促分裂原活化蛋白激酶（Mitogen-activated pro-tein kinase，MAPK）是一类丝氨酸/苏氨酸（Thr/Ser）蛋白激酶，普遍存在于哺乳动物、高等植物和真菌等高等真核生物体内[1]。MAPK的结构和功能在进化中都是高度保守的。由MAPK介导的细胞信号转导参与了包括细胞分裂、细胞分化以及多种胁迫应答过程，并且MAPK还涉及激素介导的信号通路[2]。
研究显示，植物的MAPK家族参与了调控植物生长发育的过程，包括配子形成、胚胎发育、形态发生、衰老、脱落、受精和种子的形成[3]。如MAPK家族可以作为受体样激酶（Receptor-like kinase，RLKs）的下游信号分子参与调节植物的生长发育过程，其中对拟南芥AtMPK3和AtMPK6研究较为深入，其能作为RLKs的下游信号分子参与调节植物生长发育、细胞通讯过程[4-6]。有研究显示，烟草MAPK级联信号通路NPK1-NQK1-NRK1在调控细胞分裂中发挥重要的作用[7-9]。植物的MAPK还参与逆境胁迫以及激素信号应答。如拟南芥MAPK级联反应中，AtMKK1或AtMKK2通过激活下游的AtMPK4，不仅调控水杨酸（Salicylic acid，SA）的积累、活性氧（Reactive oxygen species，ROS）的平衡，还对低温、高盐和机械损伤等非生物胁迫也能作出响应[10-12]。
水稻MAPK同样参与了水稻的生长发育、生物胁迫应答和非生物胁迫应答过程，有些MAPK与调控植物激素信号通路有关，如OsMPK6的活性能被白叶枯病菌的侵染所激活，从而引起抗逆植物激素的积累，活化茉莉酸（Jasmonic acid，JA）和水杨酸信号通路，进而上调抗病基因的表达量，增强植株局部对白叶枯病菌的抗性[13-14]。OsMPK5参与水稻对高盐、干旱、紫外、臭氧、重金属、高温及低温胁迫等几乎所有非生物胁迫应答过程[15-16]；OsMEK1-OsMAP1级联通路则广泛参与了水稻的低温胁迫应答过程[17]。尽管许多MAPK参与水稻的生物与非生物胁迫应答及生长发育过程[2]，但其生物学功能和作用机制仍有待深入研究。
本实验室前期对水稻MAPK家族成员OsMPK14的研究显示，该基因参与多种水稻非生物胁迫应答过程[18]，水稻功能未知基因OsMPK15与其同源性最高。为此，本研究拟克隆OsMPK15的cDNA编码区，并通过qRT-PCR技术检测OsMPK15的表达特性，旨为后续的功能研究奠定基础。
1 材料与方法 1.1 材料水稻材料为粳稻品种日本晴（Oryza sativa L. japonica.cv. Nipponbare）。克隆载体pEASY-T载体和高纯度质粒小提试剂盒购自北京全式金有限公司，大肠杆菌（Escherichia coli）DH5α由河南师范大学生命科学学院植物发育分子细胞生物学实验室保存。TRIzol总RNA提取试剂、反转录试剂盒、荧光定量试剂盒SYBR PrimeScript RT-PCR Kit、SYBR® Premix Ex TaqTM、限制性内切酶均购自大连宝生物公司；植物激素脱落酸（Abscisic acid，ABA）、水杨酸、茉莉酸、聚乙二醇（Polyethylene glycol，PEG6000）、氯化钠（Sodium chloride）、氨苄霉素（Ampicillin）购于北京鼎国生物公司。
1.2 方法 1.2.1 水稻幼苗的种植及处理取日本晴水稻种子若干置于小烧杯中，用75%的酒精消毒30 s，再用无菌水冲洗5-6次，每次冲洗1 min。用无菌水完全淹没种子，浸泡1 h。将种子转移至培养皿中，加入适量的水（不能完全淹没种子），28℃黑暗培养2-3 d。待种子长出幼芽后，采用人工气候箱进行培养，培养条件为28℃、光照强度16 000 lx、光照时间为16 h/d。将水培生长15 d的水稻幼苗转移到培养皿中。待水稻幼苗适应2 d后，分别用含有150 mmol/L NaCl（盐胁迫）、30% PEG6000（模拟干旱胁迫）、100 µmol/L JA、100 µmol/L SA和100 µmol/L ABA的Yoshida培养液[19]处理水稻幼苗，处理方法参照张静等[20]方法进行。分别在处理0、3、6、9、12和24 h后取水稻幼苗的根组织适量，经液氮速冻后，保存于-80℃超低温冰箱中备用。
1.2.2 水稻的大田种植及取材试验田平整、浸泡作为苗床育苗，2014年5月1日将种子分散播种至苗床，加水淹没苗床，2014年5月25日进行分苗，在水稻生长至幼穗期取其根、茎、叶、叶鞘、幼穗（生长至1-2 cm、3-5 cm、5-8 cm）组织，液氮速冻后保存于-80℃冰箱。
1.2.3 总RNA的提取和cDNA的合成采用TRizon法提取上述组织的总RNA，经快速电泳，检测确认后，按照反转录试剂盒说明书，配制反转录反应体系，制备cDNA。
