医研究所, 北京 100193
, JIN Dapeng2, WU Yiqi1, LI Wenxia1, QIN Benyuan1, CAI Chunbo1, GAO Pengfei1, GUO Xiaohong1, LI Bugao1, CAO Guoqing1
2. Institute of Animal Science, Chinese Academy of Agricultural Sciences, Beijing 100193, China
肝X受体(liver X receptors, LXRs)是核受体超家族配体激活转录因子，其活性可被胆固醇降解产物氧化型胆固醇调节[1-2]，在胆固醇和脂质代谢中起重要作用[3-5]。核受体亚家族1H成员3(nuclear receptor subfamily 1 group H member 3, NR1H3)，也称肝X受体α(LXRα)，是LXRs的一个成员，是一类配体依赖性蛋白，由氨基端的配体非依赖性转录活化结构域、DNA结合结构域、铰链区、配体结合域和羧基端的配体依赖的转录活化域构成，在组织中广泛表达[6]，其生理功能主要是维持胆固醇水平、碳水化合物代谢、脂蛋白代谢和脂肪合成的稳态等[7-10]。当NR1H3被配体激活后，可上调三磷酸腺苷转运结合蛋白A1(ABCA1)、三磷酸腺苷转运结合蛋白G1(ABCG1)和低密度脂蛋白受体(LDLR)降解物的表达，ABCA1介导细胞内胆固醇流出至胞外，形成新生的高密度脂蛋白，ABCG1促进细胞内胆固醇流出形成成熟的高密度脂蛋白(HDL)，并减少胆固醇的摄入，以维持机体胆固醇的稳态[11-13]。也有研究表明，NR1H3表达增加，可上调ABCA1表达，促进肠道胆固醇外溢，增加粪便胆固醇的排泄[14]。NR1H3作为转录因子，可调控脂肪酸合成关键酶基因的表达，如NR1H3可以直接与FAS启动子结合，也可以间接通过SREBP-1c途径上调FAS基因表达，实现对脂肪酸合成的调控。番鸭NR1H3基因5′-UTR 53G>A突变对C12:1、C15:0和C20:2有显著影响[15]。鸭原代肝细胞及PC3细胞中NR1H3基因过表达均能引起三酰甘油(TG)和HDL含量的显著增加[16]。脂肪肝细胞中NR1H3表达量降低会导致甘油三酯含量降低，促进肝细胞脂肪变性的恢复[17]。可见，NR1H3基因在调控脂质代谢过程中有重要作用。
pre-mRNA可通过不同的剪切方式产生不同的可变剪切体，最终会导致蛋白质结构和功能的多样性[18]。NR1H3基因在不同物种中可能均存在多种转录本，人类的NR1H3基因可根据不同的剪切方式和启动子的选择性使用分为3种转录本[19]。NR1H3-1正常转录翻译；NR1H3-2是使用不同的启动子从第3外显子开始翻译，导致合成的蛋白质缺少了N-末端的45个氨基酸；NR1H3-3是通过选择性剪切去除第6外显子，导致配体结合结构域LBD框内缺失50个氨基酸。这3种剪接体的表达模式不同，相比NR1H3-1，NR1H3-2在睾丸中高度表达，而NR1H3-3在肺、甲状腺和脾中表达量极低。但在其它物种中，目前只发现了NR1H3基因的一种转录本。
目前，国内外关于NR1H3基因的研究主要集中在人和小鼠上，有关猪NR1H3基因的研究报道较少。对NCBI数据库及大白猪和马身猪背最长肌转录组测序结果分析表明，猪NR1H3基因可能存在多种剪接体，但有关猪NR1H3基因剪接体的鉴定及表达特性研究未见报道。本研究采用RT-PCR及克隆测序技术对猪NR1H3基因CDS区进行扩增和克隆，采用序列同源比对鉴定NR1H3基因新的剪接体，采用生物信息学方法分析NR1H3蛋白的生物学特性，采用qRT-PCR技术检测NR1H3基因在心、肝、脾、肺、肾、胃、小肠、股二头肌、腰大肌和皮下脂肪组织中的表达谱及在脂肪组织中的发育性表达规律，为深入探讨猪NR1H3基因的生物学功能及今后在生产实践中的应用提供依据。
1 材料与方法 1.1 试验动物和样品采集本研究所用试验动物为30、90和240日龄的马身猪，每阶段3头，均为公猪，28日龄断奶时去势，由山西省大同市种猪场提供。所有猪只在相同的环境和管理条件下饲养，按照发育阶段提供营养需要，达到目标日龄时屠宰。屠宰后，取30日龄马身猪的心、肝、脾、肺、肾、胃、小肠、股二头肌、腰大肌、皮下脂肪以及90和240日龄的皮下脂肪组织等样品，放入已标记的冻存管中，后迅速置于液氮中保存备用。
1.2 主要试剂与仪器 1.2.1 主要试剂Green Taq Mix购于Vazyme(南京)；RNAiso Plus regent、Prime Script RT reagent Kit with gDNA Eraser、SYBR Premix Ex Taq Ⅱ、MiniBEST Agarose Gel DNA Extraction Kit Ver.4.0、pMD 18-T vector、E.coli DH-5α Competent Cells等购于大连TaKaRa。
