工作空间

文章信息

丁丽娜, 杨国兴. 2016
植物抗病机制及信号转导的研究进展
生物技术通报, 2016, 32(10): 109-117

DING Li-na, YANG Guo-xing. 2016
Research Advances in the Mechanism and Signal Transduction of Plant Disease Resistance
Biotechnology Bulletin , 2016, 32(10): 109-117

文章历史

收稿日期:2016-03-01

植物抗病机制及信号转导的研究进展
丁丽娜 1 , 杨国兴 2     
1. 江苏大学生命科学研究院,镇江 212013;
2. 南京农业大学动物医学院,南京 210095
摘要: 植物的抗病机制是植物病理学研究的重点。随着分子生物学的不断发展,人们对植物与病原之间的互作机制有了更多的了解。综述了近年来植物抗病分子机制方面的研究进展,同时阐述了钙离子、活性氧、水杨酸、茉莉酸\乙烯、一氧化氮及异源三聚体G蛋白等信号分子介导的信号转导途径在诱导植物防卫反应中的作用,并对今后的研究前景进行了展望。旨为病害防治提供思路。
关键词抗病机制     信号分子     防卫反应     信号转导    
Research Advances in the Mechanism and Signal Transduction of Plant Disease Resistance
DING Li-na 1 , YANG Guo-xing 2     
1. College of Life Sciences, Jiangsu University, Zhenjiang 212013;
2. College of Veterinary Medicine, Nanjing Agricultural University, Nanjing 210095
Abstract: The mechanism of plant disease resistance is the focus of plant pathology. With the development of the molecular biology, people has gained more and more insights into the interaction between plant host and pathogens. In this review, the recent research advances on molecular mechanism of plants disease resistance are summarized. It also presented the function of several signal molecular such as calcium Ion, nitric oxide, reactive oxygen species, salicylic acid, jasmonic acid/ethylene, and heterotrimeric G proteins, which are known to play important role in inducing plant defense response. In addition, the prospect of future work on plant defense research is discussed in the review, aiming to offer new thinking for the development of disease control stratey.
Key words: mechanism of plant disease resistance     signal molecular     defense response     signal transduction    

在自然界中,植物总是受到各种病原物(如细菌、真菌和病毒等)的侵袭。在长期进化过程中,植物与病原物之间相互影响、相互适应、协同进化。一方面,植物为了生存,在进化中逐渐建立了一系列复杂的防御机制,能很好地协调对抗病原菌的侵染;另一方面,病原物为了自身的利益也会通过调节植物防卫反应-信号转导途径来抑制诱导型防卫反应,打破植物体内的防御系统,最终使植物表现病症[1, 2]。植物与病原物相互作用的过程中,植物体内发生一系列的信号传递,并激发植物的防御体系,使植物产生抗病性反应。目前已经明确信号分子如钙离子(Ca2+),活性氧(reactive oxygen species,ROS),水杨酸(salicylic acid,SA)、茉莉酸(jasmonic acid,JA),乙烯(ethylene,ET),一氧化氮(NO)及异源三聚体G蛋白(heterotrimeric G)等在调控抗病和防卫信号传导网络中扮演了重要的角色[3-7]。近年在植物抗病的分子机制及其信号转导方面取得了一系列进展。本文着重从分子生物学水平介绍目前植物抗病机理与抗病信号转导的研究现状和成果。以期为植物病害的防治提供新思路。

1 植物抗病性反应 1.1 组成型抗性

所谓组成型抗性是指植物细胞表面的物理屏障以及细胞内部固有的对病原菌有毒的物质等,包括物理抗性和化学抗性两部分,是植物在与病原菌接触以前就存在的。这些物理屏障通常是植物自身的一些特殊结构如水孔、气孔和皮孔,以及细胞壁的一些成分如角质、蜡质和木质素等。另外,维管束、厚壁组织细胞也可以阻止病原物的侵染。化学抗性主要包括抗菌化合物,酚类物质、皂角苷、不饱和内酯及有机硫化合物等[8, 9]

1.2 诱导型抗性

诱导型抗性也包括物理抗性和化学抗性两部分。物理抗性包括细胞壁加固和修复、乳突的形成、木质化作用及侵填体的形成等。化学抗性则包括过敏性反应的诱导,植保素(Phytoalexins)的产生,水解酶的激活及病程相关蛋白的表达等。一些物理屏障和化学因子不仅属于组成型抗性,同时在诱导型抗性中起着重要的作用,如气孔及酚类物质。气孔作为植物和外界环境进行气体交换的主要孔道,其特性对植物生长发育和病原菌入侵有重要影响[10, 11]。在小麦与条锈真菌的不亲和互作中,抑制单脱氢抗坏血酸还原酶基因的表达可以诱导气孔形态的变化,导致病原菌对气孔识别度变差,从而降低了侵染效率[12]。研究表明,植物抗病反应中的信号分子如SA、过氧化氢及钙离子等均可以诱导气孔关闭,限制某些只能通过开放的气孔侵染植物的病原菌的侵入,从而有利于植物抗病性的提高[12-14]。另外,一些酚类化合物比如植保素在植物诱导抗性中也起着重要作用[15]。植保素是植物与病原菌相互作用、或受到生理或机械损伤后,由植物产生的低分子量抗菌性次生代谢产物。植保素在诱导抗病中的作用取决于产生的速度和数量。一般认为这些物质在抗病品种中具有较强的合成能力,以抵抗病原菌的侵染[16, 17]。水稻中主要含有黄酮类和二萜类两大类植保素[18]。二萜植保素因子(DPF)是一类含有碱性螺旋-环-螺旋(bHLH)结构域的转录因子,它可以转录调控二萜合成基因的表达,从而对水稻中二萜的合成有重要作用[19]。此外,kauralexins是在玉米中被发现的一类新的萜类植保素,它能够在欧洲玉米螟和真菌侵染部位迅速积累,并显著抑制小孢根霉菌和炭疽病菌的生长[20]

