2. 国家生猪种业工程技术研究中心, 广州 510642;
3. 华南农业大学 动物科学学院, 广州 510642
, SUN Jia-jie1,2,3, CHEN Ting1,2,3, WU Jia-han1,2,3, SHU Gang1,2,3, WANG Song-bo1,2,3, WANG Li-na1,2,3, JIANG Qing-yan1,2,3, ZHANG Yong-liang1,2,3
, XI Qian-yun1,2,3
2. National Engineering Research Center For Breeding Swine Industry, Guangzhou 510642, China;
3. College of Animal Science, South China Agricultural University, Guangzhou 510642, China
我国是世界上养猪第一大国，2017年我国猪肉产量达5 340万吨。目前我国肉猪料肉比为2.8:1.0，与国际先进水平的2.4:1.0相比还存在较大的差距。饲粮的大量消耗已严重影响到养猪业的健康发展。提高肉产品的保障能力，既是数量的问题，也是质量问题。促进动物高效生产，改善猪肉品质一直是养猪生产中的重要目标。猪肉品质取决于猪肉的产量和质量，从本质上看，又取决于肌肉和脂肪组织或细胞的发育及其它们之间彼此的相互联系，如肌纤维发育及类型以及脂肪组织的脂肪沉积是影响肉品质和风味的重要因素[1]。近年来，外泌体(exosome)作为新“细胞信使”的研究越来越受到广泛地重视[2]，目前在动物上的研究不多，也未见有关猪肌肉与脂肪间互作调节机制的报道。自二十世纪80年代发现以来[3]，一直对此方面的研究有所忽视，近年来又重新引起了科学界的关注。由于外泌体携带大量miRNA、mRNA、蛋白质以及脂类物质，能够从基因、表观修饰、蛋白质以及代谢底物水平同时影响靶细胞内部的多种信号传导途径[4]。因此，本文拟从运动、细胞因子、代谢产物以及外泌体(exosome)、miRNA等方面综述猪肌肉和脂肪组织间的互作关系及其机制。
1 肌纤维发育、类型及肌内脂肪的比例是影响猪肉品质的重要因素猪肌肉中肌纤维大小、类型的组成以及肌内脂肪(intramuscular fat，IMF)含量对肉品嫩度、多汁性、大理石纹和肉品风味的形成均具有重要作用，是影响猪肉品质的重要因素。
根据肌球蛋白重链(MyHC)的多态性将猪的肌纤维分为Ⅰ、Ⅱa、Ⅱb和Ⅱx 4种类型，在代谢上分别对应慢速氧化型、快速氧化型、快速酵解型和中间类型[5]，其中Ⅰ类肌纤维的含量增加有助于肉品嫩度和多汁性的提高[6]。肌纤维是成肌细胞终末分化的细胞类型，骨骼肌卫星细胞作为成熟骨骼肌组织中的一类成肌细胞，其增殖与分化形成新的肌纤维，或与原来的肌纤维融合促进肌肉组织的生长与发育以及修复作用[7]。所以, 肌纤维发育与类型转化与骨骼肌卫星细胞的增殖与分化关系密切，并受到一系列肌细胞生成素基因的调控。
此外，肉品的嫩度及多汁性随肌内脂肪含量的增加而改善。研究表明，杜洛克猪肌肉的剪切力与IMF含量呈现显著的负相关，IMF对肌肉嫩度的贡献率高达47%，IMF含量增加也能显著改善肌肉的系水力，并通过改变肌肉胶原蛋白含量而增加肌肉的嫩度[8]。肌内脂肪沉积主要依赖于脂肪前体细胞的增殖、分化和聚脂，且这种分化过程受到复杂的基因转录的调控[9]，比如PPARγ、C/EBPβ与SREBP-1等。从本质上来看，肌内脂肪的发育、沉积与脂肪细胞的生成有关，脂肪细胞的生成决定了脂肪组织的发育。
2 肌肉和脂肪之间具有一定的相互依存和紧密联系的“对话”机制 2.1 肌肉和脂肪特定环境及基因调控下存在彼此消长的关系由于肌肉和脂肪都是来自中胚层，早在生命发生时就相互依存。有报道表明，不同组织来源的脂肪能够异源性和动态性作用于骨骼肌。例如脂肪异位堆积能引发肌肉萎缩，反过来肌肉退化又降低了对脂肪分化的抑制作用，导致明显的此肌肉消而彼脂肪长的现象[10]。另外，肌内脂肪是保证肌肉正常功能所必需的，当肌肉肥大时能促进肌内白色脂肪细胞转化为棕色脂肪细胞，促进脂肪的分解，从而又导致了此肌肉长而彼脂肪消的反现象[11]。有研究表明，Wnt家族蛋白在肌细胞与肌内脂肪细胞相互作用中起决定作用，其信号转导途径会促进肌细胞生长而抑制肌内脂肪细胞的合成[12]。近来报道显示，肥胖型的胰岛素或瘦素耐受能降低骨骼肌卫星细胞的增殖和肌肉肥大[13]。通常认为，肥胖属于一种慢性炎症状态。当骨骼肌受损，炎症反应激活，促进肌肉生成与分化，完成肌肉再生[14]。此外，研究发现，猪肌内脂肪前体细胞的分化可能受到肌肉旁分泌因子的局部抑制，在离体培养条件下，猪肌内脂肪前体细胞诱导后聚酯的速度快于皮下脂肪前体细胞，然而在体内环境下猪肌内脂肪前体细胞较皮下脂肪前体细胞却表现为聚酯少，沉积时间晚[15]。因此，骨骼肌细胞能有力抑制脂肪前体细胞的分化，而肌内脂肪前体细胞对损伤骨骼肌的再生是必需的[16]。
