无融合生殖是不发生雌雄配子核融合而产生种子的一种无性繁殖过程。无融合生殖可视为有性生殖过程在时空上的短路，从而导致某些细胞命运的改变和有性生殖过程关键步骤（如减数分裂和受精）的中止^{[1, 2, 3]}。在无融合生殖植物中，种子的形成没有经历减数分裂中的交换或者受精，结果其子代在遗传上是其母本的克隆，保留着母本的基因型^{[2, 3, 4, 5]}。因此，无论性状在遗传上有多复杂，无融合生殖植物均能通过种子繁殖，永久地保存感兴趣的基因型，这在杂种优势的保存方面起着极大的作用。当然，只有核遗传的专性无融合生殖才能在杂种固定上有意义^[6]。

目前，已在40余科400余种开花植物中发现存在无融合生殖现象，且预计实际远不止这些，在具有代表性的单子叶植物及双子叶植物中都存在这一现象^[7]，甚至在地中海柏树（Cupressus dupreziana）中发现了父本起源的无融合生殖^{[8, 9]}。无融合生殖中存在兼性无融合生殖现象，且常伴随着多倍体现象，而其同种或相近物种有性繁殖的个体通常是二倍体^{[10, 11]}，如苹果属（Malus）植物中二倍体的种一般不具有无融合生殖能力，而多倍体种多具有较强的无融合生殖能力^[12]。同一种植物可以在某一地区进行有性生殖，而在世界其它地区进行无融合生殖^[13]。许多研究表明，无融合生殖是循环杂交的产物，或者在某种情况下是通过自动多倍体化产生的^[14]。但Lovell等^[15]对拟南芥（Arabidopsis thaliana）近亲Boechera属二倍体和三倍体无融合生殖家系的遗传模式及其产生的有性后代进行研究发现，多倍体现象和杂交过程只是和Boechera属的配子体无融合生殖相关，但并不是决定因素，而是遗传因子的控制起着决定作用。无融合生殖植物具有功能性的花粉，通过授粉，控制无融合生殖的遗传因子可传递到同属的有性群体中，而有性的个体不会对卵细胞未经受精而产生种子的无融合生殖植物进行受精^{[16, 17]}。

无融合生殖机理极其复杂，但各国研究人员针对不同物种中发现的无融合生殖展开了研究。尽管研究角度及研究程度有所不同，但都取得了一定的进展。近年来，我们研究小组从连锁分析的角度对山核桃（Carya cathayensis）无融合生殖开展了研究。本文就无融合生殖研究进展进行了综述，以期为我们深入研究这一现象背后的机理提供参考。

最近，不少学者研究了无融合生殖胚囊形成早期阶段调控的生物学机理，而研究无融合生殖的分子机理主要研究胚囊早期的发育过程以及胚是如何逃避受精而形成种子的^{[2, 3, 4]}。Koltunow等^[2]早在2003年就提出，无融合生殖始于一种在某一步骤或某些步骤脱调节的有性生殖形式。

玉米中发现了一种突变体，突变位点编码AGO104，导致减数分裂时染色质不能螺旋化缩短，进而导致染色体不能分离和功能性未减数配子的形成^[18]，而AGO104所属的蛋白家族ARGONAUTE蛋白是RNA沉默复合体的关健组分^[19]，说明RNA沉默在此过程中发挥着作用。此外，AGO104专门在性母细胞周围的体细胞中积累，说明它是一个移动信号，而不是对性母细胞中转录的细胞自主调控^[20]。