植物受到病原物侵染后,会诱导一系列防卫反应。植物的防卫反应机制通常在病原物侵染植物后的不同水平发挥作用。在侵染位点,防卫反应由两类来源于病原物的分子引发,一类是病原物相关的分子模式(pathogen-associated molecular patterns,PAMPs)。由植物的PAMP受体识别PAMP激活的防卫反应称为‘基础抗性’,它通常可以使植物具有抵抗大多数病原菌侵染的基本抗病能力;另一类引发物是由病原物type-III分泌系统运输到植物细胞的效应物蛋白。这些效应物可以抑制PAMP引发的免疫性(PTI),干扰正常的细胞功能。然而,一些效应物可以被寄主抗性(R)蛋白识别就会引发超敏反应[21-23]。超敏反应是植物的一种早期防卫反应,是植物抗病反应的一种典型特征,表现为被病原物侵染的植物细胞迅速死亡,使病原物不能从植物获得赖以生存的营养,而随之死亡,从而限制了病原菌在植物体内的扩散。这种反应只是在寄主-病原物间专一性的侵染和抗病反应中发生,具有植物品种与病原小种间的生理特异性,因此也把这种抗性称为生理小种专化抗性[24, 25]。在超敏反应产生局部抗性之后,活化更多的抗性基因的表达,使植物产生非专化性的抗性即系统获得抗性(systemic acquired resistance,SAR)。这种抗性赋予植物抗再次感染的能力,而且大多具有广谱性[26, 27]

1.3 非宿主抗性

非宿主抗性(non-host resistance,NHR)是目前为止了解最少的植物抗病机制之一,它使某一特定的植物物种具有抵抗侵染其他物种的绝大多数潜在病原菌的能力,在多数情况下没有小种专一性且抗性持久。非宿主抗性比较复杂,属于多组分形式的抗性,同时包括组成型抗性和诱导型抗性[28, 29]。有研究表明基础抗性和非宿主抗性在机制上存在关联[30]。非宿主抗性在对抗真菌、细菌和卵菌侵染时表现出两种不同的防卫反应,类型I没有可见的细胞死亡;而类型II则产生快速的超敏反应细胞死亡反应,与R蛋白介导的宿主免疫性类似[31]。目前这类抗性研究比较清楚是拟南芥对白粉病菌的非宿主抗性。白粉病菌是一种活体子囊真菌,它在入侵前会在宿主植物的叶子表面形成许多的分生孢子,为了从宿主植物中获取营养,产生的孢子会紧接着发育成侵入器官,包括附着胞(appressoria)和侵染钉(penetration pegs)。它们进入宿主细胞的角质层和表皮细胞壁后,在宿主的质膜内陷形成专门的取食结构吸器(haustoria),作为从宿主植物中获取营养的管道[32]。白粉病菌的基因对基因的抗性和非宿主抗性一个很关键的差异就是前者发生在吸器形成以后,而后者发生在吸器形成以前,并且大部分与超敏反应无关[33, 34]。在拟南芥对白粉病菌的非宿主抗性中,跨膜模式识别受体(pattern recognition receptors,PRR)识别真菌PAMPs,可能会诱导丝裂素活化蛋白激酶(mitogen-activated protein kinase,MAPK)信号转导途径及ATAF1介导的对侵染前防卫反应的转录激活。然会在侵染位点引起三种PEN蛋白的积累,这些都是吸器形成前抗性的组成部分[35, 36]。吸器形成后的抗性依赖超敏反应及EDS1/PAD4/SAG101,它们都是基础抗性和R蛋白介导的抗性所必需的,所以R蛋白也可能会识别吸器分泌的效应物分子。因此,拟南芥对白粉病菌的非宿主抗性主要包括两个连续又相互独立的防卫反应构成,一是PEN基因介导的侵入前的抗性;另外一种是由EDS1/PAD4/SAG101介导的侵入后的抗性[37, 38]

2 植物抗病信号转导途径 2.1 钙离子(Ca2+)信号转导途径

Ca2+作为重要的细胞内第二信使分子参与植物体内的许多信号转导途径。光、病原菌、植物激素等生理刺激以及高盐、干旱、冷害等非生物胁迫都可以诱导Ca2+流穿过质膜,导致细胞内Ca2+浓度的增加,随后激活钙依赖的蛋白激酶[39]。在植物与病原菌相互作用过程中一般会伴随细胞内Ca2+瞬变,激活Ca2+信号传导途径,诱导ROS和NO的产生,正调控早期引发的局部和系统获得性抗性。植物受到细菌侵染后的气孔防御反应中,可以检测到钙信号转导途径的激活[40]。在烟草中过量表达组成性传导Ca2+的嵌合基因AtCNGC11/12后,即使在没有无毒病原菌侵染的情况下也会出现类似于超敏反应的程序性细胞死亡;施加Ca2+通道抑制剂能解除AtCNGC11/12诱导的程序性细胞死亡(programmed cell death,PCD)/超敏反应,从而证实Ca2+作为信号分子位于超敏反应的上游[41]。Beneloujaephajri等[42]发现Ca2+信号消除后,同时抑制了活性氧的积累,表明氧化性释放产生活性氧可能位于Ca2+信号积累的下游。施加钙调素(CaMs)拮抗剂后可以抑制PAMPs引发的Ca2+通道和一氧化氮合酶(NOS)介导的对一氧化氮的诱导,表明Ca2+,CaMs和NOS在植物病原物信号传导级联反应中可能存在一定的联系[43, 44]