1.2.4 水稻OsMPK15的cDNA编码区的克隆以上述制备的水稻根组织的cDNA为模板，用根据水稻OsMPK15编码框设计引物P1/P2，扩增OsMPK15的cDNA编码区。PCR反应体系为cDNA 1 μL、上下游引物各0.5 μL、dNTP 2.5 μL、5×Taq buffer 5 μL、Taq酶0.5 μL，加ddH2O至终体积50 μL；反应程序为95℃ 2 min；95℃ 20 s，53℃ 20 s，72℃ 1 min，40个循环；72℃ 5 min；4℃保存。以1%的琼脂糖凝胶电泳检测PCR产物，采用快速琼脂糖凝胶DNA回收试剂盒回收目的条带。取3 μL回收产物与pEASY-T载体（含T4连接酶）连接后转入大肠杆菌DH5α感受态细胞，将转化产物涂布于含有100 μg/mL Ampicillin的LB固体培养基上，于37℃恒温培养箱倒置过夜培养。挑取LB固体培养基的单克隆，接种至5 mL含有100 μg/mL Ampicillin的LB液体培养基中，37℃，200 r/min，震荡培养过夜，双酶切鉴定后测序。将测序获得的OsMPK15的cDNA编码区提交至NCBI（http://www.ncbi.nlm.nih.gov/）进行序列分析和同源检索。采用DNAMAN软件进行序列比对，绘制系统发育树。引物（表 1）均委托苏州金唯智生物公司合成。
以组成型表达的OsActin1为内参基因进行实时定量荧光PCR检测，以反转录制备的各个组织样品的cDNA为模板，采用P3/P4和P5/P6引物组合分别扩增OsMPK15和OsActin1。荧光定量反应体系为SYBR®Premix Ex TaqTM（2×）10 μL，上下游引物（10 µmol/L）各0.4 μL，ROX Reference Dye Ⅱ（50×）0.4 μL，cDNA 2 μL，加ddH2O至终体系20 μL。使用ABI 7500实时PCR仪（Applied Biosystems）进行PCR扩增。反应采用两步法PCR扩增标准程序95℃ 30 s；95℃ 5 s；60℃ 30 s，40个循环。每个组织进行3次重复，采用2-△△Ct法分析结果，数据统计采用Excel软件，显著性分析采用Spass v19.0软件。
1.2.6 OsMPK15对非生物胁迫和激素的响应分析取经过干旱、高盐、激素处理的水稻幼苗根组织，以组成型表达的OsActin1为内参基因，进行OsMPK15的qRT-PCR分析，操作同1.2.5。
2 结果 2.1 水稻OsMPK15的cDNA编码区的克隆以提取的总RNA反转录得到的cDNA为模板，P1/P2为引物，扩增得到1条约1 500 bp的特异性片段，与预期的OsMPK15序列的cDNA编码区序列大小符合（图 1-A）。将上述PCR产物进行胶回收，与pEASY-T载体连接。将连接产物转化大肠杆菌，筛选转化子。挑取若干单菌落分别扩大培养，提取质粒进行双酶切鉴定（图 1-B）。将筛选到的阳性克隆进行测序，测序结果显示，通过RT-PCR技术克隆的OsMPK15序列与文献推测的序列[21]一致，OsMPK15的cDNA编码区长1 497 bp，预期编码498个氨基酸和1个终止密码子。
|
| 图 1 OsMPK15的cDNA编码区的扩增和克隆 A：OsMPK15的cDNA编码区扩增产物的琼脂糖凝胶电泳（M：DNA Marker D2000；1：扩增产物；）；B：pEASY-T-OsMPK15重组载体Hind Ⅲ/Xba Ⅰ双酶切鉴定（M：DNA Marker D2000；1-2：双酶切产物） |
将OsMPK15的cDNA编码区序列提交至NCBI，分析其编码蛋白的保守结构域，发现该蛋白在第13-304处的氨基酸对应MAPK特有的丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶结构域。利用DNAMAN软件，对水稻MAPK家族E组的3个成员OsMPK13、OsMPK14和OsMPK15进行比对（图 2），发现尽管构成3种蛋白的氨基酸数目不同，但是序列同源性很高，尤其是N端序列相似性很高，其序列差异主要体现在C端；且丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶结构域具有高度保守性，都具有TDY基序。其中OsMPK14和OsMPK15蛋白同源性达到82.87%。
|
| 图 2 水稻MAPK家族E组3个成员的氨基酸序列比对 虚线方框内为水稻E家族共有的TDY基序，下划线对应丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶结构域 |
将OsMPK15蛋白质序列提交至NCBI进行BLAST检索，选择其中11种同源性较高的，来自花生、番茄、葡萄、卷柏、小麦、拟南芥、烟草、棉花及苜蓿的MAPK，采用DNAMAN软件进行多序列比对分析，结果（图 3）显示，与水稻OsMPK15相似性最高的是小麦TaMPK2，同源性高达79.78%，提示二者可能是同源基因。