1.2.2 主要仪器ABI 7500实时荧光定量PCR仪(ABI，美国)；AB-9902 PCR仪(AB，美国)；Universal Hood Ⅱ核酸蛋白成像仪(Bio-Rad，美国)；ND-1000核酸蛋白测定仪(Nanodrop，美国)；DYY-3电泳仪(六一仪器厂，北京)。
1.3 试验方法 1.3.1 总RNA提取和cDNA合成采用TaKaRa RNAiso Plus试剂盒提取各组织的总RNA，提取方法参照试剂盒说明书。将提取的总RNA用核酸蛋白测定仪测定其纯度和浓度，OD260 nm/OD280 nm在1.8~2.0范围内的总RNA用于后续研究。采用PrimeScript RT reagent Kit with gDNA Eraser试剂盒将RNA反转录成cDNA。合成的cDNA置于－20 ℃冰箱保存备用。
1.3.2 引物的设计与合成根据NCBI GenBank序列(登录号：NM_001101814.1)，用NCBI Primer-BLAST和Oligo7软件设计扩增NR1H3-1和NR1H3-2两个转录本的引物P1，并设计荧光定量引物P2和P3(表 1)。以上引物均由上海生工股份有限公司合成，引物位置信息见图 1。
|
表 1 引物信息 Table 1 Primer information |
|
1~10为外显子序号。F.上游引物；R.下游引物 1-10 are exons numbers. F. Forward primer; R. Reverse primer 图 1 猪NR1H3基因的引物位置信息 Fig. 1 Location information of primers on the pig NR1H3 gene |
以马身猪所有组织的cDNA混合池作为模板，扩增猪NR1H3基因CDS区，PCR反应总体系为20 μL：Green Taq Mix 10 μL，cDNA 2 μL，P1上、下游引物(10 μmol·L-1)各0.5 μL，ddH2O补至20 μL。反应程序：95 ℃预变性5 min；95 ℃变性15 s，59 ℃退火15 s，72 ℃延伸90 s，35个循环；72 ℃延伸7 min。反应产物用1%的琼脂糖凝胶电泳进行检测，用MiniBEST Agarose Gel DNA Extraction Kit Ver.4.0对目的片段进行回收。
将上述回收的目的片段与pMD 18-T vector 4 ℃连接过夜；采用热激法将连接产物转化至E.coli DH-5α感受态细胞中，用带有Amp抗性、X-Gal和IPTG的固体培养基进行培养和蓝白斑筛选，37 ℃培养箱培养12 h；挑取白色单克隆在含Amp的LB液体培养基中过夜培养，之后进行菌液PCR鉴定，筛选阳性菌液送华大基因公司测序。
1.3.4 生物信息学分析测序结果采用DNAMAN软件进行序列比对；运用NCBI上的开放阅读框查找器ORF Finder对猪NR1H3基因进行分析(https://www.ncbi.nlm.nih.gov/orffinder/)；采用NCBI在线软件(https://www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/cdd/wrpsb.cgi)预测NR1H3蛋白保守结构域；应用PortScale(https://web.expasy.org/protscale/)和ProtParam(http://web.expasy.org/protparam/)软件对蛋白质理化性质进行预测；同时应用SOPMA(https://npsa-prabi.ibcp.fr/cgi-bin/npsa_automat.pl?page=/NPSA/npsa_sopma.html)和PredictProtein(http://www.predictprotein.org/)软件进行蛋白质的二级结构预测；采用Phyre 2.0软件(http://www.sbg.bio.ic.ac.uk/phyre2/html/page.cgi?id=index)进行三级结构预测；用BLAST(https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi?PROG-RAM=blastp&PAGE_TYPE=BlastSearch&LINK_LOC=blasthome)软件比较猪、人、牛、亚洲水牛、绵羊、山羊、羊驼、普氏野马、野骆驼、家猫、东北虎、金钱豹、非洲草原象、白犀、虎鲸等物种NR1H3蛋白氨基酸序列的相似性；采用MEGA X软件构建上述物种基于NR1H3氨基酸序列的进化树。
1.3.5 NR1H3基因表达特性研究以18SrRNA为内参基因，采用qRT-PCR技术对马身猪各组织NR1H3-1和NR1H3-2转录本的表达规律进行研究。qRT-PCR反应总体积为20 μL：上、下游引物(10 μmol·L-1)各0.3 μL，cDNA 2 μL，2×SYBR Premix Ex Taq Ⅱ 10 μL，RNAase Free ddH2O补至20 μL。反应程序参照SYBR Premix Ex Taq Ⅱ说明书：95 ℃预变性30 s；95 ℃变性5 s，59 ℃退火30 s，45个循环；95 ℃ 15 s，60 ℃ 1 min，95 ℃ 30 s制作熔解曲线。每个样本技术重复3次。
