2. 广西壮族自治区兽医研究所, 广西兽医生物技术重点实验室, 南宁 530001;
3. 日本筑波大学, 生命环境系, 筑波 305-8572
2. Guangxi Key Laboratory of Veterinary Biotechnology, Guangxi Veterinary Research Institute, Nanning 530001, China;
3. Graduate School of Life and Environmental Sciences, University of Tsukuba, Tsukuba Science City 305-8572, Japan
哺乳动物受精是一个极其复杂的、有序的生理过程,包括精子依次穿透卵丘细胞层和卵子透明带,随后与卵子质膜融合并最终完成受精[1-5]。成熟的卵母细胞是以卵子-卵丘细胞复合体 (Oocyte-cumulus complex, OCC) 形式被排出。卵丘细胞对于卵母细胞正常发育和成功受精具有非常重要的作用[6]。体外受精时某些物种去除卵丘细胞会导致受精率显著降低[1]。而Adam3敲除 (Adam3 KO) 小鼠的体外研究也表明,精子不能结合到无卵丘细胞的裸卵透明带而导致受精失败[7]。A.N.Fatehi等[8]和R.Li等[9]研究发现,卵丘细胞不仅能够增加卵母细胞的体外受精率,还有助于防止多精受精,提高胚胎后续发育能力。因此,卵丘细胞的存在对于受精至关重要。
排卵前,在促排卵素LH作用下卵丘细胞间形成大量细胞外基质,主要包括透明质酸[10-11]及其各种结合蛋白, 如TSG6[12]、HAS2[13]等,这些成分的显著增加使OCC迅速膨胀,从而引发排卵反应[14]。自然受精过程中,精子首先必须要侵入并穿透卵丘细胞层。长期以来,人们一直认为具有透明质酸分解活性的透明质酸酶是受精所必须的。在小鼠精子中,已经鉴定出至少3种透明质酸酶SPAM1(也称PH-20)[15]、HYAL2[16]和HYAL5[17],它们均通过糖基磷脂酰肌醇 (Glycosylphosphatidylinositol, GPI) 锚定在精子顶体膜上,且均具有能够分解透明质酸的酶活性[15-19]。PH-20/SPAM1被透明质酸酶抑制剂或抗氨基端活性部位的抗体封闭后,小鼠精子无法穿透卵丘细胞层到达卵子透明带[20-21];而在猪上,添加抗-SPAM1多克隆抗体也能够抑制受精过程中的精/卵相互作用[22]。但基因敲除研究表明,Spam1敲除 (Spam1 KO)[18-19]和Hyal5敲除 (Hyal5 KO)[19]小鼠精子均能够穿透卵丘细胞层并使卵母细胞受精,揭示这两种透明质酸酶均非受精所必需。其中,Spam1 KO小鼠表现为精子穿透和分散卵丘细胞能力下降、受精延迟,并有大量精子蓄积在卵丘细胞层表面或外部边缘[18-19, 23]。揭示SPAM1在精子穿透卵丘细胞层过程中具有更为重要的功能,但具体机制尚不清楚。因此,本研究通过对Spam1 KO小鼠精子在IVF早期阶段的精卵互作进行观察,以初步探讨透明质酸酶SPAM1在精子侵入和穿透卵丘细胞层过程中的作用机制,为进一步阐释受精机理以及医学临床研究奠定基础。
1 材料与方法 1.1 材料 1.1.1 试验动物野生型 (WT) ICR系小鼠 (雄性:3~5月龄;雌性:8~10周龄) 购自日本SLC公司;Spam1 KO小鼠自制于筑波大学T.Baba教授实验室。小鼠的饲养管理和使用,严格按照筑波大学实验动物管理委员会的管理条例执行。
1.1.2 试剂及仪器所有化学药品除特别说明外均购自Sigma公司。抗-SPAM1[18]、抗-HYAL5[19]、抗-PRSS21[24]、抗-ADAM3[7]多克隆抗体由T. Baba教授实验室自制;抗-IZUMO1[25]单克隆抗体由大阪大学M. Okabe教授惠赠;HRP标记的羊抗兔IgG、HRP标记的羊抗大鼠IgG、Alexa Fluor 488标记的羊抗大鼠IgG购自CST公司。Bio Rad蛋白免疫印迹及成像系统;Hamilton Thorne计算机辅助精液分析 (CASA) 系统;Olympus IX71倒置荧光显微镜。
1.2 试验方法 1.2.1 引物设计与小鼠基因型鉴定根据Spam1基因序列,针对WT和KO小鼠的基因型分别设计2对引物:Spam1:5′-GGTATTCAGAGGTACGATCAG-3′和5′-TTGAAGTCCAATCGACCAGCT-3′(扩增片段大小145 bp);Spam1 mutation:5′-TCGTGCTTTACGGTATCGCCGGCTCCCG-3′和5′-TTGAAGTCCAATCGACCAGCT-3′(扩增片段大小254 bp),用于筛选子代基因敲除小鼠。剪取小鼠尾尖,添加500 μL鼠尾组织裂解液,55 ℃恒温过夜,苯酚/氯仿法抽提小鼠尾部DNA,进行PCR扩增反应。PCR反应程序:94 ℃ 2 min;94 ℃ 60 s,60 ℃ 1 min,72 ℃ 30 s,35个循环;72 ℃ 1 min。