2.2 运动对肌肉和脂肪间互作的影响机制研究发现，运动能有效改善骨骼肌和白色脂肪组织间的相互作用，并且能够调节代谢紊乱，如肥胖和糖尿病等[17]。一方面，运动能够改善骨骼肌中葡萄糖的摄取，增加葡萄糖转运蛋白4(GLUT4)的转位和表达[18]，增强线粒体活性，并增加肌肉因子的分泌[19]。这些肌肉因子通过自分泌、旁分泌和内分泌作用影响全身的新陈代谢以及能量平衡，并对白色脂肪组织以及其他组织起调节作用。另一方面，运动可以诱导白色脂肪组织中脂肪细胞体积的缩小，降低脂质含量，增加GLUT4和过氧化物酶体增殖物激活受体共激活物1α(PGC-1α)的表达[20]，增加线粒体的活性，并改变脂肪因子的表达[21]。这些脂肪因子以自分泌、内分泌或旁分泌的方式起作用[22]。此外，运动也能导致皮下脂肪向米色脂肪的转化[23]。对一名男性受试者进行为期12周的综合耐力和力量训练的研究发现，UCP1的表达量和白色脂肪的米色化程度都有所增加[24]。总之，运动引起脂肪因子的调控机制还需进一步研究，有可能的机制是脂肪细胞因子分泌的增加提高了骨骼肌对游离脂肪酸的吸收能力，或者改变了全身葡萄糖的代谢平衡。
2.3 细胞因子对肌肉与脂肪间互作的调节机制脂肪组织作为动物机体的一个重要燃料储存库，为其它组织如骨骼肌提供能量。另外，脂肪组织还起到了内分泌组织的作用，能释放20多种细胞因子进入外周循环系统中，其中包括瘦素(leptin)和脂联素(adiponectin)[25]。研究表明，这两种激素能激活AMPK通路，提高骨骼肌的脂肪酸氧化。运动改变脂肪组织的内分泌，进而影响骨骼肌对葡萄糖的吸收与利用[26]。反过来，骨骼肌也能行使内分泌功能，如释放鸢尾素(irisin)，将白色脂肪组织转变为米色脂肪组织[27]。也有研究表明，生长抑制素基因(myostatin，MSTN)具有抑肌促脂的作用[28]。此外，成纤维细胞生长因子超家族成员FGF-21也参与全身葡萄糖的调节、脂质代谢以及在寒冷刺激下的白色脂肪组织的米色化[29]。最近研究表明，运动引起的鸢尾素增加，通过FGF-21促进白色脂肪组织的米色化[30]。研究证实，脂肪细胞特异转录调节因子PRDM16具有将骨骼肌细胞转换成棕色脂肪细胞的作用[31]。以上资料意味着肌肉与脂肪之间存在直接的对话机制。
2.4 代谢产物对肌肉与脂肪间互作的影响机制研究发现，过量的脂肪酸或甘油二酯暴露在肌肉组织中能降低成肌细胞的增殖与分化，进而影响其正常的调节功能[32]。此外，来自过表达PGC-1α的人肌细胞的β-氨基异丁酸能促进白色脂肪组织的米色化[33]。小鼠通过饮用β-氨基异丁酸，可以提高白色脂肪组织中米色化相关基因Ucp1和Cidea的表达。在培养的人多能干细胞中加入β-氨基异丁酸，能引起分化成熟的白色脂肪细胞米色化程度的增加，并且在人和鼠的研究中发现，通过运动能显著增加β-氨基异丁酸的含量[33]。目前，β-氨基异丁酸如何引起白色脂肪组织米色化的具体机制还不清楚。乳酸是无氧酵解的最终产物，通常被认为是代谢废物，激烈的运动会使人体中乳酸浓度增加20倍。但研究发现，乳酸也能引起白色脂肪组织的米色化，并被鉴定为一种肌肉信号分子，介导了与其他组织，特别是大脑、肝和心间的交流[34]。在人和小鼠的白色脂肪细胞加入乳酸，孵育24 h后，棕色化相关基因Ucp1、Cidea、和Fgf-21的表达量显著增加。同时在罗格列酮治疗小鼠的腹腔内每天注射乳酸，连续11 d，在皮下白色脂肪组织中Ucp1和Cidea基因的表达显著提高[35]。以上资料表明，乳酸直接导致了皮下白色脂肪向米色脂肪的转化，但运动引起的乳酸增加和白色脂肪组织米色化之间存在何种直接联系还不清楚。