|
| 图 3 基于水稻OsMPK15与其他植物MAPK序列构建的系统发育树 AdMPK20（Arachis diogoi，ABI95363.1）；SlMPK12（Solanum lycopersicum，NP_001234664.1）；AtMPK9（Arabidopsis thaliana，BAA92223.1）；VvMPK（Vitis vinifera，CBI26902.3）；SmMPK16（Selaginella moellendorffii，XP_002961155.1）；TaMPK2（Triticum aestivum，ABC54585.1）；AlMPK16（Arabidopsis lyrata subsp，XP_002873923.1）；AtMPK16（Arabidopsis thaliana，NP_197402.1）；GhMPK16（Gossypium hirsutum，ADI52623.1）；MtMPK16（Medicago truncatula，XP_003594097.1）；NtMPK（Nicotiana tabacum，AFP20219.1） |
以组成型表达的OsActin1为内参基因，通过荧光定量PCR检测OsMPK15在幼穗期水稻根、茎、叶、叶鞘以及不同发育阶段幼穗组织中的相对表达水平。结果（图 4）显示，OsMPK15在水稻幼穗期所检测的各组织中普遍表达，但表达水平存在差异。其中在叶和叶鞘中的表达量显著高于在其他组织中的表达量，是其他组织中表达量的4-6倍。
|
| 图 4 OsMPK15在水稻幼穗期各组织中的表达 * P < 0.05，** P < 0.01，n=3（下同） |
以JA、SA和ABA分别处理15 d的水稻幼苗，以水稻OsActin1作为内参基因，采用qRT-PCR技术检测OsMPK15在3种激素处理后的根中24 h之内的表达变化。结果（图 5）显示，OsMPK15对3种激素均有应答，在检测的24 h内，均出现表达水平上调，而后恢复的趋势，但是表达峰值出现的时间不同，其中JA处理12 h后其表达上调了4倍，SA处理3 h后表达上调了4倍，ABA处理9 h后其表达上调了7倍，提示该基因对这些激素的敏感度和应答模式存在差异。
|
| 图 5 JA、SA和ABA激素处理对OsMPK15基因表达的影响 A：JA处理；B：SA处理；C：ABA处理 |
对水稻幼苗进行模拟干旱和高盐处理，采用实时荧光PCR检测该基因在根中24 h之内的表达变化，发现在模拟干旱的胁迫下，OsMPK15的表达量出现明显上调，在处理的12 h内其表达量维持在0 h的3倍左右，随后呈现下降趋势；在高盐处理条件下，其表达量也有上调，在9 h内表达量逐渐上升，达到2倍后呈现下降趋势（图 6）。结果表明，干旱和高盐对OsMPK15的表达都有影响，但是相比之下，干旱对该基因表达的影响更为显著。
|
| 图 6 干旱和盐胁迫对OsMPK15表达的影响 A：PEG6000模拟干旱处理；B：NaCl模拟盐处理 |
无论酵母还是动植物的MAPK在进化过程中都高度保守，具有相似的保守结构。与动物的细胞外调节蛋白激酶（Extracellular regulated protein kinases，ERK）相似，植物MAPK活性环上同样具有TDY或TEY基序[21]。同样，依据活性环上特殊基序TXY的种类（TEY/TDY），将水稻MAPK划分为A-F 7组，本研究通过RT-PCR技术克隆的OsMPK15序列与文献推测的序列[22]一致，预期编码的蛋白包含498个氨基酸，属于E组成员。与之同属E组的OsMPK13已被证实参与苯并噻二唑（Benzothiadiazole，BTH）诱导的水稻抗病反应[23]，OsMPK14在水稻的非生物胁迫与激素应答调控过程中具有重要作用[22]，但对OsMPK15的研究尚未见报道。
不良的土壤条件如干旱、高盐等是制约水稻产量的主要因素。已有研究显示，MAPK在植物应答多种非生物胁迫的过程中扮演了重要的角色。例如，在拟南芥中，低温、高盐、机械损伤等可以显著提高AtMEKK1的转录水平[24]；低温、干旱、高渗、创伤等可以激活AtMPK4和AtMPK6的瞬时表达[25]。水稻中OsMPK4、OsMPK5、OsMPK7、OsMPK8和OsMPK12等都可以被干旱、盐或者温度的变化而诱导表达[26-28]。为了研究非生物胁迫对水稻OsMPK15基因表达的影响，本研究模拟了干旱和高盐胁迫，并利用实时荧光定量PCR技术进行了检测。发现在干旱和盐胁迫下，OsMPK15在根中的表达量均出现上调。相对于盐胁迫，OsMPK15对干旱胁迫更敏感。有报道显示，与OsMPK15同源性极高的OsMPK14和小麦TaMPK2均参与了非生物胁迫和激素的应答调控过程[22]。已有研究显示，外源ABA影响了多种植物MAPK基因的表达、蛋白的积累以及酶的活性，MAPK还参与了ABA介导的多种信号通路，包括氧化防御、保卫细胞信号转导和种子的萌发[29-32]。