1.3.6 数据处理应用2-△△CT法分析qRT-PCR检测结果，结果以“平均值±标准误”表示。采用SPSS version 22.0软件的单因素方差分析方法比较NR1H3基因同一转录本在不同组织和不同日龄间的表达差异，用Duncan’s法进行多重比较；采用独立样本T检验方法对同一组织或同一日龄NR1H3基因两个转录本之间的表达差异进行分析；P < 0.05表示差异显著，P < 0.01表示差异极显著。
2 结果 2.1 猪NR1H3基因可变剪接体的克隆及生物信息学分析 2.1.1 猪NR1H3基因可变剪接体的克隆及序列分析图 2为引物P1的扩增结果，其中图 2A为以cDNA为模板的PCR结果，图 2B为以菌液为模板的PCR结果，由图可见扩增产物中有1 426和1 331 bp的条带，推测其可能为NR1H3基因的两个转录本，分别命名为NR1H3-1和NR1H3-2。经克隆测序和序列比对分析发现(图 2C)，与NR1H3-1相比，NR1H3-2缺失了长度为95 bp的第9外显子，是NR1H3基因一个新的转录本，已上传至NCBI数据库，获得GenBank登录号为MN082630。运用NCBI上的开放阅读框查找器对猪NR1H3基因的序列进行分析，发现NR1H3-2含有一个长1 203 bp的ORF。由此得出，NR1H3-2转录本的CDS区全长1 203 bp，共编码400个氨基酸。
|
A.以cDNA为模板的PCR结果；B.以菌液为模板的PCR结果；C. NR1H3-1和NR1H3-2的核苷酸序列比对结果。1、2、3. PCR产物；M. DNA相对分子质量标准 A. PCR product using cDNA as template; B. PCR product using bacteria solution as template; C. Alignment of nucleotide sequence of NR1H3-1 and NR1H3-2. 1, 2, 3. PCR products; M. DNA marker S (100-1 500 bp) 图 2 引物P1的扩增结果及NR1H3-1和NR1H3-2序列比对结果 Fig. 2 Amplification results of primer P1 and alignment of nucleotide sequence of NR1H3-1 and NR1H3-2 |
用PortScale和ProtParam软件对猪NR1H3的理化性质进行了预测。结果表明，猪NR1H3-1由447个氨基酸组成，其分子式为C2202H3513N633O669S24，相对分子质量为50 328.40，理论等电点(PI)为6.30；而猪NR1H3-2由400个氨基酸组成，其分子式为C1913-H3057N551O605S22，相对分子质量为44 160.97，理论等电点(PI)为5.45，说明猪NR1H3-1与NR1H3-2二者均由中性氨基酸组成。此外组成二者的主要氨基酸均包含有Leu、Ser、Glu、Ala、Arg。猪NR1H3-1蛋白带负电荷的残基数(Asp+Glu)为57，带正电荷的残基数(Arg+Lys)为53，其消光系数(mol·L-1·cm-1·γ=280 nm)为33 180，不稳定系数为69.52，并预测其在哺乳动物红细胞的半衰期为30 h；而猪NR1H3-2蛋白带负电荷的残基数(Asp+Glu)为53，带正电荷的残基数(Arg+Lys)为46，其消光系数(mol·L-1·cm-1·γ=280 nm)为24 700，不稳定系数为73.74，预测其在哺乳动物红细胞的半衰期为30 h，说明二者均为不稳定蛋白。猪NR1H3-1的脂肪族氨基酸指数为80.96，平均亲水性为－0.406；猪NR1H3-2脂肪族氨基酸指数为72.72，平均亲水性为－0.455。疏水性分析结果显示(图 3)，NR1H3-1和NR1H3-2的最小疏水性指数均为－3.089(Position:84)，最大疏水性指数均为2.967(Position:360~361)，表明二者同样为亲水性蛋白。
|
图 3 猪NR1H3-1(A)和NR1H3-2(B)疏水性分析 Fig. 3 Hydrophobicity analysis of pig NR1H3-1 (A) and NR1H3-2 (B) proteins |
利用NCBI在线软件BLAST CD-search预测蛋白保守结构域，发现NR1H3-1的N端含有一个NR-DBD-LXR结合域，由2个C4型锌指结构组成；C端含有1个NR-LBD配体结合结构域。与NR1H3-1相比，NR1H3-2的C端少了1个肝X受体的配体结合结构域NR-LBD-LXR(图 4)，推测NR1H3-2可能与配体结合的能力会减弱，并且导致转录激活活性降低。