2.5 miRNA对肌肉与脂肪间互作的调节机制除了肌肉因子和脂肪因子，miRNA作为一类非编码小RNA也能参与肌肉和脂肪之间的调节[36]。miRNAs是长度为20~22个核苷酸的非编码单链RNA，它能够靶向mRNA来调节基因的表达。miRNAs不仅受各种物质如肌肉因子和脂肪因子的调节，也能够调节器官释放的各种因子从而控制代谢。因此，miRNA能够参与到组织之间的调节。研究表明，肌肉和脂肪组织都能释放各种miRNA[37]。一些miRNA如miR-222、miR-27a、miR-195、miR-103和miR-10b被发现能参与到肌肉中血糖的调节，并且在脂肪中也发现这些miRNA能使血糖水平提高[38]。也有研究发现，在肌肉和脂肪的互作中, miR-130b通过抑制PPARγ来抑制脂肪的生成[39]。研究发现，miRNA的种类与表达水平在蓝塘猪(脂肪型)和长白猪(瘦肉型)的脂肪组织中差异明显，与肉品质存在一定相关性[40]，SCD1在两个猪种肌肉中的表达也存在极大差异(11.83倍)；miR-125b直接靶向SCD1，过表达miR-125b提高了单饱和脂肪酸的含量, 降低了三酰甘油的含量，抑制miR-125b的表达结果相反[41]；miR-181a靶向TNF-α，过表达miR-181a显著提高了三酰甘油的含量，抵制miR-181a的降低趋势[42]。越来越多的研究表明，miRNA在介导猪肌肉和脂肪之间互作的机制上具有很大的研究潜力。
2.6 外泌体作为一种新的“细胞信使”，可能介导了肌肉和脂肪间信息传导作用近年来，外泌体的研究越来越受到广泛地重视[43]。外泌体是细胞衍生的小囊泡，直径为40~100 nm，呈双层脂膜结构，由多囊泡体向内出芽的方式形成，并通过与细胞膜融合，将小外泌体释放到胞外及循环系统中。蔗糖密度梯度中集中于1.10~1.21 g·mL-1，早在1983年被首次发现[3]。之后多年来一直认为其是清除细胞碎片和表面垃圾分子的细胞器。1997年发现外泌体与抗原递呈有关。之后发现外泌体能被多种细胞分泌，如免疫细胞、干细胞、心血管细胞、肿瘤细胞等[44]，并稳定存在于多种体液中，包括血液、组织间液、母乳、尿液、唾液[45-46]。直到2007年，研究发现，外泌体能够运输miRNA、mRNA和mtRNA等核酸物质，参与细胞间交流[47]。至此，这种小囊泡才引起研究者的重视，并成为研究的热门对象。
外泌体中含有miRNA、mRNA和蛋白质等活性分子，是介导细胞或者组织间信息传递的一种新的重要媒介。外泌体由细胞分泌后释放到组织间隙及外周系统中，将包裹的信息物质传递到其他组织和细胞，充当“安全容器”介导了细胞或组织间“对话”交流[48]，由于外泌体包含核酸(信使RNA和microRNAs)[4]、脂类和蛋白等物质[49]，表面携带有特异性配体和受体，能特异性靶向作用细胞，实现远距离调控靶组织或靶细胞[50]。外泌体可以通过转移miRNA诱导靶细胞表观遗传的改变，如将包含miR-143/145的外泌体注射到动脉粥样硬化小鼠模型后可以减轻病变[51]；转运mRNA和蛋白质，mRNAs转移到靶细胞并转录成功能蛋白，可以实现异位基因表达与蛋白定位。小鼠外泌体RNA转移到人肥大细胞后，外泌体mRNA在受体细胞中发生了表达并发挥功能。这种RNA又被称为“外泌体穿梭RNA” [49]。资料表明，外泌体可以介导正常和病理条件下细胞和组织间的对话[52]。
研究显示，来自肌管的外泌体能降低成肌细胞增殖，诱导细胞的分化，同时发现外泌体中的蛋白被整合到了成肌细胞中[53]。来自肌成纤维细胞的外泌体，特别是外泌体miRNA，如miR-199a-5p下调caveolin-1促进骨骼肌纤维化。肌肉外泌体miRNA-206调节纤维化细胞的细胞外基质沉积和肌肉组织的重塑[54]。此外，研究也发现，在C2C12细胞释放的外泌体中包含许多参与靶细胞信号转导活动的蛋白，如对IGF-1信号通路的调控起重要作用的IGFBP-5，还有能承载mtDNA的两个外泌体标志基因(Tsg101和Alix)[55]。将荧光标记的肌源外泌体静脉注射到小鼠体内，发现外泌体能融合到不同的组织中，包括胰腺和肝，表明外泌体能将重要的信号传递到代谢组织中[56]。
研究表明，用在缺氧条件下培养分化的3T3-L1脂肪细胞分泌的外泌体来处理非分化的3T3-L1脂肪细胞，FASN水平显著上升。结果表明，来源缺氧条件的脂肪细胞分泌的外泌体可以影响邻近脂肪前体细胞及脂肪细胞的脂肪合成[57]。此外，以往认为脂肪组织和免疫细胞间的互作对肥胖、炎症和糖尿病之间的联系具有重要影响，但对这种联系的信号研究在大多数情况下仍然限制于对细胞因子和趋化因子的作用研究。近来研究发现，脂肪组织分泌的外泌体参与了这种联系，用来自于胰岛素耐受机体的外泌体静脉注射到野生型B6小鼠中诱导正常小鼠产生了胰岛素耐受的表型[58]。资料显示，脂肪细胞能分泌外泌体，将外泌体中的活性物质传递到自身或其他的细胞发挥功能作用。