Koltunow等^[5]发现，需要有性繁殖刺激胚珠内的无孢子生殖，启动显性位点LOSS OF APOMEIOSIS（LOA）的功能，由此促进有性进程（性）细胞（Sexually programmed cell）附近体细胞无孢子生殖起始（Aposporous initial，AI）细胞的分化，并抑制毗邻的有性生殖途径；无孢子胚囊中的LOSS OF PARTHENOGENESIS（LOP）位点使不依赖于受精的胚及胚乳能够发育；在Hieracium caespitosum的无融合生殖中，这2个位点是独立分离的^[21]；去除这2个位点中任何一个位点会导致部分回复到有性生殖，而二位点功能的丧失会导致有性发育的回复；因而在无融合生殖物种中，无融合生殖与有性生殖可以互不排斥地共存，如果有性生殖的发生途径失败，则会启动无融合生殖基因的表达，而后者是有性生殖的改变形式；这些位点不可能编码对有性生殖而言关键的因子，但可借用有性途径使无融合生殖成为可能；这些显性位点的功能性渗透有可能导致产生稀有的源自兼性无融合生殖植物的有性子代^[5]。进一步研究发现，LOA位点两侧具有丰富复杂的重复与转座子序列，且在单双子叶无融合生殖植物中具有趋同进化的现象，说明该位点是无融合生殖性状功能发挥及维持所必需的^[22]。

研究表明，在有性生殖物种减数分裂前的胚珠内来自孢子体胚珠（Sporophytic ovule，SO）细胞的信号对某些造孢细胞的数量有抑制和促进作用，这些造孢细胞具有起始雌配子体发育的潜力^{[23, 24]}。对拟南芥、玉米（Zea mays）、水稻（Oryza sativa）的研究表明，当减数分裂前胚珠中孢子体组织涉及的某些信号如富亮氨酸受体样激酶（Leu-rich receptor-like kinases）、ARGONAUTE蛋白、小RNA、和DNA甲基化酶的路径遭到破坏时，可以导致大孢子母细胞（Megaspore mother cell，MMC）的败育^{[25, 26, 27, 28, 29]}。例如，玉米SO组织中ARGONAUTE蛋白功能的失常可以改变MMC的命运，使其绕过减数分裂过程直接形成一个二倍体胚囊^[18]。最近，Tucker^[30]和Okada等^[31]基于对无融合Hieracium的研究，提出来自SO细胞的信号可以启动LOA位点的表达，从而影响AI细胞的起始和无孢子胚囊的发育。此外，激素在植物生长、雌配子体发育和胚的形成中起着非常重要的作用^{[32, 33, 34]}。Tucker 等^[30]发现，Hieracium属中无融合生殖起始的时间和进度受植物激素和LOA位点调控，植物激素可能作用于LOA位点的上游或者它们同时调控无融合生殖。

比较拟南芥近亲Boechera属二倍体有性生殖与二倍体无融合生殖物种大胞子母细胞阶段微型解剖胚珠之间的差异表达基因标签发现，无融合生殖基因表达方面的异时性^{[35, 36, 37, 38]}、基因组复制及古老杂交事件影响的证据^{[36, 37]}；无融合生殖胚珠在发育的早期与有性胚珠相比，在基因表达上表现为下调，且与甲基化途径有关^[39]，而在受精胚珠的阶段，无融合生殖胚珠基因表达相对于有性胚珠又表现为上调 ^{[11, 36, 37, 39]}。