|
图 4 猪NR1H3-1(A)和NR1H3-2(B)蛋白结构与分析 Fig. 4 Structure and analysis of pig NR1H3-1 (A) and NR1H3-2 (B) proteins |
同时应用PredictProtein和SOPMA软件对猪NR1H3蛋白质的二级结构进行预测，结果如图 5所示。NR1H3-1与NR1H3-2的二级结构主要由α-螺旋(h)、延伸(e)、β-折叠(t)和无规则卷曲(c)组成。在NR1H3-1中，α-螺旋(h)、延伸(e)、β-折叠(t)和无规则卷曲(c)分别占42.51%、10.51%、5.15%和41.83%，在NR1H3-2中分别占34.0%、12.25%、6.75%和47.0%。采用Phyre2.0软件预测NR1H3蛋白三级结构，分析发现猪NR1H3-1及NR1H3-2均存在α-螺旋、β-折叠和disoredred区域。由于肝X受体必须与类视黄醇受体(RXRs)二聚化才能发挥功能，所以NR1H3-1及NR1H3-2的三级结构均为异二聚体(图 6)。
|
大写字母为氨基酸；小写字母代表α-螺旋(h)、延伸(e)、β-折叠(t)和无规则卷曲(c) Uppercase letters are amino acids; Lowercase letters represent alpha helix (h), extended strand (e), beta turn (t), and random coil (c) 图 5 猪NR1H3-1(A)和NR1H3-2(B)蛋白质二级结构预测 Fig. 5 Prediction of secondary structure of porcine NR1H3-1 (A) and NR1H3-2 (B) proteins |
|
图 6 猪NR1H3-1(A)和NR1H3-2(B)蛋白质三级结构预测 Fig. 6 Prediction of tertiary structure of porcine NR1H3-1 (A) and NR1H3-2 (B) proteins |
用NCBI BLAST检测包括猪、人、牛、山羊、绵羊等在内的23个物种NR1H3氨基酸的相似性，结果表明，猪的NR1H3-2(野猪NR1H3 isoform X2)与NR1H3-1(野猪NR1H3)和野猪NR1H3 isoform X4的相似性最高，达98.9%；与北大西洋小须鲸NR1H3 isoform X2、山羊NR1H3 isoform X1、绵羊NR1H3 isoform X2、抹香鲸NR1H3 isoform X2和长江江豚NR1H3 isoform X2的相似性分别为96.7%、96.2%、96.0%、96.0%和95.9%。采用MAGE X软件的邻接法构建了这23个物种的进化树(图 7)，结果表明，NR1H3-2与猪的另外两个氨基酸序列亲缘关系最近，同时与人聚为同一个分支，与其他21个物种的亲缘关系比较远，说明NR1H3在人与猪之间可能具有相似的功能。
|
阴影标记为转录本NR1H3-2 Shadow mark as transcript NR1H3-2 图 7 基于NR1H3蛋白氨基酸序列的23个物种的系统进化树 Fig. 7 Phylogenetic tree of 23 species based on the amino acid sequence of NR1H3 protein |
由图 8可以看出，NR1H3-1和NR1H3-2在所检测各组织中均有表达，且在不同组织间表达量具有显著差异(P < 0.05)；NR1H3-1转录本在小肠中表达量最高，其次是脾、肝、股二头肌、肺、肾、腰大肌、皮下脂肪、胃，在心脏中表达量最低；NR1H3-2在肝中表达量最高，其次是脾、小肠、胃、股二头肌、皮下脂肪、肾、腰大肌、肺，在心脏中表达量最低。在小肠、肺、心脏组织中，NR1H3-1的表达量高于NR1H3-2，但只在小肠中差异极显著(P < 0.01)；在其他组织中，均表现出NR1H3-2表达量高于NR1H3-1，且在肝和皮下脂肪组织中，NR1H3-2的表达量极显著高于NR1H3-1(P < 0.01)，在胃中差异显著(P < 0.05)。
|