外泌体还具有富集或特异性选择包裹活性分子(如脂肪酸和miRNA)的作用[59]。用棕榈酸处理细胞后发现其所分泌的外泌体中富含棕榈酸[56]。微阵列结果显示，外泌体中大约有1 300个基因，其中许多基因并不出现在供体细胞的胞质中[49]。不同来源的外泌体成份虽然有较大差异，但也有相对保守的成份，如表面标记蛋白CD63等[60]。骨骼肌外泌体能够特异性选择包裹miRNA。外泌体中主要参与肌肉细胞分化的miR-181a、miR-146a、miR-1、miR-206、miR-133a\\b以及miR-378表达上调，而参与肌细胞增殖的miR-381和miR-93表达下调[61]。此外，Montecalvo等[62]证实，来源于鼠树突细胞的外泌体含有200多个miRNAs，其中5个miRNAs特异性存在于非成熟树突细胞的外泌体，58个miRNAs存在于成熟树突细胞的外泌体中。这种选择性的miRNA输出也存在于人的细胞系中[63]。
3 展望目前有关肌肉和脂肪互作的研究主要集中在人和鼠上，在家畜上相关报道不多。尽管越来越多证据表明，肌肉因子和脂肪因子以内分泌的方式作用于两个组织之间，促进组织间的通讯和交流。但是肌肉与脂肪生长发育是由一个复杂的、多层次的调控网络所决定。近年来，一系列研究表明，动物肌肉与脂肪组织的发育及调控，除了受到关键功能基因的影响外，还受到多种因素的调控，包括代谢产物、转录因子在基因转录水平的调控，非编码RNA(如miRNA)在转录和翻译上的调控以及基因功能代偿效应等。事实上，对单一关键基因进行人为干预的效果并不理想。外泌体作为一种新型“细胞信号”，携带多种活性因子，相对于单分子调节物，如细胞因子来说，外泌体对靶细胞具有更强的功能集成作用，也介导了不同组织或细胞间的联系。但外泌体是否参与肌肉与脂肪之间的信息联系及调节作用，其机制如何还鲜有报道。因此，洞察新的细胞因子、代谢物质、特别是外泌体功能信息，明确它们在骨骼肌、脂肪和全身代谢中的作用，为人体健康、猪肉品质以及动物营养代谢等提供新的治疗和作用靶点方面具有重要的理论和应用价值。
| [1] | GARMYN A J, HILTON G G, MATEESCU R G, et al. Estimation of relationships between mineral concentration and fatty acid composition of longissimus muscle and beef palatability traits[J]. J Anim Sci, 2011, 89(9): 2849–2858. DOI: 10.2527/jas.2010-3497 |
| [2] | BELL B M, KIRK I D, HILTBRUNNER S, et al. Designer exosomes as next-generation cancer immunotherapy[J]. Nanomedicine, 2016, 12(1): 163–169. DOI: 10.1016/j.nano.2015.09.011 |
| [3] | PAN B T, JOHNSTONE R M. Fate of the transferrin receptor during maturation of sheep reticulocytes in vitro:selective externalization of the receptor[J]. Cell, 1983, 33(3): 967–978. DOI: 10.1016/0092-8674(83)90040-5 |
| [4] | ZHANG J, LI S, LI L, et al. Exosome and exosomal microRNA:trafficking, sorting, and function[J]. Genomics Proteomics Bioinformatics, 2015, 13(1): 17–24. |
| [5] | CHANG K C, FERNANDES K. Developmental expression and 5' cloning of the porcine 2x and 2b myosin heavy chain genes[J]. DNA Cell Biol, 1997, 16(12): 1429–1437. DOI: 10.1089/dna.1997.16.1429 |