关于控制无融合的生殖遗传机制，诸如基因数量及其显隐性等问题，在不同的植物甚至在同一植物中得到了不同的结果^{[40, 41, 42]}；即使在同一物种中也发现存在不同位点控制不同形式的无融合生殖现象^[21]。一般来说专性无融合生殖是由单基因或少数基因控制的，且常表现为显性，而兼性无融合生殖的遗传基础表现较为复杂，是受微效多基因和环境因素同时控制的，从而形成一种兼有无融合生殖和有性生殖两种方式的遗传平衡体系^[43]；有些与无融合生殖有关的特定区域在不同物种中是高度保守的^{[9, 44]}。研究Pennisetum squamulatum 及Cenchrus ciliaris中配子体无融合生殖，发现其受到单显性位点无孢子生殖特有基因组区（Apospory-specific genomic region，ASGR）的控制，该基因组区在这些物种中高度保守，含有数个在无融合生殖发育过程中起作用的基因，且有多类转座因子，跨度达15-40 cM以上^{[45, 46, 47, 48]}；有趣的是，这些区域似乎是杂合的^{[48, 49]}。Grossniklaus等^{[49, 50, 51]}早在2001年就提出，无融合生殖由单一的主基因控制或由多个紧密连锁的基因复合体控制，它们位于减数分裂染色单体交换受抑制的区域。同样的现象在水稻^{[8, 50]}、玉米^[51]、Paspalum simplex^[52]、摩擦禾（Tripsacum dactyloides）^[53]等单、双子叶物种也存在，且相对有性生殖的近亲，无融合生殖物种中共分离的片段长度达15-40 cM^[50]，可以把它们当作单一的孟德尔遗传性状来看待^{[1, 54]}。这说明无融合生殖物种中存在大片段连锁的现象或同一染色体中连锁及非连锁的片段同时存在。基于这些发现，在Hieracium caespitosum的无融合生殖研究中采用了缺失作图的方法来定位与无融合生殖有关的片段^[21]，但还是无法对实际存在的紧密连锁大片段中的基因进行作图/定位。此外，也有不连锁多基因、单基因控制无融合生殖的研究报道^{[48, 55, 56]}。对于不连锁多基因控制的无融合生殖，基因间通过表达量的变化及互作来实现生殖模式的变化^[56]。在所有生物中先发现无融合生殖由单基因控制，后又发现是由多基因控制的^[21]。研究发现，平邑甜茶（Malus hepehensis var. pingyiensis）的无融合生殖以显性单基因质量性状为主，也有数量性状效应^[57]。

研究表明，有性生殖过程可能受表观遗传学调控的某些突变或下调基因控制而导致无融合生殖^{[2, 50, 58]}，并将其称之为表观遗传模型。表观遗传模型可以解释无融合生殖发育过程中，不利于植物发育的无融合非减数分裂、单性生殖和假受精诱导自发胚乳形成3个过程同时共存的现象。因此表观遗传对无融合生殖的调控是宏观的，可以同时对上述过程和多个位点进行调控。另外，表观遗传模型也可解释无融合生殖的起源问题。目前一些学者认为，无融合生殖的起源是不同程度的突变累加的结果，但这一观点遭到多数学者的反对，因为这些效应同时出现的可能性不大，只有表观遗传的突变或者调控才会导致大规模基因的表达变化，因此利用表观遗传模型解释无融合生殖的起源更具有说服力^[2]。

目前对无融合生殖的表观遗传调控分子机制的研究主要集中在基因组印记和染色体水平的修饰两个方面。被子植物的基因组印记主要发生在胚乳中。在假配合无融合生殖中，胚的发育无需父本的贡献，而胚乳受精是必需的，以获得正确的2m：1p比，其背景正是通过基因组印迹使父母本基因组在表观遗传学上表现不同^[59]。DNA甲基化修饰可以使基因组印记发生改变从而导致胚乳的自主发育^[58]。Aguilar等^{[39, 60]}发现，在玉米胚珠中，基因组中的低甲基化可以诱导类似于无融合生殖的表型。在早期拟南芥的研究中发现，某些基因组的甲基化程度也与胚乳自主发育有关。基因表达的活性主要受染色体状态决定，染色体水平上的表观遗传调控使营养生长向生殖生长转变的机制尚不清楚。在对拟南芥ago 9突变体的研究发现，ARGONAUTE 9在胚珠体细胞中表达并调控配子体的分化过程，该突变体的胚珠可以形成多个类似于无孢子体类型的孢子，表明染色体水平上的修饰对无融合生殖的产生起着十分重要的作用^[28]。此外，Ravi等^[61]发现拟南芥中着丝粒特异表达组蛋白CENH3过量表达会产生单性生殖现象。