在拟南芥中，JA和SA可以诱导AtMPK6和AtMPK3的表达[33-34]。本研究发现，OsMPK15对激素ABA、JA和SA均有响应，其中以ABA诱导OsMPK15表达上调幅度最大。鉴于ABA是植物逆境胁迫相关激素，OsMPK15对ABA处理产生高度的应答反应，同样暗示该基因可能参与了水稻的逆境胁迫应答过程。本研究还发现，OsMPK15的表达与实验室前期报道的OsMPK14基因的表达模式十分相似，但也存在显著差异，如OsMPK14的表达在一定程度上受到干旱胁迫的抑制作用[18]，这些结果说明这两种水稻MAPK与水稻的非生物胁迫应答有密切联系。此外，OsMPK15在幼穗期的水稻各组织中在叶和叶鞘中优势表达，OsMPK14在水稻地上部分的表达受到光的负调控[18]，提示它们也可能与水稻的光信号通路存在关联，值得进一步的深入研究。
本研究结果提示，水稻OsMPK15可能与水稻的非生物胁迫应答、激素信号通路以及光信号通路有所关联，但其具体功能尚未见报道，应答机制也有待研究。目前，实验室已通过CRISPR-Cas9基因组编辑技术构建了OsMPK15敲除水稻，后续将开展对OsMPK15与水稻非生物胁迫应答、激素应答、光信号通路关系的研究，以期对其功能开展进一步的分析鉴定，为揭示其在体内的作用机制提供理论依据。
4 结论克隆了水稻OsMPK15的cDNA编码区，发现该基因在不同组织中表达存在差异，能够被ABA、SA、JA高度诱导，同时受干旱和盐胁迫影响，推测该基因可能与水稻的抗逆应答过程密切相关。
| [1] |
Nam-Soo J. The rice MAPKK-MAPK interactome: the biological significance of MAPK components in hormone signal transduction[J]. Plant Cell, 2013, 32: 923-931. DOI:10.1007/s00299-013-1437-y |
| [2] |
Huang HJ, Fu SF, Tai YH, et al. Expression of Oryza sativa MAP kinase gene is developmentally regulated and stress-responsive[J]. Physiology Plant, 2002, 114: 572-580. DOI:10.1034/j.1399-3054.2002.1140410.x |
| [3] |
Krishna M, Narang H. The complexity of mitogen-activated protein kinases(MAPKs)made simple[J]. Cellular and Molecular Life Science, 2008, 65(22): 3525-3544. DOI:10.1007/s00018-008-8170-7 |
| [4] |
De Smet I, Voss U, Jürgens G, et al. Receptor-like kinases shape the plant[J]. Cell Biology, 2009, 11: 1166-1173. |
| [5] |
Li J, Tax FE. Receptor-like kinases: key regulators of plant development and defense[J]. Plant Biol, 2013, 55: 1184-1187. |
| [6] |
Gish LA, Clark SE. The RLK/Pelle family of kinases[J]. Plant J, 2011, 66: 117-127. DOI:10.1111/tpj.2011.66.issue-1 |
| [7] |
Nishihama R, Ishikawa M, et al. The NPK1 mitogen-activated protein kinase kinase kinase is a regulator of cell-plate formation in plant cytokinesis[J]. Genes Dev, 2001, 3: 352-363. |
| [8] |
Soyano T, Nishihama R, et al. NQK1/NtMEK1 is a MAPKK that acts in the NPK1 MAPKKK-mediated MAPK cascade and is required for plant cytokinesis[J]. Genes Dev, 2003, 17: 1055-1067. DOI:10.1101/gad.1071103 |
| [9] |