*、**分别表示同一组织中NR1H3-1和NR1H3-2的表达量差异达显著(P < 0.05)或极显著(P < 0.01)水平；不同字母表示不同组织中同一转录本的表达量有显著差异，不同大写字母表示差异极显著(P < 0.01)，不同小写字母表示差异显著(P < 0.05) *, ** indicate the difference between the expression level of NR1H3-1 and NR1H3-2 within the same tissue is significant (P < 0.05) or extremely significant (P < 0.01), respectively. The different letters indicate the difference of the expression level of the same transcript among different tissues is significant, different uppercase letters and lowercase letters indicate that the difference is significant at the levels of 0.01 and 0.05, respectively 图 8 NR1H3-1及NR1H3-2在马身猪不同组织中的表达 Fig. 8 Expression patterns of NR1H3-1 and NR1H3-2 in different tissues of Mashen pig |
NR1H3-1和NR1H3-2在马身猪脂肪组织中的表达量随着日龄的增加整体呈上升趋势。转录本NR1H3-1在240日龄的表达量极显著高于90日龄(P < 0.01)，90日龄的表达量极显著高于30日龄(P < 0.01)；转录本NR1H3-2在240日龄的表达量极显著高于90和30日龄，而90与30日龄的表达量无显著差异。在30日龄时，NR1H3-2的表达量显著高于NR1H3-1，但在90和240日龄时，NR1H3-2的表达量极显著低于NR1H3-1(P < 0.01，图 9)。
|
*、**分别表示相同日龄NR1H3-1及NR1H3-2的表达量差异达显著(P < 0.05)或极显著(P < 0.01)水平；不同字母表示不同日龄同一转录本的表达量有显著差异，不同大写字母表示差异极显著(P < 0.01)，不同小写字母表示差异显著(P < 0.05) *, ** indicate the difference between the expression level of NR1H3-1 and NR1H3-2 at the same age is significant (P < 0.05) or extremely significant (P < 0.01), respectively. The different letters indicate the difference of the expression level of the same transcript at different ages is significant, different uppercase letters and lowercase letters indicate that the difference is significant at the levels of 0.01 and 0.05, respectively 图 9 NR1H3-1及NR1H3-2在马身猪脂肪组织中的发育性表达 Fig. 9 Developmental expression of NR1H3-1 and NR1H3-2 in adipose tissue of Mashen pig |
可变剪接是调节基因表达和产生蛋白质组多样性的重要机制，并且是真核生物基因和蛋白质数量相差较大的重要原因之一。可变剪接在生物体内普遍存在，由多种转录和转录后调控机制协调控制，并在组织和物种特异性分化模式中起关键作用[20]。可变剪接多发生于参与信号转导和表达调节的基因[21]，并且与蛋白质功能的改变紧密联系在一起[22]。本研究通过RT-PCR和克隆测序技术发现了NR1H3基因的两个转录本NR1H3-1和NR1H3-2，与NR1H3-1相比，NR1H3-2缺失了第9外显子，且通过功能结构域预测发现，NR1H3-2比NR1H3-1少了一个肝X受体的配体结合结构域，表明NR1H3-2可能与配体结合能力减弱，并且导致转录激活活性降低，推测NR1H3-2可能会减弱对靶基因转录的调控作用。
NR1H3具有调节组织脂质生物合成的作用，可影响动物的脂肪沉积和脂肪细胞脂质代谢。敲除NR1H3的小鼠(KO)肝脂质合成基因表达降低，肝占比及血脂含量水平较低，无法正常合成脂肪酸和甘油三酯或将其储存在肝或脂肪组织中，从而导致脂肪形成减弱，证明NR1H3在调节小鼠脂肪细胞的脂质稳态中发挥积极作用[23-24]。本研究中，NR1H3-1和NR1H3-2在所检测的组织中均有表达，NR1H3-1在小肠中表达量最高，其次是脾、肝、股二头肌等，在心脏中表达量最低；NR1H3-2在肝中表达量最高，其次是脾、小肠等，在心脏表达量最低。其表达规律与前人研究结果相似。王维等[25]研究表明，萨能奶山羊NR1H3基因在所检测的11个组织中均表达，其中在小肠组织中表达最丰富，乳腺、肝、皮脂次之，心脏相对最低。张依裕等[26]也发现，鸭NR1H3基因在大肠、大脑、肝等11个组织中均有不同程度的表达，在肝中表达量最高，表达量与甘油三酯和总胆固醇含量呈极显著正相关(P < 0.01)，可作为脂质性状选择的候选基因。脂质代谢是在各种酶的帮助下进行体内脂肪消化、吸收、合成、分解的过程，是生物体内能量代谢的重要方式。肝不仅参与脂质的合成、储存、代谢、转运等过程，也是胆固醇合成及降解的主要部。此外，肝脂质代谢的紊乱，可能增加脂肪肝、脂质贮积病、酮症酸中毒、高脂蛋白血症等的发病风险，表明肝与脂质代谢密不可分。本研究中，NR1H3基因在肝中的高表达与该基因及肝均参与脂质代谢的生理功能相吻合。