无融合生殖是由遗传基因控制的^[41]，并陆续发现了无融合生殖相关的基因^{[59, 62, 63, 64, 65, 66]}，其中一些与无融合生殖胚乳形成有关，如FIS类基因、MSI1基因^{[59, 62, 67, 68]}；一些与胚的形成有关，如rolB 基因、PGA6/WUS基因、BBM基因、SERK类基因和LEC类基因^{[63, 64, 65]}；还有一些与减数分裂相关，如SWI1基因、SPL/NZZ基因^{[69, 70]}，但这些基因在不同物种中并不是等效的，如与胚形成有关的SERK基因在平邑甜茶和四倍性后代花前各试材的表达差异大于花后时期，但表达强度与胚胎发育时期和无融合生殖率高低没有确切关系^[71]。Marimuthu等^[72]通过拟南芥MiMe与dyad突变体杂交，获得了34%无性雌性或雄性配子转化成无融合合成的种子的子代个体，它们是其亲本的克隆，表明通过对有性植物中2-4个保守基因的操作，可以实现通过种子的无性繁殖。由于进行无融合生殖的植物大多数是多倍体，而且存在兼性无融合生殖，突变重组体很难得到，也不易进行分析，且无融合生殖类型多，过程和机制也不尽相同，所以从无融合生殖材料中克隆那些控制有性生殖途径和无融合生殖途径基因是很难的^[70]，但也有利用SCAR标记等分离无融合生殖基因^[21]、转基因^[73]的报道。

事实上，无融合生殖研究至今尚未确定其核心遗传元件^[39]，未分离到相关的基因^[74]。同时人们对基因如何控制无融合生殖，这些基因在整个基因组的分布及具体位置，在植物育种中如何整合这些基因的作用所知甚少。

已经证明，遗传定位是解决这些问题强有力的方法，它旨在将复杂的表型解析成各个对表型发生作用的称之为数量性状位点（Quantitative trait locus，QTL）的基因^[75]。遗传定位方法的原理是连锁分析，即在减数分裂中两同源染色体间的交换产生重组的配子，通过计算重组配子占总配子数量的比率来量化并检测基因间的连锁程度^{[76, 77, 78]}。分子标记技术的发展为连锁分析打开了方便之门，而连锁分析的最终目的是在构建遗传图谱的基础上定位与标记相连锁的基因/数量性状位点。Noyes等^[79]利用AFLP标记曾经对Erigeron属一个三倍体无融合生殖物种与一个二倍体有性生殖物种的杂交子代群体进行分析，定位出2个独立的控制无融合生殖的位点，表明不完全减数分裂与孤雌生殖是非连锁独立遗传的。以无融合山核桃（Carya cathayensis Sarg.）^[80]、美国山核桃（Carya illinoensis）为研究材料，我们在混合模型的框架内，在连锁分析的模型中整合了无融合生殖；新模型不但能准确地对标记的连锁进行估计，且能检测无融合生殖比率及减数分裂过程中遗传干扰的程度^[81]。此外，我们还发展了利用连锁分析来分析基因型到物种无融合现象多样化的模型^[82]，无融合生殖物种中定位QTL的模型^[83]，说明连锁分析可用于无融合生殖的研究。事实上，我们的研究表明，山核桃中存在印迹QTL^[84]，而印迹效应多与甲基化有关，进而产生表观遗传学的效应。

此外，自1993年分子标记首次用于无融合生殖研究以来^[85]，分子标记（RAPD、SCAR、AFLP、SSR）已在多种植物中用于区分同一物种中的无融合生殖与有性生殖^{[86, 87, 88, 89, 90, 91]}、无融合生殖个体的同一性鉴定（RAPD）^[92]，以及以无融合生殖个体为亲本的杂种后代鉴定（RAPD、RFLP）^{[93, 94]}与亲子代分析（SSR、RAPD）^{[95, 96]}，或发现与无融合生殖基因连锁的标记^{[48, 97]}。Ruiz等^[90]以柑橘（Citrus reticulata）为材料的研究结果表明，利用同工酶在有些群体中未能揭示出无融合生殖个体与有性生殖个体的差异，而利用 SSR 就可揭示出两者之间的差异；刘丽等^[98]在龙须草（Eulaliopsis binata）中开发了SSR引物，并证明开发的SSR引物可揭示龙须草生殖方式的复杂性，适用于龙须草遗传分析及亲缘关系鉴定。但其中生殖方式的区分往往是在已知有性与无融合生殖方式的前提下进行，并在此基础上进行mRNA、cDNA差显分析，不同程度地获得了一些与无融合生殖相关或无融合生殖特有的片段^{[44, 48, 99, 100, 101, 102, 103]}。例如，利用cDNA-AFLP对Paspalum simplex无融合生殖与有性生殖基因型进行转录组比较，发现了无融合生殖花发育特定阶段位于控制无融合生殖位点的扩增子^[38]。