1.2.2 精子蛋白Western blot检测与酶活性分析将雄性小鼠的新鲜附睾尾部精子回收, 置于磷酸盐缓冲液 (PBS) 中,2 000 r·min-1离心10 min, 弃上清液,用PBS重悬后,重复离心洗涤3次。沉淀物用裂解缓冲液 (20 mmol·L-1 Tris/HCl,1% Triton X-100,0.15 mol·L-1 NaCl,pH 7.4) 重悬洗涤1次,然后加入200 μL含有1%蛋白酶抑制剂混合物的裂解缓冲液,冰上裂解6 h。裂解后的精子上清液于12 000 r·min-1离心10 min, 回收备用。参照C.Zhou等[23]的方法,对目的蛋白SPAM1、HYAL5、PRSS21、ADAM3和IZUMO1进行Western blot检测;参照W.J.Kang等[26]的方法,对精子蛋白分解透明质酸的酶活性进行分析。
1.2.3 精子运动性分析附睾尾部精子回收于200 μL TYH液滴中分散培养5 min,吸取液滴上方的精子添加到含有4 mg·mL-1 BSA的TYH液滴中,37 ℃、5% CO2和100%湿度培养箱中获能培养2 h。获能后的精子采用计算机辅助精液分析 (CASA) 系统进行检测,CASA主要参数:总运动活力 (TM)、前向运动 (PM)、急速运动 (RM)、平均速度 (APV)、侧摆幅度 (ALHD)、超活化运动 (HA)。各项参数检测设定值参照C.Zhou等[23]方法。
1.2.4 体外受精 (IVF)将雌鼠腹腔注射PMSG (日本ASKA制药公司,东京) 和hCG (日本ASKA制药公司) 各5 IU,2次注射间隔48 h。hCG注射后14 h,于输卵管壶腹部收集含有M II期卵母细胞的OCC,并移至含有BSA的TYH液滴中。获能后的精子添加到TYH液滴中 (终浓度为1.5×102·μL-1),使其与卵母细胞受精。分别观察IVF 2和6 h卵丘细胞分散状况,并统计受精率。
1.2.5 精子/卵丘细胞穿透分析为了标记精子核,小鼠附睾尾部精子在含有Hoechst 33342(2.5 μg·mL-1) 的TYH液滴中分散培养10 min,然后在含有4 mg·mL-1 BSA的TYH液滴中37 ℃、5% CO2和100%湿度培养箱中获能培养2 h。获能后的精子添加到TYH液滴中 (终浓度为1.5 × 102·μL-1),与OCC相互作用30 min。互作后,带有精子的OCC用4%多聚甲醛 (PFA) 固定15 min,然后用含有0.5%聚乙烯吡咯烷酮 (PVP) 的PBS洗涤2次。加入1:100稀释的抗-IZUMO1单克隆抗体,4 ℃作用2 h。用0.5% PVP的PBS洗涤3次,加入1:200稀释的Alexa Fluor 488标记的羊抗大鼠IgG,4 ℃作用1 h。用0.5% PVP的PBS洗涤3次,装载到载玻片,倒置荧光显微镜下观察。
1.2.6 数据分析用Student’s t-检验进行统计分析试验数据。当P<0.05表示差异显著;当P<0.01表示差异极显著。
2 结果 2.1 Spam1 KO小鼠基因型鉴定与精子运动性分析对子代小鼠尾部DNA进行PCR扩增检测Spam1基因型,选择仅有KO条带的小鼠作为试验组,选择仅有WT条带的小鼠作为对照组。Western blot的结果表明,经鉴定获得的KO小鼠精子中未检测到SPAM1蛋白存在,而HYAL5、PRSS21、ADAM3和IZUMO1 4种蛋白质则正常表达。KO小鼠由于缺失SPAM1而引起精子蛋白分解透明质酸的酶活性极显著变化 (P<0.01),仅降为WT的50.3%(图 1)。CASA分析结果表明,小鼠获能精子的各项运动参数在KO和WT之间差异不显著 (P>0.05)(表 1)。
精子/卵丘细胞穿透试验结果表明,与WT相比,KO小鼠精子缺失透明质酸酶SPAM1后,导致精子穿透卵丘细胞层的能力极显著降低 (P<0.01),到达卵子透明带 (ZP) 的精子数量显著减少,而大部分精子极易黏附于OCC表面或外部边缘 (P<0.01),且极显著地影响卵丘细胞层基质中精子顶体反应的发生比率 (P<0.01)(图 2)。
小鼠精子在IVF过程中对卵丘细胞分散的状况,如图 3所示。与WT相比,KO小鼠精子对卵丘细胞分散能力显著降低。IVF 2 h时,可观察到卵丘细胞仍附着于卵母细胞,几乎未被分散;IVF时间延长至6 h,卵丘细胞虽被分散并脱离卵母细胞,但仍可观察到尚未完全分散的卵丘细胞团块。受精卵去除精子并继续培养至6 h,观察雌雄原核 (箭头) 并统计受精率。结果显示,KO小鼠精子的体外受精率呈现显著延迟 (表 2)。IVF 2 h,KO小鼠精子的体外受精率显著低于WT (P<0.05);随着IVF时间延长至6 h,两者之间没有显著差异 (P>0.05)。
透明质酸酶于1929年由D.Reynals首次发现并命名为扩散因子[27],随后被鉴定并更名为透明质酸酶,其功能主要是水解透明质酸,在受精等诸多生命活动中都发挥重要作用。大量的研究资料表明,受精时获能精子释放透明质酸酶,分解OCC中蓄积的大量透明质酸并穿透卵丘细胞层到达卵子透明带[1, 4-5]。然而利用基因敲除小鼠精子分析表明,无论是SPAM1还是HYAL5均非受精所必需[18-19]。小鼠精子缺失SPAM1,会导致精子穿透和分散卵丘细胞能力下降、受精延迟,并有大量精子蓄积在卵丘细胞层表面或外部边缘[18-19, 23],但原因不明。因此,进一步探索精子缺失SPAM1为何会对精/卵互作造成影响,并探讨其可能的作用机制显得十分必要。