于浩等[27]发现，在大白猪和杂种野猪的脂肪组织中，NR1H3的表达量随月龄逐渐增加。本研究结果表明，随着日龄的增加，NR1H3-1和NR1H3-2在马身猪脂肪组织中的表达量整体呈上升趋势，与猪脂肪沉积的规律相一致，表明该基因影响动物的脂肪沉积和脂肪细胞脂质代谢，在脂肪生长发育过程中具有重要作用。
同一基因的各个转录本的表达程度不同，表达量最高的被称为主要亚型，表达量较少的转录本被称为次要亚型[28]。本研究中，在马身猪30日龄时，在小肠、肺、心脏组织中，NR1H3-1的表达量高于NR1H3-2，但只在小肠中差异极显著(P < 0.01)；在其他组织中，NR1H3-2表达量高于NR1H3-1，且在肝和皮下脂肪组织中，NR1H3-2的表达量极显著高于NR1H3-1(P < 0.01)，在胃中差异显著(P < 0.05)。表明在小肠组织中，NR1H3-1为主要亚型，在肝、皮下脂肪和胃中，NR1H3-2为主要亚型。但随着日龄的增长，在90和240日龄马身猪的脂肪组织中，NR1H3-1的表达量极显著高于NR1H3-2，变为调控脂肪沉积的主要亚型。但在其他组织中是否具有相同的规律，还有待进一步研究。
4 结论本研究成功获得了猪NR1H3基因的一个新转录本，命名为NR1H3-2(MN082630)，其CDS区全长1 203 bp，编码400个氨基酸。与NR1H3-1基因相比，NR1H3-2缺失了第9外显子，预测其蛋白结构缺少了一个肝X受体的配体结合结构域(NR-LBD-LXR)。NR1H3-1和NR1H3-2在所检测的组织中均有表达，但在肝、脾、小肠、皮下脂肪等与脂质代谢相关的组织中表达量较高；随着日龄的增加，NR1H3-1和NR1H3-2在马身猪脂肪组织中的表达量整体呈上升趋势，与猪脂肪沉积的规律相一致，表明NR1H3基因对猪脂肪生成具有重要的生理作用。
| [1] | ZHANG X Y, LIU J, SU W, et al. Liver X receptor activation increases hepatic fatty acid desaturation by the induction of SCD1 expression through an LXRα-SREBP1c-dependent mechanism[J]. J Diabetes, 2014, 6(3): 212–220. DOI: 10.1111/1753-0407.12081 |
| [2] | WANG B, TONTONOZ P. Liver X receptors in lipid signalling and membrane homeostasis[J]. Nat Rev Endocrinol, 2018, 14(8): 452–463. DOI: 10.1038/s41574-018-0037-x |
| [3] | SCHULMAN I G. Liver X receptors link lipid metabolism and inflammation[J]. FEBS Lett, 2017, 591(19): 2978–2991. DOI: 10.1002/1873-3468.12702 |
| [4] | KORACH-ANDRÉ M, GUSTAFSSON JÅ. Liver X receptors as regulators of metabolism[J]. Biomol Concepts, 2015, 6(3): 177–190. |
| [5] | BECARES N, GAHE M C, VOISIN M, et al. Impaired LXRα phosphorylation attenuates progression of fatty liver disease[J]. Cell Rep, 2019, 26(4): 984–995. |
| [6] | XIONG Y, XU Q, LIN S, et al. Knockdown of LXRα inhibits goat intramuscular preadipocyte differentiation[J]. Int J Mol Sci, 2018, 19(10): 3037. DOI: 10.3390/ijms19103037 |