| [6] | MALTIN C A, WARKUP C C, MATTHEWS K R, et al. Pig muscle fibre characteristics as a source of variation in eating quality[J]. Meat Sci, 1997, 47(3-4): 237–248. DOI: 10.1016/S0309-1740(97)00055-7 |
| [7] |
王静, 宋新磊, 崔焕先, 等. 骨骼肌卫星细胞的特性及其增殖与分化的调控[J]. 细胞生物学杂志, 2007, 29(4): 497–502.
WANG J, SONG X L, CUI H X, et al. Characteristics and regulation on differentiation and proliferation of skeletal muscle satellite cells[J]. Chinese Journal of Cell Biology, 2007, 29(4): 497–502. (in Chinese) |
| [8] | SUZUKI K, IRIE M, KADOWAKI H, et al. Genetic parameter estimates of meat quality traits in Duroc pigs selected for average daily gain, longissimus muscle area, backfat thickness, and intramuscular fat content[J]. J Anim Sci, 2005, 83(9): 2058–2065. DOI: 10.2527/2005.8392058x |
| [9] | OTTO T C, LANE M D. Adipose development:from stem cell to adipocyte[J]. Crit Rev Biochem Mol Biol, 2005, 40(4): 229–242. DOI: 10.1080/10409230591008189 |
| [10] | SHAN T Z, LIU W Y, KUANG S H. Fatty acid binding protein 4 expression marks a population of adipocyte progenitors in white and brown adipose tissues[J]. FASEB J, 2013, 27(1): 277–287. DOI: 10.1096/fj.12-211516 |
| [11] | SITNICK M, BODINE S C, RUTLEDGE J C. Chronic high fat feeding attenuates load-induced hypertrophy in mice[J]. J Physiol, 2009, 587(Pt 23): 5753–5765. |
| [12] | LUO X, LI H X, YANG G S. Sequential expression of Wnt/β-catenin signal pathway related genes and adipocyte transcription factors during porcine adipose tissue development[J]. Chin J Biotechnol, 2008, 24(5): 746–753. DOI: 10.1016/S1872-2075(08)60039-4 |
| [13] | AKHMEDOV D, BERDEAUX R. The effects of obesity on skeletal muscle regeneration[J]. Front Physiol, 2013, 4: 371. |
| [14] | GREGOR M F, HOTAMISLIGIL G S. Inflammatory mechanisms in obesity[J]. Annu Rev Immunol, 2011, 29(1): 415–445. DOI: 10.1146/annurev-immunol-031210-101322 |
| [15] |
张罕星, 朱晓彤, 束刚, 等. 猪肌内脂肪前体细胞与皮下脂肪前体细胞分化过程中基因差异表达分析[J]. 中国农业科学, 2008, 41(11): 3760–3768.