本研究使用Ph-20/Spam1基因敲除杂合子 (Spam1+/-) 小鼠用于群系维持[23],所以产生的子代小鼠可能出现Spam1+/+(WT)、Spam1+/-、Spam1-/-(KO)3种表型。通过PCR反应和Western blot方法分别对小鼠尾部基因组DNA和精子蛋白进行了鉴定,筛选获得的Spam1 KO小鼠精子中不存在SPAM1蛋白。而Spam1 KO小鼠在精子形态、数量、大小[19]以及获能后精子运动性[23]等方面与WT没有显著差异,这一结果在本研究中也得到了印证。此外,Spam1 KO小鼠精子的透明质酸分解活性显著降低,并造成IVF时精子分散卵丘细胞能力下降,说明精子的透明质酸酶活性和卵丘细胞分散密切相关。这与S.Yoon等[22]和W.J.Kang等[26]的研究结果相似。成熟卵母细胞是以OCC的形式被排出。卵丘细胞层是受精时精子要穿越的第一道屏障。卵丘细胞能够参与精-卵之间的相互识别、引导和控制精子趋向卵母细胞、维持精子运动活力、诱导精子获能以及提高精子穿卵能力[1, 28-30]。Spam1 KO小鼠精子在IVF时表现为穿透卵丘细胞层能力下降、受精延迟。本研究还发现Spam1 KO小鼠精子缺失Spam1后,导致精子极易黏附于OCC表面或外部边缘。小鼠精子透明质酸酶SPAM1在精子侵入和穿透卵丘细胞层时,可能具有某种非常重要但又非必需的功能。笔者前期的研究结果表明,利用透明质酸酶抑制剂Apigenin完全抑制精子的透明质酸分解活性,精子仍能正常侵入和穿透卵丘细胞层并完成受精[26]。综上表明,由于小鼠精子缺失SPAM1,而非缺失透明质酸酶活性造成的。因此,SPAM1在精子穿卵过程中除了具有分解透明质酸的酶活性外,可能还存在信号转导等其它的非酶活性功能。
受精时卵丘细胞及其细胞外基质也能诱导精子发生顶体反应[31]。已经发生顶体反应的精子仍然能够二次穿透ZP与卵母细胞完成受精[32]。体外受精时,某些物种在去除卵丘细胞条件下会导致受精率显著下降[1]。利用Cd46 KO小鼠研究证明,精子发生自发性顶体反应的比率与受精能力呈正相关[33]。本研究发现,相比于WT小鼠,Spam1 KO小鼠精子在TYH培养液中的获能及随后自发性顶体反应呈现显著延迟 (数据未发表)。穿卵30 min后,卵丘细胞层基质中的Spam1 KO小鼠精子发生顶体反应的比率显著低于WT。这些因素可能是导致Spam1 KO小鼠体外受精延迟的原因,揭示精子获能及随后发生顶体反应比率和受精能力密切相关。
4 结论Spam1 KO小鼠精子缺失透明质酸酶SPAM1后,OCC中精子发生顶体反应的比率显著降低,导致KO精子穿透卵丘细胞层能力下降、受精延迟,大部分精子极易黏附于OCC表面或外部边缘。揭示SPAM1在穿卵过程中除了具有分解透明质酸的作用外,还存在其它的非酶活性功能。
[1] | KNOBIL E, NEILL J D. The physiology of reproduction[M]. 2nd ed. New York: Raven Press, 1994: 189-317. |
[2] | WASSARMAN P M. Mammalian fertilization: molecular aspects of gamete adhesion, exocytosis, and fusion[J]. Cell, 1999, 96(2): 175–183. DOI: 10.1016/S0092-8674(00)80558-9 |
[3] | WASSARMAN P M, JOVINE L, LITSCHER E S. A profile of fertilization in mammals[J]. Nat Cell Biol, 2001, 3(2): E59–E64. DOI: 10.1038/35055178 |
[4] | PRIMAKOFF P, MYLES D G. Penetration, adhesion, and fusion in mammalian sperm-egg interaction[J]. Science, 2002, 296(5576): 2183–2185. DOI: 10.1126/science.1072029 |
[5] | IKAWA M, INOUE N, BENHAM A M, et al. Fertilization: a sperm's journey to and interaction with the oocyte[J]. J Clin Invest, 2010, 120(4): 984–994. DOI: 10.1172/JCI41585 |