目前对于SA介导的防卫反应与Ca2+信号传导途径的关系还不是很清楚。研究发现,Ca2+/CaM结合转录因子AtSR1可以与SA水平的调控因子EDS1的启动子相互作用并抑制其表达,AtSR1功能缺失突变体则表现为组成性的抗病反应及SA水平的提高,说明Ca2+/CaM与AtSR1结合后负调控SA介导的植物免疫反应[45]。Zhang等[46]发现AtSR1的互作蛋白SR1IP1可以清除防御抑制因子AtSR1正调控植物免疫反应,从而使我们对于植物如何通过协调Ca2+介导的反应实现最有效的免疫有了进一步的了解。

2.2 活性氧(ROS)信号转导途径

过去ROS常常被认为是细胞代谢产生的有毒物质,现在ROS已经作为重要信号分子活跃在许多生物系统中,如在环境胁迫诱导的细胞程序化死亡中。在病原微生物入侵植物时产生的植物局部防卫反应-过敏反应中,ROS快速而短暂地产生,使细胞中活性氧的浓度高出正常2-5倍,即通常提到的氧化迸发[47]。ROS迸发很可能是由NADPH氧化酶的活性所致[48]。由于ROS对细胞的毒害作用,植物细胞具有高效的ROS清除机制。ROS可以被很多酶清除,如参与抗氧化系统的酶过氧化物酶(POD)、超氧化物歧化酶(SOD)和过氧化氢酶(CAT),它们对于维持抗氧化系统的平衡具有重要作用。冷害、臭氧、重金属、伤害、植物激素和病原物侵染等许多逆境都会产生ROS,ROS可以诱导植物激活一些胁迫相关的基因,对抗环境的变化[49]

过氧化氢(H2O2)是一种相对稳定、并能在亚细胞间隔间扩散的活性氧类型,是生理上更为重要的ROS,植物细胞光合作用和光合呼吸过程中都会产生H2O2,所以H2O2及其他ROS是植物正常需氧代谢不可避免的副产物。H2O2也可以在细胞质、细胞膜及细胞外基质(ECM)中产生。在细胞外基质中H2O2的产生涉及到NADPH 氧化酶、pH依赖的细胞壁过氧化物酶、胚相关蛋白、草酸氧化酶及胺类氧化酶等。在细胞外基质中H2O2及其他ROS的作用不止局限于参与防卫反应,还参与调控细胞壁组分的合成,如木质素合成[50]

2.3 水杨酸(SA)信号转导途径

从超敏反应到系统获得性抗性的产生涉及到一系列病程相关蛋白的表达。目前认为,SA是激发系统获得性抗性的主要信号分子。植物在受到许多病原菌侵染后都会大量积累SA。SA与局部抗性和系统获得性抗性的形成密切相关,导致许多病程相关蛋白的表达,对病原菌侵染的抗性也相应增加[3]。来源于假单胞菌的NahG基因可以将SA转化为无生物学活性的邻苯二酚。在拟南芥中过量表达NahG后,系统获得性抗性标记基因PR-1、PR-2PR-5的表达被抑制,系统获得性抗性也不能形成[51]。SA合成突变体,如eds5sid2,或SA不敏感的突变体,如npr1,在受到活体营养或半活体营养型病原菌侵染后一般会表现出感病性增加。在烟草中受到病原菌侵染后诱导甲基水杨酸(MeSA)的表达,MeSA可以充当系统获得性抗性的可移动诱导物,但是MeSA本身不具有生物活性[52]。SA作为信号分子,在与受体结合后,通过后者构型的变化激活胞内有关酶的活性和蛋白质磷酸化,形成第二信使。SA在诱导植物抗病性过程中与H2O2有着密切的关系,但是在诱导系统获得性抗性的信号传递过程中SA与H2O2的上下游关系还不是很明确。另外,植物体内的离子流、蛋白磷酸化/去磷酸化反应、NO产生及脂质过氧化物等相互配合同样可以激活植物的抗病反应,与SA也有一定的关系[53, 54]。因此,SA介导的植物抗病反应的机制远比想像的复杂得多。

Non-expressor of PR genes 1(NPR1)是SA信号转导途径中一个重要调控元件,编码一种氧化还原敏感蛋白。植物在受到病原菌侵染的时候,体内SA水平上升,随之引起细胞内氧化还原电势的变化,导致细胞质中的NPR1以单体的形式从低聚复合体中释放出来进入细胞核,调控NPR1靶基因的转录。在这个过程中,系统获得性抗性的诱导物可以促使NPR1在Ser11/Ser15残基位置的磷酸化,这对于靶基因及系统获得性抗性的完全诱导是必需的。在没有病原菌侵染时,NPR1不断地被蛋白酶体清除,限制其辅激活子的活性,从而防止对系统获得性抗性不适时激活[55]。在拟南芥中处于激活状态的NPR1还调控SA耐受性、ICS1的表达和SA的积累[56]。并不是所有系统获得性抗性介导的反应都依赖NPR1,拟南芥Whirly转录因子(AtWHY1)就是一个依赖SA,不依赖NPR1的系统获得性抗性的调控因子。WHY1和NPR1相结合,共同传导SA信号[57]。SSI1也是一个依赖SA,不依赖NPR1的SA信号转导途径的调控元件。ssi1突变体引起SA积累水平的升高,SA调控基因PR-1,PR-2PR-5及JA/ET调控基因PDF1.2上调表达。另外,ssi1突变体自发产生小的类似于超敏反应的病斑,恢复npr1-5突变体对番茄丁香假单胞菌(Pseadomonas syringae)无毒菌株的抗性[58]