Wen JQ, Oono K, Imai R. Two novel mitogen-activated protein signaling componets, OsMEK1 and OsMAP1, are involved in a moderate low-temperature signaling pathway in rice[J]. Plant Physiology, 2002, 129(4): 1880-1891. DOI:10.1104/pp.006072 |
| [10] |
Hadiarto T, Nanmori T, Matsuoka D, et al. Activation of Arabidopsis MAPK kinase(AtMEKK1)and induction of AtMEKK1-AtMEK1 pathway by wounding[J]. Planta, 2006, 223(4): 708-713. DOI:10.1007/s00425-005-0126-7 |
| [11] |
Teige M, et al. The MKK2 pathway mediates cold and salt stress signaling in Arabidopsis[J]. Mol Cell, 2004, 1: 141-152. |
| [12] |
Pitzschke A, Djamei A, Bitton F, et al. A major role of the MEKK1-MKK1/2-MPK4 pathway in ROS signaling[J]. Molecular Plant, 2009, 2(1): 120-137. DOI:10.1093/mp/ssn079 |
| [13] |
Yuan B, Shen X, Li X, et al. Mitogen-activated protein kinase OsMPK6 negatively regulates rice disease resistance to bacterial pathogens[J]. Planta, 2007, 226(4): 953-960. DOI:10.1007/s00425-007-0541-z |
| [14] |
Shen X, Yuan B, Liu H, et al. Opposite functions of a rice mitogen-activated protein kinase during the process of resistance against Xanthomonas oryzae[J]. Plant J, 2010, 64(1): 86-99. |
| [15] |
Xiong L, Yang Y. Disease resistance and abiotic stress tolerance in rice are inversely modulated by an abscisic acid-inducible mitogen-activated protein kinase[J]. Plant Cell, 2003(3): 745-759. |
| [16] |
Agrawal GK, et al. Isolation of novel rice(Oryza sativa L.)multi-ple stress responsive MAP kinase gene, OsMSRMK2, whose mRNA accumulates rapidly in response to environmental cues[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2002, 5: 1009-1016. |
| [17] |
Wen JQ, Oono K, Imai R. Two novel mitogen-activated protein signaling components, OsMEK1 and OsMAP1, are involved in a moderate low-temperature signaling pathway in rice[J]. Plant Physiology, 2002, 129(4): 1880-1891. DOI:10.1104/pp.006072 |
| [18] |
梁卫红, 等. 水稻促分裂原活化蛋白激酶基因OsMPK14的克隆及表达分析[J]. 中国水稻科学, 2010(2): 125-130. |
| [19] |
Yoshida S, Forno DA, Cock JH, et al. Laboratory manual for physiological studies of rice[M]. Manila: International Rice Research Institute, 1976.