[6] | VANSOFLA F N, ROSHANGAR L, MONTASERI A, et al. Impact of prunus cerasus on PGR and HAS2 in cumulus cells and fertility outcome[J]. Adv Pharm Bull, 2016, 6(1): 65–69. DOI: 10.15171/apb.2016.010 |
[7] | NISHIMURA H, KIM E, NAKANISHI T, et al. Possible function of the ADAM1a/ADAM2 fertilin complex in the appearance of ADAM3 on the sperm surface[J]. J Biol Chem, 2004, 279(33): 34957–34962. DOI: 10.1074/jbc.M314249200 |
[8] | FATEHI A N, ZEINSTRA E C, KOOIJ R V, et al. Effect of cumulus cell removal of in vitro matured bovine oocytes prior to in vitro fertilization on subsequent cleavage rate[J]. Theriogenolngy, 2002, 57(4): 1347–1355. DOI: 10.1016/S0093-691X(01)00717-8 |
[9] | LI R, NORMAN G R, ARMSTRONG D T, et al. Oocyte-secreted factor (s) determine functional differences between bovine mural granulosa cells and cumulus cells[J]. Biol Reprod, 2000, 63(3): 839–845. DOI: 10.1095/biolreprod63.3.839 |
[10] | ZHANG H, TIAN S, KLAUSEN C, et al. Differential activation of noncanonical SMAD2/SMAD3 signaling by bone morphogenetic proteins causes disproportionate induction of hyaluronan production in immortalized human granulosa cells[J]. Mol Cell Endocrinol, 2016, 428: 17–27. DOI: 10.1016/j.mce.2016.03.016 |
[11] | CHEN X Y, BONFIGLIO R, BANERJI S, et al. Micromechanical analysis of the hyaluronan-rich matrix surrounding the oocyte reveals a uniquely soft and elastic composition[J]. Biophys J, 2016, 110(12): 2779–2789. DOI: 10.1016/j.bpj.2016.03.023 |
[12] | BRIGGS D C, BIRCHENOUGH H L, ALI T, et al. Metal Ion-dependent heavy chain transfer activity of TSG-6 mediates assembly of the cumulus-oocyte matrix[J]. J Biol Chem, 2015, 290(48): 28708–28723. DOI: 10.1074/jbc.M115.669838 |
[13] | SANTOS J D R, BATISTA R I T P, MAGALHĀES L C, et al. Overexpression of hyaluronan synthase 2 and gonadotropin receptors in cumulus cells of goats subjected to one-shot eCG/FSH hormonal treatment for ovarian stimulation[J]. Anim Reprod Sci, 2016, 170: 15–24. DOI: 10.1016/j.anireprosci.2016.03.008 |
[14] | RICHARDS J S. Ovulation: new factors that prepare the oocyte for fertilization[J]. Mol Cell Endocrinol, 2005, 234(1-2): 75–79. DOI: 10.1016/j.mce.2005.01.004 |