2.4 茉莉酸/乙烯(JA/ET)信号转导途径

JA和ET在自然界中普遍存在,是高等植物体内的内源生长调节物质,同时也是逆境信号分子,在植物组织受到病原菌或昆虫侵袭时快速而大量地积累。在拟南芥中至少存在两种对抗不同的病原菌侵染的信号转导途径,一种是SA依赖的途径,一般由活体营养型病原菌触发;一种是JA和ET介导的途径,主要对抗死体营养的病原菌的侵染,不同的激素在对抗多种活体和死体营养型病原物中有正或负的调控作用[59]。当用非病原菌株荧光假单胞菌(Pseadomonas fluoxescens)侵染拟南芥时能诱导与系统获得性抗性相似的系统抗性,称为诱导性系统抗性(induced systemic resistance,ISR)。这种抗性反应也是通过JA和ET介导的[60]

JA/ET介导的防卫信号转导途径与植物体内的许多生理过程相关,对于其在非宿主抗性中作用的研究也比较广泛[61]。JA介导的防卫信号转导途径还参与伤害及昆虫侵袭引起的防卫反应[62]。乙烯响应因子1(ERF1)和茉莉酮酸酯不敏感转录因子(MYC2)整合来自于JA/ET信号转导途径的信号,激活JA/ET响应的防卫相关基因[63, 64]。JA和ET同调控PR-3,PR-4PR-12等PR基因的表达,这些基因编码抗菌肽。JA在拟南芥体内的积累对于植物防御素PR-12PDF1.2)和抗菌肽硫堇Thi2.1的表达必不可少。进一步研究表明,PDF1.2的表达依赖于JA和ET两个信号同时激活,而Thi2.1的表达仅仅依赖Me-JA。另外,ET在jar1突变体中也可以产生诱导性系统抗性,表明在诱导性系统抗性信号转导过程中,ET响应的元件作用于JA下游[65, 66]

2.5 一氧化氮(NO)信号转导途径

NO是一种广泛分布于生物体内的气体活性分子,参与多种生理进程,目前NO自由基作为信使物质参与植物免疫反应的报道也逐渐增多。它可以诱导植保素的积累[67],激活MAPK和防卫基因比如苯丙素解氨酶(phenylalanine ammonia lyase,PAL)和病程相关蛋白的表达[68]。Asai等[69]研究了MAPK级联反应与病原菌引起的自由基释放之间的关系,结果表明在烟草中MAPK级联反应调控NO ASSOCIATED1(NOA1)介导的NO产生及依赖NADPH氧化酶的ROS产生。在植物与病原菌的非亲合互作过程中迅速产生ROS和NO。许多研究证明NO通过与ROS的协同作用调控超敏反应的程序性细胞死亡,激活植物抗病防卫基因的表达。在烟草与死体营养型真菌灰霉病菌(Botrytis cinerea)的亲合互作过程中NO和ROS都增加,并激活了SA诱导蛋白激酶(SIPK)和一些防卫相关的基因。功能缺失及病毒诱导的基因沉默(VIGS)分析发现NO在对抗B. cinerea的基础抗性及诱导PR-1表达中起到了关键的作用。与此相反,ROS和病斑的扩展呈正相关[70]。据Mur等[71]报道,在超敏反应中NO也可以与SA相互作用调控ET的产生,最终影响超敏反应的形成。

2.6 异三聚体G蛋白信号转导途径

异三聚体G蛋白(Heterotrimeric G)目前被认为是普遍存在于真核生物包括植物、真菌和动物中的信号转导元件,参与了很多的激素介导的生理过程。在拟南芥和水稻中典型的G蛋白由一个α亚基(GPA1),一个β亚基(AGB1)和两个γ亚基(AGG1和AGG2)构成[72]。G蛋白与特异的跨膜G蛋白偶联受体(GPCRs)相结合。配体激活受体后引起Gα构型的变化,催化GDP生成GTP。随后三聚体分离成两个功能元件:Gα亚基和Gβγ二聚体。这两个元件独立的与下游效应物分子相互作用发挥信号转导的功能。Gα本身具有的GTP酶活性催化GTP水解,导致三聚体的重新组合,并回到原来的非活性状态,直到下一个信号转导事件发生[73]