ZHANG H X, ZHU X T, SHU G, et al. Differential mRNA expression profiles of porcine intramuscular preadipocytes compared with subcutaneous preadipocytes during differentiation[J]. Scientia Agricultura Sinica, 2008, 41(11): 3760–3768. DOI: 10.3864/j.issn.0578-1752.2008.11.043 (in Chinese) |
| [16] | LIU W Y, LIU Y Q, LAI X S, et al. Intramuscular adipose is derived from a non-Pax3 lineage and required for efficient regeneration of skeletal muscles[J]. Dev Biol, 2012, 361(1): 27–38. DOI: 10.1016/j.ydbio.2011.10.011 |
| [17] | QASEEM A, HUMPHREY L L, SWEET D E, et al. Oral pharmacologic treatment of type 2 diabetes mellitus:a clinical practice guideline from the American College of Physicians[J]. Ann Intern Med, 2012, 156(3): 218–231. DOI: 10.7326/0003-4819-156-3-201202070-00011 |
| [18] | O'GORMAN D J, KARLSSON H K R, MCQUAID S, et al. Exercise training increases insulin-stimulated glucose disposal and GLUT4(SLC2A4) protein content in patients with type 2 diabetes[J]. Diabetologia, 2006, 49(12): 2983–2992. DOI: 10.1007/s00125-006-0457-3 |
| [19] | LITTLE J P, GILLEN J B, PERCIVAL M E, et al. Low-volume high-intensity interval training reduces hyperglycemia and increases muscle mitochondrial capacity in patients with type 2 diabetes[J]. J Appl Physiol, 2011, 111(6): 1554–1560. DOI: 10.1152/japplphysiol.00921.2011 |
| [20] | MULYA A, HAUS J M, SOLOMON T P J, et al. Exercise training-induced improvement in skeletal muscle PGC-1α-mediated fat metabolism is independent of dietary glycemic index[J]. Obesity, 2017, 25(4): 721–729. DOI: 10.1002/oby.21799 |
| [21] | BOA B C S, YUDKIN J S, VAN HINSBERGH V W M, et al. Exercise effects on perivascular adipose tissue:endocrine and paracrine determinants of vascular function[J]. Br J Pharmacol, 2017, 174(20): 3466–3481. DOI: 10.1111/bph.v174.20 |
| [22] | JEON E J, HONG S Y, LEE J H. Adipokines and insulin resistance according to characteristics of pregnant women with gestational diabetes mellitus[J]. Diabetes Metab J, 2017, 41(6): 457–465. DOI: 10.4093/dmj.2017.41.6.457 |
| [23] | TREVELLIN E, SCORZETO M, OLIVIERI M, et al. Exercise training induces mitochondrial biogenesis and glucose uptake in subcutaneous adipose tissue through eNOS-dependent mechanisms[J]. Diabetes, 2014, 63(8): 2800–2811. DOI: 10.2337/db13-1234 |
| [24] | NORHEIM F, LANGLEITE T M, HJORTH M, et al. The effects of acute and chronic exercise on PGC-1α, irisin and browning of subcutaneous adipose tissue in humans[J]. FEBS J, 2014, 281(3): 739–749. DOI: 10.1111/febs.2014.281.issue-3 |
| [25] | STANFORD K I, GOODYEAR L J. Muscle-adipose tissue cross talk[J]. Cold Spring Harb Perspect Med, 2018, 8: a029801. DOI: 10.1101/cshperspect.a029801 |
| [26] | STANFORD K I, GOODYEAR L J. Exercise regulation of adipose tissue[J]. Adipocyte, 2016, 5(2): 153–162. DOI: 10.1080/21623945.2016.1191307 |
| [27] | BOSTRÖM P, WU J, JEDRYCHOWSKI M P, et al. A PGC1-α-dependent myokine that drives brown-fat-like development of white fat and thermogenesis[J]. Nature, 2012, 481(7382): 463–468. DOI: 10.1038/nature10777 |
| [28] | ARTAZA J N, BHASIN S, MAGEE T R, et al. Myostatin inhibits myogenesis and promotes adipogenesis in C3H 10T(1/2) mesenchymal multipotent cells[J]. Endocrinology, 2005, 146(8): 3547–3557. DOI: 10.1210/en.2005-0362 |