[15] | PRIMAKOFF P, HYATT H, MYLES D G. A role for the migrating sperm surface antigen PH-20 in guinea pig sperm binding to the egg zona pellucida[J]. J Cell Biol, 1985, 101(6): 2239–2244. DOI: 10.1083/jcb.101.6.2239 |
[16] | MODELSKI M J, MENLAH G, WANG Y, et al. Hyaluronidase 2: a novel germ cell hyaluronidase with epididymal expression and functional roles in mammalian sperm[J]. Biol Reprod, 2014, 91(5): 109. |
[17] | KIM E, BABA D, KIMURA M, et al. Identification of a hyaluronidase, Hyal5, involved in penetration of mouse sperm through cumulus mass[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2005, 102(50): 18028–18033. DOI: 10.1073/pnas.0506825102 |
[18] | BABA D, KASHIWABARA S I, HONDA A, et al. Mouse sperm lacking cell surface hyaluronidase PH-20 can pass through the layer of cumulus cells and fertilize the egg[J]. J Biol Chem, 2002, 277(33): 30310–30314. DOI: 10.1074/jbc.M204596200 |
[19] | KIMURA M, KIM E, KANG W, et al. Functional roles of mouse sperm hyaluronidases, HYAL5 and SPAM1, in fertilization[J]. Biol Reprod, 2009, 81(5): 939–947. DOI: 10.1095/biolreprod.109.078816 |
[20] | LIN Y, MAHAN K, LATHROP W F, et al. A hyaluronidase activity of the sperm plasma membrane protein PH-20 enables sperm to penetrate the cumulus cell layer surrounding the egg[J]. J Cell Biol, 1994, 125(5): 1157–1163. DOI: 10.1083/jcb.125.5.1157 |
[21] | MYLES D G, PRIMAKOFF P. Why did the sperm cross the cumulus? To get to the oocyte. Functions of the sperm surface proteins PH-20 and fertilin in arriving at, and fusing with, the egg[J]. Biol Reprod, 1997, 56(2): 320–327. DOI: 10.1095/biolreprod56.2.320 |
[22] | YOON S, CHANG K T, CHO H, et al. Characterization of pig sperm hyaluronidase and improvement of the digestibility of cumulus cell mass by recombinant pSPAM1 hyaluronidase in an in vitro fertilization assay[J]. Anim Reprod Sci, 2014, 150(3-4): 107–114. DOI: 10.1016/j.anireprosci.2014.09.002 |
[23] | ZHOU C, KANG W, BABA T. Functional characterization of double-knockout mouse sperm lacking SPAM1 and ACR or SPAM1 and PRSS21 in fertilization[J]. J Reprod Dev, 2012, 58(3): 330–337. DOI: 10.1262/jrd.2011-006 |