G蛋白在拟南芥和水稻中与植物的抗性密切相关。在水稻中Gα信号转导途径作用于乙烯和过氧化氢的下游,参与对表皮细胞死亡的调控[74];在拟南芥中,Gβγ信号转导途径参与细胞壁防卫反应以及对死体营养型病原菌的抗性,并且这种抗性不依赖SA-,JA-,ET-和ABA-介导的信号转导途径[75]。Gα亚基在拟南芥中调控JA诱导基因的表达[76]。在拟南芥agb1-2突变体(AGB1的无义突变体)中,PAMPs如flg22或efl18引发的活性氧产生显著降低,对抗根癌农杆菌(Agrobacterium tumefaciens)的PAMP引发的免疫性(PAMP-triggered immunity,PTI)(由efl18引发)也受到影响[77]。由NADPH氧化酶介导的活性氧信号转导途径与G蛋白信号转导途径之间也存在复杂的关系,这取决于植物-病原菌互作的类型[78]。植物中异源三聚体G蛋白可能作为多种防御信号转导途径的交汇点发挥功能[79]

3 展望

植物病害一直是制约农作物高产、稳产、优质及安全生产的主要问题。深入研究利用植物抗病机制将为植物病害的防治提供新的思路。植物抗病性反应机制十分复杂多样,植物与病原物的互作,抗病信号的转导及防卫反应的发生过程中存在着一系列的调节因子和基因,并形成复杂的调控网络。过氧化氢、水杨酸、茉莉酸、乙烯和异源三聚体G蛋白等信号分子在这个网络中起着重要作用。虽然目前对植物抗病信号传导途径进行了大量的研究,但是对于植物激素介导的植物防卫反应及病原物效应物如何通过操纵激素合成和信号转导途径而使植物致病还不是很清楚。近年来,国内外不少研究者正致力于寻找与抗病有关的基因和抗病机制的研究,各种转基因抗病植株相继建成并应用到农业生产中。植物抗病机理的研究以及植物基因工程技术的应用不但为农作物品种的改良开辟了一条新的途径,同时还为还将对保护环境和维持生态平衡提供新思路,具有特别重要的研究意义和广阔的应用前景。