| [29] | HONDARES E, IGLESIAS R, GIRALT A, et al. Thermogenic activation induces FGF21 expression and release in brown adipose tissue[J]. J Biol Chem, 2011, 286(15): 12983–12990. DOI: 10.1074/jbc.M110.215889 |
| [30] | LEE P, LINDERMAN J D, SMITH S, et al. Irisin and FGF21 are cold-induced endocrine activators of brown fat function in humans[J]. Cell Metabolism, 2014, 19(2): 302–309. DOI: 10.1016/j.cmet.2013.12.017 |
| [31] | SEALE P, BJORK B, YANG W L, et al. PRDM16 controls a brown fat/skeletal muscle switch[J]. Nature, 2008, 454(7207): 961–967. DOI: 10.1038/nature07182 |
| [32] | CAHOVÁ M, VAVRÍNKOVÁ H, KAZDOVÁ L. Glucose-fatty acid interaction in skeletal muscle and adipose tissue in insulin resistance[J]. Physiol Res, 2007, 56(1): 1–15. |
| [33] | ROBERTS L D, BOSTRÖM P, O'SULLIVAN J F, et al. β-aminoisobutyric acid induces browning of white fat and hepatic β-oxidation and is inversely correlated with cardiometabolic risk factors[J]. Cell Metab, 2014, 19(1): 96–108. DOI: 10.1016/j.cmet.2013.12.003 |
| [34] | BROOKS G A. Cell-cell and intracellular lactate shuttles[J]. J Physiol, 2009, 587(23): 5591–5600. DOI: 10.1113/jphysiol.2009.178350 |
| [35] | CARRIÈRE A, JEANSON Y, BERGER-MVLLER S, et al. Browning of white adipose cells by intermediate metabolites:an adaptive mechanism to alleviate redox pressure[J]. Diabetes, 2014, 63(10): 3253–3265. DOI: 10.2337/db13-1885 |
| [36] | DUMORTIER O, HINAULT C, VAN OBBERGHEN E. microRNAs and metabolism crosstalk in energy homeostasis[J]. Cell Metab, 2013, 18(3): 312–324. DOI: 10.1016/j.cmet.2013.06.004 |
| [37] | HERRERA B M, LOCKSTONE H E, TAYLOR J M, et al. Global microRNA expression profiles in insulin target tissues in a spontaneous rat model of type 2 diabetes[J]. Diabetologia, 2010, 53(6): 1099–1109. DOI: 10.1007/s00125-010-1667-2 |
| [38] | INDRAKUSUMA I, SELL H, ECKEL J. Novel mediators of adipose tissue and muscle crosstalk[J]. Curr Obes Rep, 2015, 4(4): 411–417. DOI: 10.1007/s13679-015-0174-7 |
| [39] | HE A B, ZHU L L, GUPTA N, et al. Overexpression of micro ribonucleic acid 29, highly up-regulated in diabetic rats, leads to insulin resistance in 3T3-L1 adipocytes[J]. Mol Endocrinol, 2007, 21(11): 2785–2794. DOI: 10.1210/me.2007-0167 |
| [40] | LI H Y, XI Q Y, XIONG Y Y, et al. Identification and comparison of microRNAs from skeletal muscle and adipose tissues from two porcine breeds[J]. Anim Genet, 2012, 43(6): 704–713. DOI: 10.1111/age.2012.43.issue-6 |
| [41] | CHENG X, XI Q Y, WEI S, et al. Critical role of miR-125b in lipogenesis by targeting stearoyl-CoA desaturase-1(SCD-1)[J]. J Anim Sci, 2016, 94(1): 65–76. DOI: 10.2527/jas.2015-9456 |
| [42] | MASYUK A I, MASYUK T V, LARUSSO N F. Exosomes in the pathogenesis, diagnostics and therapeutics of liver diseases[J]. J Hepatol, 2013, 59(3): 621–625. DOI: 10.1016/j.jhep.2013.03.028 |
| [43] | BANG C, THUM T. Exosomes:new players in cell-cell communication[J]. Int J Biochem Cell Biol, 2012, 44(11): 2060–2064. DOI: 10.1016/j.biocel.2012.08.007 |
| [44] | SIMPSON R J, JENSEN S S, LIM J W E. Proteomic profiling of exosomes:current perspectives[J]. Proteomics, 2008, 8(19): 4083–4099. DOI: 10.1002/pmic.v8:19 |
| [45] | CABY M P, LANKAR D, VINCENDEAU-SCHERRER C, et al. Exosomal-like vesicles are present in human blood plasma[J]. Int Immunol, 2005, 17(7): 879–887. DOI: 10.1093/intimm/dxh267 |
| [46] |
林德麟, 陈婷, 黎梦, 等. 乳中miRNA的研究进展[J]. 畜牧兽医学报, 2016, 47(9): 1739–1748.