| [7] | CALKIN A, TONTONOZ P. Liver X receptor signaling pathways and atherosclerosis[J]. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2010, 30(8): 1513–1518. DOI: 10.1161/ATVBAHA.109.191197 |
| [8] | JAKOBSSON T, TREUTER E, GUSTAFSSON JÅ, et al. Liver X receptor biology and pharmacology:new pathways, challenges and opportunities[J]. Trends Pharmacol Sci, 2012, 33(7): 394–404. DOI: 10.1016/j.tips.2012.03.013 |
| [9] | FAN Q, NØRGAARD R C, BINDESBØLL C, et al. LXRα regulates hepatic ChREBPα activity and lipogenesis upon glucose, but not fructose feeding in mice[J]. Nutrients, 2017, 9(7): 678. DOI: 10.3390/nu9070678 |
| [10] | RACCOSTA L, FONTANA R, CORNA G, et al. Cholesterol metabolites and tumor microenvironment:the road towards clinical translation[J]. Cancer Immunol Immunother, 2016, 65(1): 111–117. |
| [11] | ZHANG L, REUE K, FONG L G, et al. Feedback regulation of cholesterol uptake by the LXR-IDOL-LDLR axis[J]. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2012, 32(11): 2541–2546. DOI: 10.1161/ATVBAHA.112.250571 |
| [12] | MATSUURA F, WANG N, CHEN W G, et al. HDL from CETP-deficient subjects shows enhanced ability to promote cholesterol efflux from macrophages in an apoE- and ABCG1-dependent pathway[J]. J Clin Invest, 2006, 116(5): 1435–1442. DOI: 10.1172/JCI27602 |
| [13] | KEMMERER M, WITTIG I, RICHTER F, et al. AMPK activates LXRα and ABCA1 expression in human macrophages[J]. Int J Biochem Cell Biol, 2016, 78: 1–9. DOI: 10.1016/j.biocel.2016.06.014 |
| [14] |
张茹, 张薇, 焦俊, 等. 燕麦纤维通过LXRα/ABCA1信号通路对小鼠肠道胆固醇代谢影响[J]. 中国公共卫生, 2018, 34(6): 827–829.
ZHANG R, ZHANG W, JIAO J, et al. Effect of oat fiber on intestinal cholesterol metabolism through LXRα/ABCA1 signaling pathways in mice[J]. Chinese Journal of Public Health, 2018, 34(6): 827–829. (in Chinese) |
| [15] |
罗华伦, 朱海波, 蔡平, 等. 番鸭LXRα基因5'-UTR多态对脂肪酸组成的效应分析[J]. 基因组学与应用生物学, 2016, 35(10): 2686–2690.
LUO H L, ZHU H B, CAI P, et al. Polymorphism of LXRα gene 5'-UTR affects muscovy duck fatty acid composition[J]. Genomics and Applied Biology, 2016, 35(10): 2686–2690. (in Chinese) |
| [16] |
罗华伦, 李万贵, 张依裕, 等. 鸭LXRα基因过表达对原代肝细胞及PC3细胞脂质代谢的效应研究[J]. 畜牧兽医学报, 2019, 50(1): 52–60.