参考文献
[1] Chisholm ST, Coaker G, Day B, et al. Host-microbe interactions: shaping the evolution of the plant immune response. Cell , 2006, 124 (4) : 803–814. DOI:10.1016/j.cell.2006.02.008
[2] Jones JD, Dangl JL. The plant immune system. Nature , 2006, 444 (7117) : 323–329. DOI:10.1038/nature05286
[3] Grant M, Lamb C. Systemic immunity. Current Opinion in Plant Biology , 2006, 9 (4) : 414–420. DOI:10.1016/j.pbi.2006.05.013
[4] Lee S, Rojas CM, Ishiga Y, et al. Arabidopsis heterotrimeric G-proteins play a critical role in host and nonhost resistance against Pseudomonas syringae pathogens. PLoS One , 2013, 8 (12) : e82445. DOI:10.1371/journal.pone.0082445
[5] Bundó M, Coca M. Enhancing blast disease resistance by overexpression of the calcium-dependent protein kinase OsCPK4 in rice. Plant Biotechnology Journal , 2015 . DOI:10.1111/pbi.12500
[6] Martos GG, Terán Mdel M, Díaz Ricci JC. The defence elicitor AsES causes a rapid and transient membrane depolarization, a triphasic oxidative burst and the accumulation of nitric oxide. Plant Physiology Biochemistry , 2015, 97 : 443–450. DOI:10.1016/j.plaphy.2015.10.029
[7] Zhang Y, Li D, Zhang H, et al. Tomato histone H2B monoubiquitin-ation enzymes SlHUB1 and SlHUB2 contribute to disease resistance against Botrytis cinerea through modulating the balance between SA-and JA/ET-mediated signaling pathways. BMC Plant Biology , 2015, 15 : 252. DOI:10.1186/s12870-015-0614-2
[8] 覃瀚仪, 李魏, 戴良英. 植物代谢产物在抗病反应中的功能研究进展. 中国农学通报 , 2015, 31 (18) : 256–259.
[9] 宗兆锋, 康振生. 植物病理学原理[M]. 北京: 中国农业出版社, 2002 : 226-230.
[10] Vaz Patto MC, Rubiales D. Unveiling common responses of Medicago truncatula to appropriate and inappropriate rust species. Frontiers in Plant Science , 2014, 5 : 618.
[11] Keerthisinghe S, Nadeau JA, Lucas JR, et al. The Arabidopsis leucine-rich repeat receptor-like kinase MUSTACHES enforces stomatal bilateral symmetry in Arabidopsis. Plant Journal , 2015, 81 (5) : 684–694. DOI:10.1111/tpj.2015.81.issue-5
[12] Abou-Attia MA, Wang X, Nashaat Al-Attala M, et al. TaMDAR6 acts as a negative regulator of plant cell death and participates indirectly in stomatal regulation during the wheat stripe rust-fungus interaction. Physiologia Plantarum , 2016, 156 (3) : 262–277. DOI:10.1111/ppl.2016.156.issue-3
[13] Shafiei R, Hang C, Kang JG, et al. Identification of loci controlling non-host disease resistance in Arabidopsis against the leaf rust pathogen Puccinia triticina. Molecular?Plant?Pathology , 2007, 8 (6) : 773–784.
[14] Suh SJ, Wang YF, Frelet A, et al. The ATP binding cassette transporter AtMRP5 modulates anion and calcium channel activities in Arabidopsis guard cells. Journal of Biological Chemistry , 2007, 282 (3) : 1916–1924. DOI:10.1074/jbc.M607926200
[15] Vargas P, Farias GA, Nogales J, et al. Plant flavonoids target Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 flagella and type Ⅲ secretion system. Environmental Microbiology?Reports , 2013, 5 (6) : 841–850.
[16] Han Y, Zhang K, Yang J, et al. Differential expression profiling of the early response to Ustilaginoidea virens between false smut resistant and susceptible rice varieties. BMC Genomics , 2015, 16 (1) : 955. DOI:10.1186/s12864-015-2193-x
[17] Ding L, Xu H, Yi H, et al. Resistance to hemi-biotrophic F. graminearum infection is associated with coordinated and ordered expression of diverse defense signaling pathways. PLoS One , 2011, 6 : e19008. DOI:10.1371/journal.pone.0019008
[18] Cho MH, Lee SW. Phenolic phytoalexins in rice: biological functions and biosynthesis. International Journal of Molecular?Sciences , 2015, 16 (12) : 29120–29133.
[19] Yamamura C, Mizutani E, Okada K, et al. Diterpenoid phytoalexin factor, a bHLH transcription factor, plays a central role in the biosynthesis of diterpenoid phytoalexins in rice. Plant Journal , 2015, 84 (6) : 1100–1113. DOI:10.1111/tpj.13065
[20] Schmelz EA, Kaplan F, Huffaker A, et al. Identity, regulation, and activity of inducible diterpenoid phytoalexins in maize. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America , 2011, 108 (13) : 5455–4560. DOI:10.1073/pnas.1014714108
[21] de Wit PJ. How plants recognize pathogens and defend themselves. Cellular and Molecular Life Sciences , 2007, 64 (21) : 2726–2732. DOI:10.1007/s00018-007-7284-7
[22] Stam R, Mantelin S, McLellan H, et al. The role of effectors in nonhost resistance to filamentous plant pathogens. Frontiers in Plant Science , 2014, 5 : 582.
[23] Schoonbeek HJ, Wang HH, Stefanato FL, et al. Arabidopsis EF-Tu receptor enhances bacterial disease resistance in transgenic wheat. New Phytologist , 2015, 206 (2) : 606–613. DOI:10.1111/nph.13356
[24] Kumar D, Kirti PB. Pathogen-induced SGT1 of Arachis diogoi induces cell death and enhanced disease resistance in tobacco and peanut. Plant Biotechnology Journal , 2015, 13 (1) : 73–84. DOI:10.1111/pbi.2014.13.issue-1
[25] Bentur JS, Rawat N, Divya D, et al. Rice-gall midge interactions: Battle for survival. Journal of Insect Physiology , 2015 .
[26] Durrant WE, Dong X. Systemic acquired resistance. Annual Review of Phytopathology , 2004, 42 : 185–209. DOI:10.1146/annurev.phyto.42.040803.140421
[27] Lee HJ, Park YJ, Seo PJ, et al. Systemic immunity requires SnRK2. 8-mediated nuclear import of NPR1 in Arabidopsis. Plant Cell , 2015, 27 (12) : 3425–3438. DOI:10.1105/tpc.15.00371
[28] Jaouannet M, Rodriguez PA, Thorpe P, et al. Plant immunity in plant-aphid interactions. Frontiers in Plant Science , 2014, 5 : 663.