|
| [20] |
张静, 梁卫红. 2种非生物胁迫和7种激素对水稻OsAQP基因表达的影响[J]. 河南师范大学学报:自然科学版, 2016, 44(1): 105-109. |
| [21] |
Jiang M, Wen F, Cao JM, et al. Genome-wide exploration of the molecular evolution and regulatory network of mitogen-activated protein kinase cascades upon multiple stresses in Brachypodium distachyon[J]. BMC Genomics, 2015, 16: 228. DOI:10.1186/s12864-015-1452-1 |
| [22] |
Reyna NS, Yang Y. Molecular analysis of the rice MAP kinase gene family in relation to Magnaporthe grisea infection[J]. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2006, 19(5): 530-540. DOI:10.1094/MPMI-19-0530 |
| [23] |
Song D, et al. A novel rice MAPK gene, OsBIMK2, is involved in disease-resistance responses[J]. Plant Biol, 2006, 5: 587-596. |
| [24] |
Mizoguchi T, Irie K, et al. A gene encoding a mitogen-activated protein kinase kinase kinase is induced simultaneously with genes for a mitogen-activated protein kinase and an S6 ribosomal protein kinase by touch, cold, and water stress in Arabidopsis thaliana[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 1996, 93: 765-769. DOI:10.1073/pnas.93.2.765 |
| [25] |
Ichimura K, Mizoguchi T, Yoshida R, et al. Various abiotic stresses rapidly activate Arabidopsis MAP kinases ATMPK4 and ATMPK6[J]. Plant J, 2000, 24: 655-665. DOI:10.1046/j.1365-313x.2000.00913.x |
| [26] |
Jeong M, Park S, Lee S, et al. A rice(Oryza sativa L.)MAP kinase gene, OsMAPK44, is involved in response to abiotic stresses[J]. Plant Cell Tissue Organ Cult, 2006, 85(2): 151-160. DOI:10.1007/s11240-005-9064-0 |
| [27] |
Agrawal GK, Agrawal SK, Shibato J, et al. Novel rice MAP kinases OsMSRMK3 and OsWJUMK1 involved in encountering diverse environmental stresses and developmental regulation[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2003, 300(3): 775-783. DOI:10.1016/S0006-291X(02)02868-1 |
| [28] |
Agrawal GK, Tamogami S, Iwahashi H, et al. Transient regulation of jasmonic acid-inducible rice MAP kinase gene(OsBWMK1)by diverse biotic and abiotic stresses[J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2003, 41(4): 355-361. DOI:10.1016/S0981-9428(03)00030-5 |
| [29] |
Jammes F, Song C, Shin D, et al. MAP kinases MPK9 and MPK12 are preferentially expressed in guard cells and positively regulate ROS-mediated ABA signaling[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2009, 106: 20520-20525. DOI:10.1073/pnas.0907205106 |
| [30] |
Xing Y, Jia W, Zhang J. AtMKK1 mediates ABA-induced CAT1 expression and H2O2 production via AtMPK6-coupled signaling in Arabidopsis[J]. Plant J, 2008, 54: 440-451. DOI:10.1111/j.1365-313X.2008.03433.x |
| [31] |
Zhang A, Zhang J, Ye N, et al. ZmMPK5 is required for the NADPH oxidase-mediated self-propagation of apoplastic H2O2 in brassinosteroid-induced antioxidant defence in leaves of maize[J]. J Exp Bot, 2010, 61: 4399-4411. DOI:10.1093/jxb/erq243 |
| [32] |
Zong XJ, Li DP, Gu LK, et al. Abscisic acid and hydrogen peroxide induce a novel maize group C MAP kinase gene, ZmMPK7, which is responsible for the removal of reactive oxygen species[J]. Planta, 2009, 229: 485-495. DOI:10.1007/s00425-008-0848-4 |
| [33] |
Zhang S, Klessig DF. Salicylic acid activates a 48-kD MAP kinase in tobacco[J]. Plant Cell, 1997, 9(5): 809-824. DOI:10.1105/tpc.9.5.809 |
| [34] |
Seo S, Katou S, Seto H, et al. The mitogen-activated protein kinases WIPK and SIPK regulate the levels of jasmonic and salicylic acids in wounded tobacco plants[J]. Plant J, 2007, 49(5): 899-909. DOI:10.1111/tpj.2007.49.issue-5 |