LUO H L, LI W G, ZHANG Y Y, et al. Effect of duck LXRα gene overexpression on lipid metabolism in primary hepatocytes and PC3 cells[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2019, 50(1): 52–60. (in Chinese) |
| [17] | NAKAMUTA M, FUJINO T, YADA R, et al. Impact of cholesterol metabolism and the LXRalpha-SREBP-1c pathway on nonalcoholic fatty liver disease[J]. Int J Mol Med, 2009, 23(5): 603–608. |
| [18] |
张天, 李祥龙, 周荣艳, 等. 不同毛色山羊皮肤组织Agouti基因剪接体类型研究[J]. 畜牧兽医学报, 2015, 46(11): 1934–1943.
ZHANG T, LI X L, ZHOU R Y, et al. Study on Agouti spliceosome types in goat skin with different coat color[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2015, 46(11): 1934–1943. DOI: 10.11843/j.issn.0366-6964.2015.11.004 (in Chinese) |
| [19] | CHEN M Y, BEAVEN S, TONTONOZ P. Identification and characterization of two alternatively spliced transcript variants of human liver X receptor alpha[J]. J Lipid Res, 2005, 46(12): 2570–2579. DOI: 10.1194/jlr.M500157-JLR200 |
| [20] |
郭晓红, 李萌, 高鹏飞, 等. 猪MYNN基因可变剪接体的克隆及表达特性研究[J]. 畜牧兽医学报, 2018, 49(3): 477–487.
GUO X H, LI M, GAO P F, et al. Molecular cloning on alternative splice variants of pig MYNN gene and their expression patterns[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2018, 49(3): 477–487. (in Chinese) |
| [21] | MAKAROV E M, SHTAM T A, KOVALEV R A, et al. The rare nonsense mutation in p53 triggers alternative splicing to produce a protein capable of inducing apoptosis[J]. PLoS One, 2017, 12(9): e0185126. DOI: 10.1371/journal.pone.0185126 |
| [22] | NAKKA K, GHIGNA C, GABELLINI D, et al. Diversification of the muscle proteome through alternative splicing[J]. Skelet Muscle, 2018, 8: 8. DOI: 10.1186/s13395-018-0152-3 |
| [23] | KALAANY N Y, GAUTHIER K C, ZAVACKI A M, et al. LXRs regulate the balance between fat storage and oxidation[J]. Cell Metab, 2005, 1(4): 231–244. DOI: 10.1016/j.cmet.2005.03.001 |
| [24] | ARCHER A, LAURENCIKIENE J, AHMED O, et al. Skeletal muscle as a target of LXR agonist after long-term treatment:focus on lipid homeostasis[J]. Am J Physiol Endocrinol Metab, 2014, 306(5): E494–E502. DOI: 10.1152/ajpendo.00410.2013 |
| [25] |
王维, 罗军, 钟瑜, 等. 西农萨能奶山羊LXRα基因的克隆、序列分析及组织表达[J]. 西北农业学报, 2011, 20(3): 8–14.
WANG W, LUO J, ZHONG Y, et al. Cloning, sequence analysis and tissues expression research of LXRα gene on Xinong Saanen dairy goats[J]. Acta Agriculturae Boreali-Occidentalis Sinica, 2011, 20(3): 8–14. DOI: 10.3969/j.issn.1004-1389.2011.03.003 (in Chinese) |
| [26] |
张依裕, 李万贵, 陈彦希, 等. 鸭LXRα基因表达与肉质和血清生化指标的相关性[J]. 贵州农业科学, 2014, 42(7): 116–119.
ZHANG Y Y, LI W G, CHEN Y X, et al. Correlation analysis between LXRα gene expression and meat quality and serum biochemical levels on ducks[J]. Guizhou Agricultural Sciences, 2014, 42(7): 116–119. DOI: 10.3969/j.issn.1001-3601.2014.07.031 (in Chinese) |
| [27] |
于浩, 刘娣, 丁镌. 猪LXRα基因的克隆、序列分析及表达研究[J]. 中国农学通报, 2009, 25(18): 18–21.
YU H, LIU D, DING J. Cloning, sequence and express patterns analysis of porcine LXRα gene[J]. Chinese Agricultural Science Bulletin, 2009, 25(18): 18–21. (in Chinese) |
| [28] | FENG H J, QIN Z Y, ZHANG X G. Opportunities and methods for studying alternative splicing in cancer with RNA-Seq[J]. Cancer Lett, 2013, 340(2): 179–191. DOI: 10.1016/j.canlet.2012.11.010 |