[29] Strugala R, Delventhal R, Schaffrath U. An organ-specific view on non-host resistance. Frontiers in Plant Science , 2015, 6 : 526.
[30] Kang Z, Buchenauer H. Immunocytochemical localization of cell wall-bound thionins and hydroxyproline-rich glycoproteins in Fusarium culmorum-infected wheat spikes. Journal of Phytopathology , 2003, 151 (3) : 120–129. DOI:10.1046/j.1439-0434.2003.00693.x
[31] Oh SK, Lee S, Chung E, et al. Insight into types I and Ⅱ nonhost resistance using expression patterns of defense-related genes in tobacco. Planta , 2006, 223 (5) : 1101–1107. DOI:10.1007/s00425-006-0232-1
[32] Hückelhoven R. Powdery mildew susceptibility and biotrophic infection strategies. FEMS Microbiology Letters , 2005, 245 (1) : 9–17. DOI:10.1016/j.femsle.2005.03.001
[33] Ellis J. Insights into nonhost disease resistance: can they assist disease control in agriculture?. Plant Cell , 2006, 18 (3) : 523–528. DOI:10.1105/tpc.105.040584
[34] Douchkov D, Lück S, Johrde A, et al. Discovery of genes affecting resistance of barley to adapted and non-adapted Powdery mildew fungi. Genome Biology , 2014, 15 (12) : 518. DOI:10.1186/s13059-014-0518-8
[35] Hiruma K, Takano Y. Roles of EDR1 in non-host resistance of Arabidopsis. Plant Signaling & Behavior , 2011, 6 (11) : 1831–1833.
[36] Johansson ON, Fantozzi E, Fahlberg P, et al. Role of the penetration-resistance genes PEN1, PEN2 and PEN3 in the hypersensitive response and race-specific resistance in Arabidopsis thaliana. Plant Journal , 2014, 79 (3) : 466–476. DOI:10.1111/tpj.12571
[37] Lipka U, Fuchs R, Lipka V. Arabidopsis non-host resistance to Powdery mildews. Current Opinion in Plant Biology , 2008, 11 (4) : 404–411. DOI:10.1016/j.pbi.2008.04.004
[38] Wen Y, Wang W, Feng J, et al. Identification and utilization of a sow thistle Powdery mildew as a poorly adapted pathogen to dissect post-invasion non-host resistance mechanisms in Arabidopsis. Journal of Experimental Botany , 2011, 62 (6) : 2117–2129. DOI:10.1093/jxb/erq406
[39] Tuteja N, Mahajan S. Calcium signaling network in plants. Plant Signaling & Behavior , 2007, 2 (2) : 79–85.
[40] Arnaud D, Hwang I. A sophisticated network of signaling pathways regulates stomatal defenses to bacterial pathogens. Molecular Plant , 2015, 8 (4) : 566–581. DOI:10.1016/j.molp.2014.10.012
[41] Urquhart W, Gunawardena AH, Moeder W, et al. The chimeric cyclic nucleotide-gated ion channel ATCNGC11/12 constitutively induces programmed cell death in a Ca2+ dependent manner. Plant Molecular Biology , 2007, 65 (6) : 747–761. DOI:10.1007/s11103-007-9239-7
[42] Beneloujaephajri E, Costa A, L'Haridon F, et al. Production of reactive oxygen species and wound-induced resistance in Arabidopsis thaliana against Botrytis cinerea are preceded and depend on a burst of calcium. BMC Plant Biology , 2013, 13 : 160. DOI:10.1186/1471-2229-13-160
[43] Ali R, Ma W, Lemtiri-Chlieh F, et al. Death don't have no mercy and neither does calcium: Arabidopsis CYCLIC NUCLEOTIDE GATED CHANNEL2 and innate immunity. Plant Cell , 2007, 19 (3) : 1081–1095. DOI:10.1105/tpc.106.045096
[44] Jeandroz S, Lamotte O, Astier J, et al. There's more to the picture than meets the eye: nitric oxide cross talk with Ca2+ signaling. Plant Physiology , 2013, 163 : 459–470. DOI:10.1104/pp.113.220624
[45] Du L, Ali GS, Simons KA, et al. Ca2+/calmodulin regulates salicylic-acid-mediated plant immunity. Nature , 2009, 457 (7233) : 1154–1158. DOI:10.1038/nature07612
[46] Zhang L, Du L, Shen C, et al. Regulation of plant immunity through ubiquitin-mediated modulation of Ca2+-calmodulin-AtSR1/CAMTA3 signaling. Plant Journal , 2014, 78 (2) : 269–281. DOI:10.1111/tpj.12473
[47] Liu D, Wen J, Liu J, et al. The roles of free radicals in amyotrophic lateral sclerosis: reactive oxygen species and elevated oxidation of protein, DNA, and membrane phospholipids. FASEB Journal , 1999, 13 (15) : 2318–2328.
[48] Ishibashi Y, Kasa S, Sakamoto M, et al. A role for reactive oxygen species produced by NADPH oxidases in the embryo and aleurone cells in barley seed germination. PLoS One , 2015, 10 (11) : e0143173. DOI:10.1371/journal.pone.0143173
[49] You J, Chan Z. ROS regulation during abiotic stress responses in crop plants. Frontiers in Plant Science , 2015, 6 : 1092.
[50] Slesak I, Libik M, Karpinska B, et al. The role of hydrogen peroxide in regulation of plant metabolism and cellular signaling in response to environmental stresses. Acta Biochimica Polonica , 2007, 54 (1) : 39–45.
[51] Ryals JA, Neuenschwander UH, Willits MG, et al. Systemic acquired resistance. Plant Cell , 1996, 8 : 1809–1819. DOI:10.1105/tpc.8.10.1809
[52] Park SW, Kaimoyo E, Kumar D, et al. Methyl salicylate is a critical mobile signal for plant systemic acquired resistance. Science , 2007, 318 (5847) : 113–116. DOI:10.1126/science.1147113
[53] Chakravortty D, Kato Y, Sugiyama T, et al. The inhibitory action of sodium arsenite on lipopolysaccharide-induced nitric oxide production in RAW 267. 4 macrophage cells: a role of Raf-1 in lipopolysaccharide signaling. Journal of Immunology , 2001, 166 (3) : 2011–2017. DOI:10.4049/jimmunol.166.3.2011
[54] Massoud K, Barchietto T, Le Rudulier T, et al. Dissecting phosphite-induced priming in Arabidopsis infected with Hyaloperonospora arabidopsidis. Plant Physiology , 2012, 159 (1) : 286–298. DOI:10.1104/pp.112.194647
[55] Spoel SH, Mou Z, Tada Y, et al. Proteasome-mediated turnover of the transcription coactivator NPR1 plays dual roles in regulating plant immunity. Cell , 2009, 137 (5) : 860–872. DOI:10.1016/j.cell.2009.03.038