实际上目前有多种方法可以研究植物无融合生殖，主要的方法有形态观察法、显微观察法（胚胎学观察^[104]、胼胝质的沉积观察、染色体数目观察）、生化鉴定法（包括化学成分分析与同功酶分析）、分子生物学方法（包括分子标记及无融合生殖相关基因的筛选和鉴定）^[42]、去雄套袋法、生长素测试法、测定无融合生殖植物中有性和无融合生殖发生比例的流式细胞种子筛选技术（尤其适用于鉴定需要假受精的无融合生殖种类方面）、外源标记基因转入法^[105]等。

形态学观察法中有包括异花授粉植物中产生整齐一致的后代或典型的母本后代、一籽多苗（多胚）现象等在内的7种可作为初步识别植物无融合生殖的形态特征^{[106, 107]}，但其要求亲本形态性状在某些方面要有显著差异，且该性状在杂种一代须表现为显性，这样可用的遗传性状并不多^{[42, 105]}，且有时形态性状与无融合生殖并无关系，如苎麻（Boehmeria nivea）的多胚现象^[108]。

流式细胞仪主要用于无融合生殖植物中有性和无融合生殖发生比例的鉴定^[75]，可以鉴定体细胞染色体倍性^[57]，因为有研究发现，无融合生殖能力与倍性存在一定的相关性^[16]，同时，流式细胞仪还可以用于无融合生殖方式的鉴定，如有性生殖的种子胚乳与胚的倍性比为1.5：1，不需要假受精的无融合生殖种子胚乳与胚的倍性比为2：1，需要假受精的无融合种子胚乳与胚的倍性比为 2.5：1；如果同时出现胚乳与胚的倍性比为1.5：1及2：1，则既进行了有性生殖，又进行了不需要假受精的无融合生殖^{[109, 110]}。

同功酶法主要用一些同功酶来判断无融合生殖个体其同功酶的一致性/整齐度^{[111, 112]}及区分有性生殖与无融合生殖，但同工酶分析法要求亲本在酶谱上有差异。在植物的群体研究中，仅有10-20 种同工酶表现出位点的多态性，且目前还没有发现与无融合生殖紧密连锁的酶^[42]。

最近，Tucker和Okada等^{[30, 31]}使用激光捕获显微切割（Laser capture microdissection，LCM）技术分离出无融合生殖Hieracium 属胚囊形成早期阶段的3种细胞类型（SO细胞、AI细胞、早期无孢子生殖胚囊细胞），并从这3种细胞类型中分别提取RNA来研究无孢子生殖胚囊形成过程中的基因表达调控。研究发现，AI细胞和EAE的转录组十分相似，证明AI细胞在进行有丝分裂之前就已经转化成了一个无孢子生殖胚囊^[31]。

综上所述，形成无融合生殖的途径有多种，机理也很复杂。在对Hieracium属植物无融合生殖研究中发现了3条偏离有性生殖而发生的无融合生殖途径；在Hieracium caespitosum中有2个DNA区域共同控制2种无融合生殖途径^[21]。因此，对于无融合生殖的鉴定与研究，单从一个方面的研究来下结论可能会有较大的差别，所以要结合胚胎学、细胞学、遗传学、分子生物学等多种方法对无融合生殖进行客观的分析。