LIN D L, CHEN T, LI M, et al. Research progress of miRNA in milk[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2016, 47(9): 1739–1748. (in Chinese) |
| [47] | WAHLGREN J, STATELLO L, SKOGBERG G, et al. Delivery of small interfering RNAs to cells via exosomes[C]//SiRNA Delivery Methods. Methods in Molecular Biology, vol. 1364. New York: Humana Press, 2016: 105-125. |
| [48] | GUAY C, REGAZZI R. Exosomes as new players in metabolic organ cross-talk[J]. Diabetes Obes Metab, 2017, 19(S1): 137–146. |
| [49] | VALADI H, EKSTRÖM K, BOSSIOS A, et al. Exosome-mediated transfer of mRNAs and microRNAs is a novel mechanism of genetic exchange between cells[J]. Nat Cell Biol, 2007, 9(6): 654–659. DOI: 10.1038/ncb1596 |
| [50] | JOHNSTONE R M, MATHEW A, MASON A B, et al. Exosome formation during maturation of mammalian and avian reticulocytes:evidence that exosome release is a major route for externalization of obsolete membrane proteins[J]. J Cell Physiol, 1991, 147(1): 27–36. DOI: 10.1002/(ISSN)1097-4652 |
| [51] | HERGENREIDER E, HEYDT S, TRÉGUER K, et al. Atheroprotective communication between endothelial cells and smooth muscle cells through miRNAs[J]. Nat Cell Biol, 2012, 14(3): 249–256. DOI: 10.1038/ncb2441 |
| [52] | SONG Y X, DOU H, LI X J, et al. Exosomal miR-146a contributes to the enhanced therapeutic efficacy of interleukin-1β-primed mesenchymal stem cells against sepsis[J]. Stem Cells, 2017, 35(5): 1208–1221. DOI: 10.1002/stem.2564 |
| [53] | FORTERRE A, JALABERT A, BERGER E, et al. Proteomic analysis of C2C12 myoblast and myotube exosome-like vesicles:a new paradigm for myoblast-myotube cross talk?[J]. PLoS One, 2014, 9(1): e84153. DOI: 10.1371/journal.pone.0084153 |
| [54] | SPINAZZOLA J M, GUSSONI E. Exosomal small talk carries strong messages from muscle stem cells[J]. Cell Stem Cell, 2017, 20(1): 1–3. |
| [55] | GUESCINI M, GUIDOLIN D, VALLORANI L, et al. C2C12 myoblasts release micro-vesicles containing mtDNA and proteins involved in signal transduction[J]. Exp Cell Res, 2010, 316(12): 1977–1984. DOI: 10.1016/j.yexcr.2010.04.006 |
| [56] | ASWAD H, FORTERRE A, WIKLANDER O P B, et al. Exosomes participate in the alteration of muscle homeostasis during lipid-induced insulin resistance in mice[J]. Diabetologia, 2014, 57(10): 2155–2164. DOI: 10.1007/s00125-014-3337-2 |
| [57] | SANO S, IZUMI Y, YAMAGUCHI T, et al. Lipid synthesis is promoted by hypoxic adipocyte-derived exosomes in 3T3-L1 cells[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2014, 445(2): 327–333. DOI: 10.1016/j.bbrc.2014.01.183 |
| [58] | DENG Z B, POLIAKOV A, HARDY R W, et al. Adipose tissue exosome-like vesicles mediate activation of macrophage-induced insulin resistance[J]. Diabetes, 2009, 58(11): 2498–2505. DOI: 10.2337/db09-0216 |
| [59] | ZHANG D, LEE H, ZHU Z W, et al. Enrichment of selective miRNAs in exosomes and delivery of exosomal miRNAs in vitro and in vivo[J]. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol, 2017, 312(1): L110–L121. DOI: 10.1152/ajplung.00423.2016 |
| [60] | MATHIVANAN S, SIMPSON R J. ExoCarta:A compendium of exosomal proteins and RNA[J]. Proteomics, 2009, 9(21): 4997–5000. DOI: 10.1002/pmic.v9:21 |
| [61] | FORTERRE A, JALABERT A, CHIKH K, et al. Myotube-derived exosomal miRNAs downregulate Sirtuin1 in myoblasts during muscle cell differentiation[J]. Cell Cycle, 2014, 13(1): 78–89. DOI: 10.4161/cc.26808 |
| [62] | MONTECALVO A, LARREGINA A T, SHUFE-SKY W J, et al. Mechanism of transfer of functional microRNAs between mouse dendritic cells via exosomes[J]. Blood, 2012, 119(3): 756–766. DOI: 10.1182/blood-2011-02-338004 |
| [63] | KOSAKA N, IGUCHI H, YOSHIOKA Y, et al. Secretory mechanisms and intercellular transfer of microRNAs in living cells[J]. J Biol Chem, 2010, 285(23): 17442–17452. DOI: 10.1074/jbc.M110.107821 |