[56] Zhang X, Chen S, Mou Z. Nuclear localization of NPR1 is required for regulation of salicylate tolerance, isochorismate synthase 1 expression and salicylate accumulation in Arabidopsis. Journal of Plant Physiology , 2009, 167 (2) : 144–148.
[57] Desveaux D, Maréchal A, Brisson N. Whirly transcription factors: defense gene regulation and beyond. Trends in Plant Science , 2005, 10 : 95–102.
[58] Shah J, Kachroo P, Klessig DF. The Arabidopsis ssi1 mutation restores pathogenesis-related gene expression in npr1 plants and renders defensin gene expression salicylic acid dependent. Plant Cell , 1999, 11 (2) : 191–206. DOI:10.1105/tpc.11.2.191
[59] Yang YX, Ahammed GJ, Wu C, et al. Crosstalk among jasmonate, salicylate and ethylene signaling pathways in plant disease and immune responses. Current Protein and Peptide Science , 2015, 16 (5) : 450–461. DOI:10.2174/1389203716666150330141638
[60] Pozo MJ, Van Der Ent S, Van Loon LC, et al. Transcription factor MYC2 is involved in priming for enhanced defense during rhizobacteria-induced systemic resistance in Arabidopsis thaliana. New Phytologist , 2008, 180 (2) : 511–523. DOI:10.1111/nph.2008.180.issue-2
[61] Gaudet DA, Wang Y, Penniket C, et al. Morphological and molecular analyses of host and nonhost interactions involving barley and wheat and the covered smut pathogen Ustilago hordei. Molecular Plant-Microbe Interactions , 2010, 23 (12) : 1619–1634. DOI:10.1094/MPMI-11-09-0271
[62] Yan L, Zhai Q, Wei J, et al. Role of tomato lipoxygenase D in wound-induced jasmonate biosynthesis and plant immunity to insect herbivores. PLoS Genetics , 2013, 9 (12) : e1003964. DOI:10.1371/journal.pgen.1003964
[63] Lorenzo O, Piqueras R, Sáanchez-Serrano JJ, et al. ETHYLENE RESPONSE FACTOR1 integrates signals from ethylene and jasmonate pathways in plant defense. Plant Cell , 2003, 15 (1) : 165–178. DOI:10.1105/tpc.007468
[64] Lorenzo O, Chico JM, Sáanchez-Serrano JJ, et al. JASMONATE-INSENSITIVE1 encodes a MYC transcription factor essential to discriminate between different jasmonate regulated defense responses in Arabidopsis. Plant Cell , 2004, 16 (7) : 1938–1950. DOI:10.1105/tpc.022319
[65] Zarate SI, Kempema LA, Walling LL, et al. Silverleaf whitefly induces salicylic acid defenses and suppresses effectual jasmonic acid defenses. Plant Physiology , 2007, 143 (2) : 866–875.
[66] Penninckx IA, Thomma BP, Buchala A, et al. Concomitant activation of jasmonate and ethylene response pathways is required for induction of a plant defensin gene in Arabidopsis. Plant Cell , 1998, 10 (12) : 2103–2113. DOI:10.1105/tpc.10.12.2103
[67] Modolo LV, Cunha FQ, Braga MR, et al. Nitric oxide synthase-mediated phytoalexin accumulation in soybean cotyledons in response to the Diaporthe phaseolorum f. sp. meridionalis elicitor. Plant Physiology , 2002, 130 (3) : 1288–1297. DOI:10.1104/pp.005850
[68] Stefano MD, Ferrarini A, Delledonne M. Nitric oxide functions in the plant hypersensitive disease resistance response. BMC Plant Biology , 2005, 5 (Suppl 1) : S10. DOI:10.1186/1471-2229-5-S1-S10
[69] Asai S, Ohta K, Yoshioka H. MAPK signaling regulates nitric oxide and NADPH oxidase-dependent oxidative bursts in Nicotiana benthamiana. Plant Cell , 2008, 20 (5) : 1390–1406. DOI:10.1105/tpc.107.055855
[70] Asai S, Mase K, Yoshioka H. Role of nitric oxide and reactive oxygen[corrected]species in disease resistance to necrotrophic pathogens. Plant Signaling Behavior , 2010, 5 (7) : 872–874. DOI:10.4161/psb.5.7.11899
[71] Mur LA, Laarhoven LJ, Harren FJ, et al. Nitric oxide interacts with salicylate to regulate biphasic ethylene production during the hypersensitive response. Plant Physiology , 2008, 148 (3) : 1537–1546. DOI:10.1104/pp.108.124404
[72] Mason MG, Botella JR. Completing the heterotrimer: isolationand characterization of an Arabidopsis thaliana G protein γ-subunit cDNA. Proceedings of the National Academy of Sciences USA , 2000, 97 (36) : 14784–14788.
[73] Oldham WM, Hamm HE. Heterotrimeric G protein activation by G-protein-coupled receptors. Molecular Cell Biology , 2008, 9 (1) : 60–71.
[74] Steffens B, Sauter M. Heterotrimeric G protein signaling is required for epidermal cell death in rice. Plant Physiology , 2009, 151 (2) : 732–740. DOI:10.1104/pp.109.142133
[75] Delgado-Cerezo M, Sánchez-Rodríguez C, Escudero V, et al. Arabidopsis heterotrimeric G-protein regulates cell wall defense and resistance to necrotrophic fungi. Molecular Plant , 2012, 5 (1) : 98–114. DOI:10.1093/mp/ssr082
[76] Okamoto H, Göbel C, Capper RG, et al. The alpha-subunit of the heterotrimeric G-protein affects jasmonate responses in Arabidopsis thaliana. Journal of Experimental Botany , 2009, 60 (7) : 1991–2003. DOI:10.1093/jxb/erp060
[77] Ishikawa A. The Arabidopsis G-protein beta-subunit is required for defense response against Agrobacterium tumefaciens. Bioscience, Biotechnology, & Biochemistry , 2009, 73 (1) : 47–55.
[78] Torres MA, Morales J, Sánchez-Rodríguez C, et al. Functional interplay between Arabidopsis NADPH oxidases and heterotrimeric G protein. Molecular Plant-Microbe Interactions , 2013, 26 (6) : 686–694. DOI:10.1094/MPMI-10-12-0236-R
[79] Liu J, Ding P, Sun T, et al. Heterotrimeric G proteins serve as a converging point in plant defense signaling activated by multiple receptor-like kinases. Plant Physiology , 2013, 161 (4) : 2146–2158. DOI:10.1104/pp.112.212431