[24] | YAMASHITA M, HONDA A, OGURA A, et al. Reduced fertility of mouse epididymal sperm lacking Prss21/Tesp5 is rescued by sperm exposure to uterine microenvironment[J]. Genes Cells, 2008, 13(10): 1001–1013. DOI: 10.1111/gtc.2008.13.issue-10 |
[25] | IKAWA M, TOKUHIRO K, YAMAGUCHI R, et al. Calsperin is a testis-specific chaperone required for sperm fertility[J]. J Biol Chem, 2011, 286(7): 5639–5646. DOI: 10.1074/jbc.M110.140152 |
[26] | KANG W J, ZHOU C, KOGA Y, et al. Hyaluronan-degrading activity of mouse sperm hyaluronidase is not required for fertilization?[J]. J Reprod Dev, 2010, 56(1): 140–144. DOI: 10.1262/jrd.09-152N |
[27] | DURAN-REYNALS F. Tissue permeability and the spreading factors in infection: A contribution to the host: parasite problem[J]. Bacteriol Rev, 1942, 6(4): 197–252. |
[28] | OREN-BENAROYA R, ORVIETO R, GAKAMSKY A, et al. The sperm chemoattractant secreted from human cumulus cells is progesterone[J]. Hum Reprod, 2008, 23(10): 2339–2345. DOI: 10.1093/humrep/den265 |
[29] | LISHKO P V, BOTCHKINA I L, KIRICHOK Y. Progesterone activates the principal Ca2+ channel of human sperm[J]. Nature, 2011, 471(7338): 387–391. DOI: 10.1038/nature09767 |
[30] | SHIMADA M, YANAI Y, OKAZAKI T, et al. Hyaluronan fragments generated by sperm-secreted hyaluronidase stimulate cytokine/chemokine production via the TLR2 and TLR4 pathway in cumulus cells of ovulated COCs, which may enhance fertilization[J]. Development, 2008, 135(11): 2001–2011. DOI: 10.1242/dev.020461 |
[31] | JIN M, FUJIWARA E, KAKIUCHI Y, et al. Most fertilizing mouse spermatozoa begin their acrosome reaction before contact with the zona pellucida during in vitro fertilization[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2011, 108(12): 4892–4896. DOI: 10.1073/pnas.1018202108 |
[32] | INOUE N, SATOUH Y, IKAWA M, et al. Acrosome-reacted mouse spermatozoa recovered from the perivitelline space can fertilize other eggs[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2011, 108(50): 20008–20011. DOI: 10.1073/pnas.1116965108 |
[33] | INOUE N, IKAWA M, NAKANISHI T, et al. Disruption of mouse CD46 causes an accelerated spontaneous acrosome reaction in sperm[J]. Mol Cell Biol, 2003, 23(7): 2614–2622. DOI: 10.1128/MCB.23.7.2614-2622.2003 |